Identifizierung und Charakterisierung von “fragile sites” und Vergleich mit Neoplasie-assoziierten und evolutionär fixierten Chromosomenbruchpunkten der Hominidae. Dissertation zur Erlangung des akademischen Grades doctor rerum naturalium (Dr. rer. nat.) vorgelegt dem Rat der Biologisch-Pharmazeutischen Fakultät der Friedrich-Schiller- Universität Jena von Dipl. Biol. Kristin Mrasek geboren am 08.08.1972 in Mühlhausen Gutachter: 1. PD Dr. rer. nat. med. habil. T. Liehr / Jena 2. Prof. Dr. rer. nat. K. Sperling / Berlin 3. PD Mag. Dr. I. Verdorfer / Innsbruck, Österreich Tag der öffentlichen Verteidigung: 25.05.2009 Inhaltsverzeichnis 1 Einleitung …………………………………………………………………………………. 1 1.1 Zytogenetik ……………………………………………………………………..… 2 1.2 Molekulare Zytogenetik …………………………………………………….......… 3 1.2.1 Zeitliche Entwicklung der Fluoreszenz in situ Hybridisierung (FISH) ……… 3 1.2.2 Prinzip der Fluoreszenz in situ Hybridisierung (FISH) ……………………… 4 1.2.3 Sondentypen ……………………………………………………………….… 5 1.3 Fragile sites (FS) …………………………………………………………………... 5 1.3.1 Rare FS (rFS) ………………………………………………………………… 6 1.3.2 Common FS (cFS) ………………………………………..…………………. 6 1.3.2.1 Merkmale von cFS ………………………………………………………. 7 1.3.2.2 cFS und Evolution ………………………………………………………. 8 1.3.2.3 cFS und Neoplasien …………………………………………………….. . 9 1.4 Fragestellung der Arbeit ………………………………………..………………… 11 2. Material und Methoden ………………………………………………………………….... 13 2.1 Untersuchungsmaterialien ………………………………………………………... 13 2.1.1 Kultivierung EBV-transformierter Zelllinien ………………………………... 13 2.1.2 Chromosomenpräparation ………………………………................................. 14 2.1.2.1 Chromosomenpräparation aus Blut ………………………………….…… 15 2.1.2.1.1 Vergleichslymphozytensuspension …………………………………. 15 2.1.2.1.2 Aphidicolin-behandelte Lymphozytensuspension …………………... 15 2.1.3 Objektträgerpräparation für FISH ……………………………………………. 16 2.2 Verwendete DNA-Sonden ………………………………………………………… 16 2.2.1 BAC-Sonden .………………………………………………………………… 16 2.2.2 Mikrosezierungs-Sonden………………………………………………….…… 17 2.2.2.1 Mikrosezierung von Chromosomen ……………………………………… 17 2.2.3 Zentromer-Sonden ……………………………………………………………. 19 2.3 Molekulargenetische Techniken ……………….…………………………………. 19 2.3.1 Kultivierung von Escherichia coli (E.coli) .………………………………….. 19 2.3.2 Isolierung der Plasmid-DNA …………………………………………………. 20 2.3.3 Bestimmung des DNA-Gehaltes und Reinheit der Plasmid-DNA …………… 21 2.3.4 Polymerasekettenreaktion …………………………….………………………. 21 2.3.4.1 DOP-PCR ………………………………………………………………… 22 2.3.4.1.1 Amplifizierung mikrosezierter Chromosomenfragmente …………… 23 2.3.4.1.2 Amplifizierung der Plasmid-DNA ………………………………..… 25 2.3.4.1.3 Reamplifizierungs-PCR ……………………………………..……… 25 2.3.4.1.4 Markierungs-PCR ……………………………………..……………. 26 2.3.5 Nick-Translation …………………………………………………..…………. 27 2.3.6 DNA-Fällung ………………………………………………………………… 28 2.4 Molekulare Zytogenetik …………………………………………………………... 29 2.4.1 Hybridisierung der DNA-Sonden.............................................................. ……. 31 2.4.1.1 Vorbehandlung der OTs mit Aphidicolin-induzierter Suspension ………. 31 2.4.1.2 Pepsinvorbehandlung der OTs …………………………………………... 31 2.4.1.2.1 OTs mit Aphidicolin-induzierten Suspensionen ………………….... 32 2.4.1.2.2 OTs mit Tumor-Lymphozytensuspension/Zelllinien ………………. 32 2.4.1.3 Denaturierung der chromosomalen DNA ………………….…………….. 32 2.4.1.4 Denaturierung und Hybridisierung der Sonden-DNA …………………… 32 2.4.2 Posthybridisierungswaschung und Detektion ......................................... …….. 33 2.4.2.1 Endwaschung von pcp’s/wcp’s, Zentromersonden …………………….... 33 2.4.2.2 Endwaschung der BAC-Klone ……………………………………….….. 34 2.4.3 Auswertung ....................................................................................................... 35 2.5 Datenbanken ………………………………………………………………..……… 35 3. Ergebnisse ............................................................................................................................... 36 3.1 Häufigkeit Aphidicolin-induzierbarer FS in Lymphozyten …………….……….. 36 3.1.1 Häufigkeit in unterschiedlichen Bandenstadien und Individuen ……………... 36 3.1.1.1 Bruchrate pro MPP in verschiedenen Bandenstadien …………………..… 37 3.1.1.2 Aphidicolin-induzierte FS ………………………………….…………..… 38 3.1.1.3 Vergleich der Häufigkeit von FS in verschiedenen Bandenstadien ……… 42 3.1.2 Häufigkeitsverteilung Aphidicolin-induzierter FS innerhalb des Genom……... 45 3.2 Molekularzytogenetische Kartierung von FS an humaner Aphidicolin-induzierter Lymphozytensuspension ........................................................................................... 46 3.2.1 Exakte molekularzytogenetische Kartierung ...................................................... 47 3.2.1.1 Molekularzytogenetische Kartierung der cFS FRA2H ………………….. 47 3.2.1.2 Molekularzytogenetische Kartierung der cFS FRA2J …………………... 49 3.2.1.3 Molekularzytogenetische Kartierung der cFS FRA4C ………………….. 49 3.2.1.4 Molekularzytogenetische Kartierung der cFS FRA7J …………………... 50 3.2.1.5 Molekularzytogenetische Kartierung der cFS FRA10F ………………… 51 3.2.2 Beschreibung der molekularzytogenetischen Lage von FS ............................... 52 3.2.2.1 cFS FRA1A ……………………………………………………………… 53 3.2.2.2 Überblick über FS mit Teilkartierungen ………………………………… 54 3.2.2.3 Überblick über FS mit Einzelhybridisierungen …………………………. 55 3.3 Vergleichende Analyse evolutionärer Bruchpunkte mit „fragile sites“ ............... 56 3.3.1 Evolutionäre Bruchpunkte ……………………………………………………. 56 3.4 Vergleichende Analyse Neoplasie-assoziierter Bp mit „fragile sites“ .................. 59 3.5 Datenbankanalyse der kartierten FS .............................................................……. 62 3.5.1 Neoplasie-assoziierte Gene innerhalb der FS ………………………………… 62 3.5.2 Krankheits-assoziierte Gene innerhalb der FS ……………………………….. 63 3.5.3 Repeat-Analyse ……………………………………………………………….. 65 4. Diskussion ………………………………………………………………………….………. 67 4.1 Fluoreszenz in situ Hybridisierung (FISH) und „Bacterial artifical chromosomes“ (BACs) …………………………………………………………………………………. 67 4.2 Häufigkeitsverteilung der FS …….……………………………………………….. 69 4.2.1 Vergleich der Häufigkeiten von FS in verschiedenen Bandenstadien ……….. 72 4.3 Zytogenetische und molekularzytogenetische Lagebestimmung …………..…… 73 4.3.1 Erstellung einer “fragilen Karte” ……………………………………………... 75 4.4 Kartierung von chromosomalen Bruchregionen (cFS) an Aph-induzierten Lymphozytensuspensionen (IA, IIA, IIIA) ……………………………………… 76 4.4.1 CFS, evolutionär konservierte und Neoplasie-assoziierte chromosomale Bruchpunkte …………………………………………………………………... 78 4.4.1.1 Vergleich evolutionär konservierter Bp und FS ………………………… 81 4.4.1.2 Vergleich Neoplasie-assoziierter Bp und FS ……………………………. 83 4.4.1.3 Charakteristika von cFS …………………………………………………. 87 4.4.1.3.1 Sequenzeigenschaften …………………............................................. 87 4.4.1.3.2 Gene in FS und mögliche assoziierte Erkrankungen ……….............. 91 4.5 Chromosomenbruchsyndrome ……………………………………………………. 95 4.6 Fragilität – warum sind chromosomale Bereiche fragil ? ……………………….. 96 4.7 Ausblick …………………………………………………………………………….. 98 5. Zusammenfassung …………………………………………………………………………. 99 6. Literatur ……………………………………………………………………………….. I-XXV 7. Abkürzungsverzeichnis …………………………………………………..…… XXVI-XXVII 8. Anhang …………………………………………………………………….…. XXVIII-CXCII 9. Lebenslauf …………………………………………………………………………… CXCIII 10. Publikationen ……………………………………………………………… CXCIV-CXCVI 11. Danksagung 12. Eidesstattliche Erklärung Abbildungsverzeichnis Abb. 1.2.2a: Schematische Darstellung der Fluoreszenz in situ Hybridisierung (FISH) … 4 Abb. 1.2.2b: Sondenmarkierung über Nick-Translation ………………………………….. 4 Abb. 1.3.2.1: Modell der cFS-Expression ………………………………………………..... 8 Abb. 1.3.2.3: „Breakage-fusion-bridge“-Modell zur Entstehung einer Genamplifikation ... 10 Abb. 1.4: Flussdiagramm zur Umsetzung der Fragestellung der vorliegenden Arbeit … 12 Abb. 2.1.2.1.2a:Strukturformel Aphidicolin ………………………………………………….. 15 Abb. 2.1.2.1.2b:Schematische Darstellung der DNA-Replikation …………………………… 16 Abb. 2.3.4: Prinzip der PCR ……………………………………………………………… 22 Abb. 3.1.1: MPP einer Aphidicolin-induzierten Suspension ……………………………... 36 Abb. 3.1.1.1a: Darstellung des prozentualen Anteils der analysierten MPP in verschiedenen Bandenstadien am Bsp. Der Suspension IA …………………………………… 37 Abb. 3.1.1.1b: Darstellung der Bruchrate in den MPP in verschiedenen Bandenstadien ……. 38 Abb. 3.1.1.2a. Darstellung neu beschriebenen FS anhand des invertiertem DAPI ………….. 39 Abb. 3.1.1.2b: Darstellung aller fragilen Regionen nach Aphidicolin-Induzierung …………. 41 Abb. 3.1.1.3: Vergleich der Suspensionen IA, IIA, IIA hinsichtlich des Vorkommens von FS des Chromosoms 10 in verschiedenen Bandenstadien ……………………….. 44 Abb. 3.2.1.1a: Darstellung der Hybridisierungsergebnisse von FRA2H im invertiertem DAPI 48 Abb. 3.2.1.1b: Grafische Darstellung der FRA2H mit Angabe der zytogenetischen Gene ….. 49 Abb. 3.2.1.4a: Darstellung der Hybridisierungsergebnisse von FRA7J im invertiertem DAPI.. 50 Abb. 3.2.1.4b: Grafische Darstellung der FRA7J mit Angabe der zytogenetischen Gene …... 51 Abb. 3.2.1.5a: Darstellung der Hybridisierungsergebnisse von FRA10F im invertiertem DAPI 52 Abb. 3.2.1.5b: Grafische Darstellung der FRA10F mit Angabe der zytogenetischen Gene …. 52 Abb. 3.2.2.1a: Darstellung der Hybridisierungsergebnisse von FRA1A im invertiertem DAPI 53 Abb. 3.2.2.1b: Grafische Darstellung der FRA1A mit Angabe der zytogenetischen Gene ….. 54 Abb. 3.3.1: Darstellung der Hybridisierungsergebnisse von evolutionären Makro- und Mikrorearrangements mittels invertiertem DAPI …………………………… 58 Abb. 3.4a: Darstellung der Bruchpunktkartierung an den Zelllinien A-431 und SAOS-2 59 Abb. 3.4b: Darstellung der zytogenetischen Gene in der Bruchpunktregion der Zelllinien A-431 und SAOS-2 ………………………………………………………….. 60 Abb. 4.2: Bsp. für Aphidicolon-induzierte FS des Folsäure-Typ und BrdU-Typ …….... 71 Abb. 4.2.1: Darstellung der unterschiedlichen Bandenstadien im invertiertem DAPI …... 72 Abb. 4.4a: Darstellung eines 2-Bruchereignisses innerhalb einer fragilen Region ……... 77 Abb. 4.4b: Bsp. für variable FS-Expression im Bereich von 7p22 …………………….... 77 Abb. 4.4.1.2: Grafische Darstellung der möglichen Ursachen chromosomaler Instabilität ... 85 Abb. 4.6: Instabilitätsmodell für cFS …………………………………………………… 97 Tabellenverzeichnis Tab. 2.1: Auflistung der verwendeten Suspensionen ………………………………….. 13 Tab. 2.2.2: Verwendete DNA-Banken …………………………………………………... 17 Tab. 2.3.4.1.4a: Wellenlängen der verwendeten Fluorochrome ……………………………... 26 Tab. 2.3.4.1.4b: Verwendete Haptene ………………………………………………………... 27 Tab. 2.5.3: Fluorochrome mit ihren Absorptions- und Emissionsmaxima ……………… 35 Tab. 3.1.1. Anzahl der analysierten MPP pro Suspension ………………………………. 36 Tab. 3.1.1.1: Durchschnittliche Bruchrate pro MPP pro Bandenstadium …………………. 37 Tab. 3.1.1.2a: Auflistung aller Chromosomen mit Angabe der Anzahl an FS ……………… 40 Tab. 3.1.1.2b: Auflistung aller Chromosomen mit statistischer Angabe des Abstandes der FS 40 Tab. 3.1.1.3a: Aufstellung der zytogenetischen Banden mit Einmal-Bruchereignis ………... 42 Tab. 3.1.1.3b: Auflistung neu beschriebener FS, welche nicht in allen 3 Suspensionen identifiziert wurden …………………………………………………………... 42 Tab. 3.1.1.3c: Auflistung einiger FS, ihrer zytogenetischen Lage und Häufigkeit …………. 43 Tab. 3.1.2a: Auflistung einiger FS mit Lokalisatio und Häufigkeit in % ………………… 45 Tab. 3.1.2b: Exemplarische Darstellung der unterschiedlichen Expressionshäufigkeiten ... 45 Tab. 3.2: Auflistung aller bearbeiteten FS ……………………………………………... 47 Tab. 3.2.1.1: Angabe der verwendeten BACs zur Kartierung von FRA2H ……………….. 48 Tab. 3.2.2.2: Auflistung aller FS mit Teilkartierung ………………………………………. 55 Tab. 3.2.2.3: Auflistung aller FS mit Einzelhybridisierungen ……………………………... 56 Tab. 3.3.1: FS und evolutionäre Bruchpunkte …………………………………………… 57 Tab. 3.4: Auflistung der bearbeiteten Tumorzelllinien und der Patientensuspension im Vergleich zu FS ………………………………………………………………. 61 Tab. 3.5.1: Auflistung von FS und Neoplasie-assoziierten Genen ………………………. 62 Tab. 3.5.2: Auflistung von FS und Krankheits-assoziierte Gene ………………………... 64 Tab. 3.5.3: Zusammenstellung aller bearbeiteten FS mit Repeat-Analyse-Ergebnissen … 65 Tab. 4.2a: Auflistung der FS, deren Vorkommen nur in einer der 3 untersuchten Suspensionen zu beobachten war …………………………………………….. 70 Tab. 4.2b: Vergleich der FS hinsichtlich ihres Vorkommens in den Suspensionen …….. 71 Tab. 4.2c: Aph-induzierbare FS, welche nicht dem Aph-Typ angehören mit Vergleich der Häufigkeitsangaben aus Veröffentlichungen ………………………………… 71 Tab. 4.3: Auflistung von FS an der Grenze zu GTG-hellen zu GTG-dunklen Banden ... 74 Tab. 4.4.1: Gegenüberstellung zytogenetische Bande, Neoplasie-assoziierter Bp/ Erkrankung, FS und evolutionärer Bp ………………………………………... 79 Tab. 4.4.1.1: Auflistung veröffentlichter FS/in dieser Arbeit Kartierter im Vergleich mit evolutionär konservierten Bp ………………………………………………… 81 Tab. 4.4.1.2. Vergleich FS auf molekularzytogenetischer Ebene mit bekannten Neoplasieassoziierten Bp ……………………………………………………………….. 83 Tab. 4.4.1.3.1a:Angabe bisher kartierter FS und deren GC-Gehalt …………………………… 88 Tab. 4.4.1.3.1b:Durchschnittlicher GC-Gehalt der FS im vergleich zu ermittelten Durchschnittswerten des menschlichen Genoms …………………………….. 88 Tab. 4.4.1.3.2: Auflistung von FS, die Gene mit Zellfunktionen beinhalten ………………… 92 1 Einleitung 1 1 Einleitung Teilhard de Chardin S.J. (1881-1955): "Die Evolution des Menschen hat ihren Höhepunkt keinesfalls schon erreicht ...; sie ist vielmehr in unserer Zeit in vollem Aufschwung." Der schwedische Naturforscher Carl von Linne (1701-1778) veröffentlichte 1758 in seinem Buch „Systema Naturae“ erstmals ein Klassifikationssystem der Arten und gilt seither als Begründer der Taxonomie. Er versah den Menschen mit dem Namen „Homo sapiens“ und fasste ihn mit den Affen in die Ordnung der Primaten zusammen. Den „großen Affen“ zugehörig sind Gorilla, Schimpanse und Orang-Utan, wobei der Mechanismus der Hominidae-Evolution bzw. die Dynamik der Genomorganisation bisher noch nicht detailliert aufgeklärt werden konnte. Bekannt ist, dass zwischen unterschiedlichen Spezies Reproduktionsbarrieren existieren, welche u.a. durch chromosomale Rearrangements (z.B. para- und perizentrische Inversionen, Robertsonsche Translokationen) verursacht sind (Zernahle, 1983). Zahlreiche solcher evolutionär konservierter Bruchpunkte, welche diverse Umbauten während der Evolution des humanen Genoms markieren, sind in den letzten Jahren m.H. molekularer bzw. molekularzytogenetischer Methoden aufgeklärt worden (Feuk et al., 2005; Newman et al., 2005; Gross et al., 2006; Weise et al., 2007). Die Frage, ob die chromosomale Evolution der Säugetiere angetrieben wird durch Regionen von erhöhter chromosomaler Brüchigkeit, wird schon seit längerem in der Literatur diskutiert (Pevzner und Tesler, 2003; Ruiz-Herrera et al.; 2006, Robinson et al., 2006). Solche Regionen werden als „Fragile Sites“ (FS) bezeichnet und wurden 1965 erstmals durch Dekaban beschrieben. Definiert sind FS als Chromosomenabschnitte, in denen es unter bestimmten Kulturbedingungen zu einer erhöhten chromosomalen Bruchneigung kommt (Sutherland, 1977). Sie unterliegen einer generellen Einteilung in „rare Fragile Sites“ (rFS) und „common Fragile Sites“ (cFS) in Abhängigkeit ihres Vorkommens in der Population und ihrer Induzierbarkeit. Genomische Instabilität in Form von Mutationen und chromosomalen Rearrangements können, neben ihrer Rolle in der Evolution, auch assoziiert sein mit bestimmten klinischen Ausprägungen. Das bekannteste Beispiel ist die rFS FRAXA in Xq27.3 lokalisiert, welche mit dem klinischen Bild des „Fragiles X-Syndroms“ einhergeht (Sutherland et al., 1979c). Des Weiteren beispielsweise die „Fanconi Anämie“, welche 1927 erstmals durch Guido Fanconi beschrieben wurde und 1964 als eine durch chromosomale Instabilität gekennzeichnete Erkrankung identifiziert wurde (Schroeder et al., 1964). Eine Verbindung von FS und chromosomalen Rearrangements in Leukämien und Krebserkrankungen wurde schon früh postuliert und auf zytogenetischer Ebene beschrieben (Yunis und Soreng, 1984; Hecht und Sutherland, 1984; Hecht, 1988; De Braekeleer et al., 1985; De Braekeleer, 1987; Le Beau, 1986). Die hier vorliegende Arbeit hat die vergleichende molekularzytogenetische Analyse von fragilen Bereichen des Genoms mit bereits auf molekularer bzw. molekularzytogenetischer Ebene identifizierten evolutionären und Neoplasie-assoziierten Bruchpunkten zum Ziel. Dabei stellt die Kartierung bisher nur auf zytogenetischer Grundlage charakterisierter FS einen zentralen Bestandteil dar. Es kann gezeigt werden, dass evolutionär konservierte Bruchpunkte zu einem hohen Anteil innerhalb von fragilen Bereichen des Genoms liegen, im Gegensatz zu Neoplasie-assoziierten chromosomalen Veränderungen (Translokationen, Inversionen). Diese Ergebnisse tragen weiter zum besseren Verstehen der Karyotypevolution bei. Die Auswertung und nachfolgende Datenbankanalyse der FS ermöglichen einen tieferen Einblick in die Mechanismen der chromosomalen Fragilität. Des Weiteren ist es möglich zahlreiche, bisher nicht beschriebene FS zu identifizieren. 1 Einleitung 2 1.1 Zytogenetik Bereits 1873 beobachtete Anton Schneider an Plathelminthen, dass sich der Zellkern nach Zugabe von Essigsäure in „Fäden“ verwandelte. Der Name „Chromosom“ wurde von dem Anatomen Waldeyer 1888 vorgeschlagen, nachdem der Zytologe Flemming 1880 den Begriff „Chromatin“ als färbbare Substanz des Zellkernes eingeführt hatte. In den 1860er Jahren wurden von Gregor Mendel die „Mendelschen Gesetze“ anhand von Kreuzungsversuchen mit Erbsenpflanzen formuliert, ohne Kenntnis des Begriffs Chromosom und der zugrunde liegenden Ursachen. Erst zu Beginn des 20. Jahrhunderts (1903) entwickelten Sutton und Boveri die „Chromosomentheorie der Vererbung“ und formulierten damit die Grundlagen der modernen Genetik. Vorraussetzung für die Entwicklung der Zytogenetik war die Etablierung geeigneter Methoden. Dazu gehörte die Möglichkeit einer Arretierung der Chromosomen im Metaphasestadium (Bayreuther, 1952) sowie die Einführung der hypertonen Behandlung der Zellen (Hsu, 1952). Im Jahr 1956 war es Tjio und Levan durch eine verbesserte Chromosomenpräparation gelungen, die korrekte Anzahl von 46 Chromosomen zu bestimmen, nachdem zuvor Painter die Chromosomenzahl des Menschen auf 48 festgelegt hatte (Painter, 1923). Die ersten numerischen Chromosomenveränderungen wurden 1959 beschrieben (Trisomie 21: Lejeune et al., 1959; Klinefelter-Syndrom: Jacobs und Strong et al., 1959; Turner-Syndrom: Ford et al., 1959), gefolgt von der Beschreibung der Trisomie 13 (Pätau et al., 1960) und des Cri du Chat-Syndroms (Lejeune et al., 1963). Die Einführung von Methoden zur Bänderung von Chromosomen, wie das „Q-Banding“, welches auf dem bevorzugten Anfärben AT-reicher DNA mit Quinacrin oder Quinacrindihydrochlorid beruht (Caspersson et al., 1970), ermöglichte die Unterscheidung der einzelnen humanen Chromosomen. Eine Reihe von Bänderungsverfahren wurden in den folgenden Jahren entwickelt und ermöglichten eine genauere Strukturanalyse der Chromosomen. So kommt seit 1971 das GTG-Bänderungsverfahren (G-bands by Trypsin using Giemsa) zum Einsatz, welches durch Seabright entwickelt wurde. Hierbei wird vor der Behandlung mit Giemsa kontrolliert mit Trypsin verdaut. Die GTG-Bänderung stellt bis heute eine Standartmethode der Zytogenetik dar. Eine weitere Methode ist das „R-Banding“ – hierbei wird vor der Giemsafärbung eine Salzsäuredenaturierung durchgeführt, wodurch ein zur GTG-Bänderung reverses Bandenmuster entsteht (Dutrillaux und Lejeune, 1971). Das sog. CBänderungsverfahren ermöglicht es, heterochromatische Bereiche der Chromosomen anzufärben (Arrighi und Hsu, 1971). Bei den Bänderungsverfahren (GTG-, Q-, R-) werden die Chromosomen mit chemischen Substanzen so behandelt, dass alternierend helle und dunkle Banden entstehen, welche hoch reproduzierbar sind. Durch diese Färbemethoden war es erst möglich, neben numerischen Chromosomenveränderungen, auch intra- und interchromosomale Rearrangements aufzuzeigen. Zu diesen gehören Translokationen (Austausch von chromosomalem Material zwischen Chromosomen), Duplikationen (Verdopplung von chromosomalem Material), Deletionen (Verlust von chromosomalem Material) wie auch Inversionen (Drehung von chromosomalem Material um 180°). Die Nomenklatur der humanen Chromosomen ist auf verschiedenen internationalen Konferenzen festgelegt worden und aktuell in der ISCN (International System for Human Cytogenetic Nomenclature; Shaffer und Tommerup 2005) festgehalten. Sie beruht im Wesentlichen auf der Unterscheidung heller und dunkler Banden (nach GTG-Bänderung), regelt die Nummerierung der GTG-Banden jedes Chromosoms und die Bezeichnung aller möglichen Chromosomen- und Karyotypveränderungen. Die genannten Verfahren zur Darstellung der Feinstruktur menschlicher Chromosomen werden derzeit weltweit routinemäßig, vor allem zu diagnostischen Zwecken, eingesetzt. Eine Weiterentwicklung der Zytogenetik ist die molekulare Zytogenetik, welche eine mit den konventionellen Färbemethoden nicht immer eindeutige Chromosomenveränderung bzw. Bruchpunktbestimmung ermöglicht. 1 Einleitung 3 1.2 Molekulare Zytogenetik Die molekulare Zytogenetik bedient sich in erster Linie einer Technik, welche als Fluoreszenz in situ Hybridisierung (FISH) bezeichnet wird. Mit Hilfe dieser Methode ist es möglich, bestimmte Chromosomen und Chromosomenabschnitte spezifisch zu markieren und eine Darstellbarkeit der Chromosomen nicht nur auf Metaphaseniveau, sondern auch im Interphasekern (IK) zu ermöglichen. 1.2.1 Fluoreszenz in situ Hybridisierung (FISH): Zeitliche Entwicklung Die Technik wurde bereits 1969 durch den amerikanischen Biologen Gall, welcher mit radioaktiv markierten RNA-Molekülen arbeitete, an Xenopus entwickelt (Pardue und Gall, 1969). 1981 konnten erstmals Gene mit radioaktiv markierten Sonden lokalisiert werden (Malcolm et al., 1981; Harper und Saunders, 1981; Gerhard et al., 1981). Die folgenden Jahre waren durch eine rasante Entwicklung der Methode gekennzeichnet. Bereits im gleichen Jahr (1981) war die Markierung der Nukleinsäuresequenz mit Biotin (Hapten) erfolgreich und löste zunehmend die radioaktive Markierungsmethode ab (Langer et al., 1981). 1986 wurde erstmals die Methode der FISH an humanen Chromosomen mit Hilfe des FITC-Avidin- Detektionssystems für Biotin beschrieben (Pinkel et al., 1986). Eine entscheidende Vorraussetzung für den Einsatz nicht radioaktiver Sonden stellte die Technik der Chromosomen in situ Suppressions-Hybridisierung dar (CISS, Lichter et al., 1988). Dabei werden repetitive (unspezifische) Sequenzen, die über das ganze Genom verteilt sind und bei einer Hybridisierung zu einer unspezifischen Fluoreszenz führen würden, durch eine Vorhybridisierung abgeblockt. Die erste erfolgreiche Hybridisierung mit mehreren Farben gelang 1989 (Nederlof et al., 1989). Eine weiterführende Entwicklung des Viel-Farben-FISH gelang 1996 mit der Entwicklung des SKY (Spectral Karyotyping) bzw. des M-FISH (Multiplex-FISH), wodurch es möglich wurde alle Chromosomen gleichzeitig, durch Kombination verschiedener Fluorochrome, zu markieren (Schröck et al., 1996; Speicher et al., 1996). Beide Techniken beruhen auf dem Einsatz von Ganz-Chromosomen-Sonden (wcp: „whole chromosome paint“) und unterscheiden sich hinsichtlich ihrer Aufnahmetechnik. Mit der Entwicklung von FISH-Bänderungsverfahren, bspw. des Chromosome-bar-code (Lengauer et al., 1992,1993), des Rx-FISH (Müller et al., 1998) oder des „high resolution multicolour banding“ (MCB, Chudoba et al., 1999; Liehr et al., 2002b; Weise et al., 2008) wurde eine methodische Weiterentwicklung der M-FISH-Technik erreicht. Die MCBSondensets der einzelnen Chromosomen wurden auch für vergleichende ZOO-FISH Untersuchungen verwendet (Mrasek et al., 2001, 2003). Aufbauend auf dem MCB erfolgte eine Zusammenführung der MCBs aller Chromosomen (138 regionsspezifische Mikrosezierungsbanken) zu einem Probenset (mMCB = „multitude multicolor banding“, Weise et al., 2003), welches ebenfalls Anwendung fand für ZOO-FISH Experimente (Weise et al., 2003; Gross et al., 2006). Mit der Entwicklung des MCBs wurde eine Bandenauflösung von mindestens 550 Banden pro haploiden Chromosomensatz erreicht. In Verbindung mit Verfahren zur Erhöhung der Chromosomenlänge in Metaphaseplatten (MPP) kann eine Auflösung von bis zu 850 Banden erreicht werden und die genaue Herkunft von GTGSubbanden können so untersucht werden (Lehrer et al., 2004). Ein weiterer Meilenstein wurde mit der Entwicklung des „Centromere-specific multicolor-FISH“ (CenM-FISH; Nietzel et al., 2001) zur Identifizierung von unbekanntem chromosomalen Materials gelegt. Mit Hilfe dieser Technik und der Etablierung eines sog. „Subcentromer-specific multicolor-FISH“ (SubcenM; Starke et al., 2003; Liehr at al., 2003) wurde eine Identifizierung und Charakterisierung von mittels GTG-Bänderung schwer zu identifizierenden 1 Einleitung 4 Chromosomenbruchstücken, den sog. Markerchromosomen (sSMC: small supernumerary marker chromosomes) möglich. 1.2.2 Prinzip der Fluoreszenz in situ Hybridisierung (FISH) Die Methode der in situ-Hybridisierung ermöglicht es, DNA- oder RNA-Sequenzen in Geweben, Zellen, intrazellulären Strukturen oder in spezifischen Chromosomenbereichen zu lokalisieren bzw. zu identifizieren. Eine Vorraussetzung für den rasanten Fortschritt der FISH war die Entwicklung der Polymerase-Kettenreaktion (PCR; Mullis 1986,1987; Saiki et al., 1988; siehe 2.3.4). 1992 gelang die erste „whole genome amplification“ mit Hilfe von degenerierten Oligonukleotiden (DOP-PCR, Telenius et al., 1992). Mit Hilfe der PCR ist es möglich, Fluorochrome (direkte Methode) oder Haptene (Biotin, Digoxigenin; indirekte Mehode) in die DNA einzubauen. Eine andere Methode der DNA-Markierung stellt die „Nick-Translation“ (Rigby et al., 1977) dar. Hierbei nutzt man die Reparaturfunktion der DNA-Polymerase I aus, um Nukleotide (Fluorochrome, Haptene) aufgrund von Einzelstrangbrüchen, welche als „nicks“ bezeichnet werden, einzubauen. Diese sog. DNASonden werden im nachfolgenden Schritt denaturiert, d.h. die DNA liegt dann einzelsträngig vor (unter Zugabe von COT-I-DNA, siehe 2.4). Ebenso erfolgt eine Denaturierung der zu untersuchenden Metaphasen bzw. Interphasekerne auf dem Objektträger (OT). Bei der anschließenden Hybridisierung kommt es zur Anlagerung der Sonden-DNA an homologe Sequenzen der unmarkierten Ziel-DNA auf dem OT. Eine anschließende Detektion der Hapten-markierten DNA mit Fluoreszenz-markierten Antikörpern (AK) ist bei der indirekten Markierungsmethode nötig. Die Auswertung der Fluoreszenzsignale erfolgt anschließend an einem Fluoreszenzmikroskop (siehe 2.4.3). Die nachfolgenden Abb. 1.2.2 a und b zeigen schematisch die Methode der Fluoreszenz in situ Hybridisierung mittels Markierungs-PCR und „Nick-Translation“ auf. Abb. 1.2.2 a (links) und b (rechts): Schematische Darstellung der Fluoreszenz in situ Hybridisierung (Quelle: Wikipedia). a: Eine Proben-DNA wird mit Fluoreszenzfarbstoff markiert, denaturiert und auf die ebenfalls denaturierte Ziel-DNA hybridisiert. Es kommt zur Anlagerung homologer DNA-Sequenzen, was eine nachfolgende Auswertung aufgrund der markierten Sonde am Fluoreszenzmikroskop ermöglicht. b: Eine Sondenmarkierung wird hier am Bsp. der Nick-Translation gezeigt, mit nachfolgender Denaturierung, Hybridisierung auf die ebenfalls einzelsträngige Ziel-DNA, Detektion mittels Antikörper und nachfolgender Fluoreszenz-mikroskopischer Auswertung. Der Vorteil dieser Methode in dem gleichzeitigen Einsatz mehrerer unterschiedlich markierter Sonden, so dass schnell mehrere Informationen von der Auswertung nur eines Präparates gewonnen werden können. Eine Vielzahl von Sonden kommen zur Anwendung. Ihr Einsatz ist abhängig von der jeweiligen Fragestellung und den unterschiedlichen methodisch 1 Einleitung 5 bedingten Grenzen. Die Molekulare Zytogenetik findet ein breites Anwendungsfeld, von der Routinediagnostik bis hin zur Beantwortung von Fragen der Grundlagenforschung. Mittels dieser Technik sind chromosomale Veränderungen in Abhängigkeit der eingesetzten Sonden rasch detektierbar. 1.2.3 Sondentypen Repetitive DNA-Sonden binden an DNA-Abschnitte mit einer großen Anzahl sich wiederholender DNA-Sequenzen (Zentromere, Telomere, Heterochromatin). Mit Hilfe der Chromosomen-Sonden ist der Nachweis ganzer Chromosomen (wcp: „whole chromosome painting“) oder nur von Chromosomenarmen (pcp: „partial chromosome painting“) möglich. Mittels „chromosome flow sorting“ (Speicher et al., 1996) oder über eine Glasnadel-basierende Mikrosezierung (Bates et al., 1996; Senger at al., 1997) kann eine Gewinnung dieser Sonden erfolgen. Lokus-spezifische Sonden kommen zum Einsatz, wenn gezielt ganz bestimmte Gene (z.B. für ein Mikrodeletionssyndrom) oder DNA-Sequenzen dargestellt werden sollen. Lokusspezifischen Sonden sind über ihre Basenabfolge genau definiert und können somit als FISHSonde für Kartierungsarbeiten verwendet werden. Für die Klonierung einer spezifischen Sequenz ist es nötig, diese in einen Vektor einzubauen und von einer geeigneten Wirtszelle vermehren zu lassen. Anschließend erfolgt die Isolierung der DNA, ihre Vermehrung und Markierung m.H. einer DOP-PCR (siehe 2.3.4.1). Es sind zahlreiche Vektoren, die sich in ihrem Wirtsorganismus und der klonierbaren DNA-Menge unterscheiden, bekannt. So gibt es z.B. virale Vektoren (Adenoviren), Cosmide (Lamda Phage, 0,03-0,04 Mbp), Plasmide (Eschericia coli, bis 0,3 Mb) und künstliche Chromosomen (Saccharomyces sereviciae, 0,02- 2,00 Mbp) (Sambrook et al., 1989). In der vorliegenden Arbeit kommen in erster Linie „bacterial artifical chromosomes“ (BACs) mit einer Größe von ca. 70-120 Kbp als Lokus-spezifische DNA-Sonden zum Einsatz. Dieses Klonierungssystem fand bei der Subklonierung von „yeast artifical chromosomes“ (YACs; Schlessinger, 1990) im Rahmen des „Human Genome Projects“ eine breite Anwendung (Shizuya et al., 1992). Im eigentlichen Sinne sind BACs keine Chromosomen, da sie ihren Ursprung im Fertilitätsplasmid prokaryontischer Bakterien, wie Eschericia coli, haben und somit zusätzlich zum eigentlichen Bakteriengenom vorliegen. Es können gleichzeitig mehrere solcher zirkulärer DNA-Moleküle in einer Bakterienzelle vorkommen, so dass eine größere Menge an DNA isoliert werden kann als z.B. aus Hefen. Ihrer leichten Handhabung wegen haben sich die BACs als Subklonierungssystem in den letzten Jahren durchgesetzt und die YACs zunehmend verdrängt, trotz oder gerade auch wegen ihrer kleineren klonierbaren Fremd-DNA-Menge. Eine „BAC-Kartei“, die das menschliche Genom fast vollständig abdeckt, ist eines der Ergebnisse des „Human Genome Projects“ und kann u.a. in der NCBI Datenbank (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/mapview/map_search.cgi?taxid=9606&query=rp3- 438l4) abgerufen werden. Mit Hilfe dieser Kartei ist es möglich, für fast jede Region des humanen Genoms BACs zu identifizieren, diese anschließend kommerziell zu erwerben und nachfolgend als FISH-Sonden verfügbar zu machen. 1.3 „Fragile Sites“ (FS) Chromosomale Regionen, welche nach Induktion oder seltener auch spontan als Chromosomen- bzw. Chromatidbrüche in Metaphasen auftreten, werden als „Fragile Sites“ (FS) bezeichnet. Diese Brüche sind nicht zufällig über das Genom verstreut, sondern treten gehäuft an bestimmten Chromosomenbanden auf. Sie wurden 1965 erstmals an humanen 1 Einleitung 6 Chromosomen beschrieben (Dekaban, 1965). Der Terminus „Fragile Site“ wurde 1970 durch die Beschreibung von Chromosomenbrüchen am langen Arm von Chromosom 16 geprägt (Magenis et al., 1970). Erst im Jahr 1977 fand man heraus, dass die Art der Lymphozytenkultivierung einen Einfluß auf die Entstehung von Chromosomenbrüchen hat (Sutherland, 1979 a, b, c). Nach der Häufigkeit ihres Auftretens und der Art ihrer Induzierbarkeit unterscheidet man „Common Fragile Sites“ (cFS) und „Rare Fragile Sites“ (rFS). FS sind gekennzeichnet durch eine partielle DNA-Replikationsinhibierung. Es wurde gezeigt, dass vor allem cFS involviert sind in Deletionen und Translokationen (Glover und Stein, 1988; Wang et al. 1997), in Schwester-Chromatid-Austausch (Glover und Stein, 1987; Lukusa et al., 1991), in intrachromosomale Genamplifikation (Coquelle et al., 1997) und als Integrationstellen von Virus-DNA (Rassool et al., 1991). Des Weiteren sind einige FS beschrieben, die kolokalisieren mit Bruchpunkten (Bp) von Deletionen (Arlt et al., 2002; Denison et al., 2003) und Translokationen (Krummel et al., 2000) in verschiedenen Tumoren. Auch wurde eine erhöhte cFS-Expression bei verschiedenen Erkrankungen, wie z.B. dem Seckel-Syndrom (Casper et al., 2004) beobachtet und FS werden in Verbindung gebracht mit der Ausbildung von Krankheiten (Debacker und Kooy, 2007a). 1.3.1 „Rare Fragile Sites“ (rFS) Die rFS werden in vitro durch Folat- oder Thymidinmangel induziert und treten, laut Definition, in weniger als 5% der Bevölkerung in Erscheinung. Sie sind gekennzeichnet durch eine erhöhte Tandemamplifikation von Trinukleotiden (CGG/CCG) oder AT-reichen Minisatelliten. Durch diese verlängerten Einzelstrang-CCG/CGG-repeat-Sequenzen kann es zur Bildung von stabilen Sekundär-non-B DNA-Strukturen (z.B. Haarnadelstrukturen) kommen (Nadel et al., 1995). Dies wiederum hat Einfluß auf die DNA-Replikation (Usdin und Woodford, 1995). Für die Expression der rFS sind 2 Anforderungen nötig: 1. methylierte und vollständig mutierte CCG/CGG-Repeats und 2. ein limitiertes Vorhandensein von dTTP oder dCTP zum Zeitpunkt der DNA-Synthese (Nancarrow et al., 1994). Die Mehrheit der rFS ist durch eine Folatsensitivität gekennzeichnet. Sie können bspw. durch ein Kulturmedium mit Folsäure- und Thymidinmangel induziert werden. Die Nicht-Folat-sensitiven rFS sind induzierbar durch Distamycin A und/oder Bromoxyuridin (BrdU) (Schwartz et al., 2006; Sutherland et al., 1980). Momentan sind 31 rFS in der NCBI 36.3-Datenbank aufgeführt. Davon sind 7 Folat-sensitive rFS molekular charakterisiert: FRAXA (Kremer et al., 1991), FRAXE (Knight et al., 1993), FRAXF (Parrish et al., 1994), FRA10A (Sarafidou et al., 2004), FRA11B (Jones et al., 1994), FRA12A (Winnepenninckx et al., 2006), FRA16A (Nancarrow et al., 1994) und 2 Nicht-Folat-sensitive rFS: FRA10B (Hewett et al., 1998), FRA16B (Yu et al., 1997). Das bekannteste Beispiel einer rFS führt zur Ausprägung des „Fragilen X-Syndroms“ und ist gekennzeichnet durch eine FS in Xq27.3 (FRAXA; Sutherland und Baker, 2000). Das Syndrom ist eine der häufigsten Ursachen erblicher geistiger Behinderung bei Jungen und ist gekennzeichnet von einer (CGG)-Trinukleotidexpansion von 200-2000 Kopien (normal: 4-55, 55-230: Prämutationsphase). Die meisten anderen rFS scheinen keine phänotypischen Auswirkungen zu zeigen (Sutherland, 1981; Takahashi et al., 1988a). 1.3.2 „Common Fragile Sites“ (cFS) „Common Fragile Sites“ (cFS) werden unter bestimmten Kulturbedingungen exprimiert, welche die DNA-Replikation (z.B. BrdU) hemmen bzw. durch die Anwesenheit geringer Mengen an Aphidicolin (Aph; Glover et al., 1984; Casper et al., 2002). Aphidicolin, ein spezifischer Inhibitor der DNA-Polymerasen a (Sheaff et al., 1991), d (Byrnes, 1984) und e 1 Einleitung 7 (Cheng und Kuchta, 1993) wird als Hauptagens für die cFS-Induktion verwendet (neben BrdU und 5-Azacytidin). CFS werden als Teil der normalen Chromosomenstruktur angesehen, wobei ihre Expressionshäufigkeit von Individuum zu Individuum variiert. Momentan sind 88 cFS in der NCBI 36.3-Datenbank aufgeführt, wobei jedoch die genaue Zahl an existierenden cFS nach Definition und Interpretation von verschiedenen Autoren stark schwankt (Kuwano et al., 1988; Simonic und Gericke, 1996; Durkin und Glover, 2007 u.a.). FRA3B (3p14.2) ist die am häufigsten induzierbare cFS (Smeets et al., 1986), gefolgt von FRA6E (6q26), FRA7H (7q32.3), FRA16D (16q23) und FRAXB (Xp22.3) (Glover et al., 1984). Zum gegenwärtigen Zeitpunkt sind 21 cFS molekular charakterisiert: FRA1H (Curatolo et al., 2007), FRA1E (Hormozian et al., 2007), FRA2G (Limongi et al., 2003), FRA3B (Wilke et al., 1996), FRA4F (Rozier et al., 2004), FRA6H (Fechter et al., 2007b), FRA6E (Denison et al., 2003), FRA6F (Morelli et al., 2002), FRA7E (Zlotorynski et al., 2003), FRA7G (Hellman et al., 2002), FRA7H (Mishmar et al., 1998), FRA7K (Helmrich et al., 2007), FRA7I (Ciullo et al., 2002), FRA9E (Callahan et al., 2003), FRA9G (Sawinska et al., 2007), FRA11F (Reshmi et al., 2007), FRA11G (Fechter et al., 2007a), FRA13A (Savelyeva et al., 2006), FRA13E (Fechter et al., 2007b), FRA16D (Krummel et al., 2000; Mangelsdorf et al., 2000), FRAXB (Arlt et al., 2002). Die Aphidicolin-induzierte Chromosomenbrüchigkeit betrifft ausgedehnte genomische Regionen in einer Größenordnung von ~0,5-10 Mbp und ist über das gesamte Genom verteilt. 1.3.2.1 Merkmale von cFS FS erstrecken sich über einen definierten DNA-Bereich, d.h. sie haben nicht immer exakt den gleichen Bp, sondern dieser variiert innerhalb der fragilen Region. Schon Anfang der 70-er Jahre wurde die Vermutung geäußert, dass FS aus der Unfähigkeit der DNA zur kompakten Faltung (Chaudhuri, 1972) resultieren. Es konnte gezeigt werden, dass eine ungewöhnliche Chromatinorganisation mit der FRA7G assoziiert ist (Hellman et al., 2002). In verschiedenen Studien wird die Vermutung geäußert, dass veränderte Chromatinstrukturen, wie Änderung in der Histonmodifikation, Verlust von Histonproteinen und Änderungen in der Chromosomenkondensation Einfluss haben auf den DNA-Reparaturprozess und die Zellzykluskontrollpunkte und somit auch auf die FS-Expression (Koundrioukoff et al., 2004; Wang, 2006). Ein eindeutiger Beweis für diese Hypothese steht aber noch aus. Hinsichtlich des Replikationszeitpunktes wurden zahlreiche cFS überprüft. Eine verzögerte Replikation scheint ein Merkmal sowohl der cFS wie auch der rFS zu sein (Handt et al., 2000; Le Beau et al., 1998; Hellman et al., 2000). Die späte Replikation resultiert u.a. in der Bildung von Sekundärstrukturen, welche die Replikationsgabel-Progression inhibieren. Untersuchungen zeigten, dass die Zugabe von Aphidicolin zu einer weiteren signifikanten Verzögerung der Replikationszeit von FRA3B und FRA16D führte (Wang et al., 1999; Palakodeti et al., 2004). Die spät-replizierende DNA an cFS scheint offensichtlich besonders sensitiv für weitere Verzögerung in Antwort auf Replikations-Inhibitoren zu sein und spielt eine Rolle in der cFS-Expression (Casper et al., 2002; Durkin und Glover, 2007). In verschiedenen Arbeiten konnte gezeigt werden, dass Defekte in den DNAReparaturmechanismen zu einer erhöhten Expression von cFS führen (Arlt et al., 2004; Casper et al., 2002). Casper und Mitarbeiter beschrieben ein Modell des zellulären Mechanismus der cFS-Expression (Casper et al., 2002). Durch einen Stillstand der Replikationsgabel verursacht, stellen sich exprimierte cFS als unreplizierte, einzelsträngige DNA-Abschnitte dar. Dadurch bedingt kommt es zu einem Zellzyklusarrest an den S- und/ oder G2/M-Kontrollpunkten (checkpoints), wodurch eine DNA-Reperatur ermöglicht wird. Unterlaufen Zellen diese Zellzyklus-Kontrollpunkte, kommt es zur Bildung zytogenetisch sichtbarer Chromosomenbrüche (siehe Abb. 1.3.2.1). 1 Einleitung 8 Abb. 1.3.2.1: Modell der cFS-Expression (modifiziert nach Casper et al., 2002) Eine erhöhte Flexibilität der DNA-Helix in Bereichen von cFS ist in den letzten Jahren beschrieben worden (Mishmar et al., 1998; Ried et al., 2000; Morelli et al., 2002 u.a.). Allerdings ist keine umfassende Analyse aller bisher molekular charakterisierten FS erfolgt. Ebenfalls wird die Vermutung aufgestellt, dass cFS durch AT-reiche DNA-Sequenzen gekennzeichnet sind (Arlt, et al., 2003). Eine weitere Arbeit zeigte, dass sehr große Gene in Bereichen von FS lokalisiert sind, welche in der neuronalen Entwicklung und bei Tumoren eine Rolle spielen (Smith et al., 2006). Beispiele hierfür sind das Parkin-Gen (1,37 Mbp; FRA6E), GRID-Gen (1,47 Mbp; FRA4F) oder das WWOX-Gen (1,11 Mb; FRA16D). Zusammenfassend kann gesagt werden, dass der Mechanismus der cFS-Entstehung trotz zahlreicher Forschungsergebnisse der letzten Jahre nicht restlos geklärt ist, eine rein DNASequenz- basierende Ursache scheint aber eher unwahrscheinlich. 1.3.2.2 cFS und Evolution Die evolutionäre Verwandtschaft zwischen dem Menschen und den großen Menschenaffen (Schimpanse, Gorilla, Orang-Utan) wurde bereits im 19 Jh. von Darwin (1859) und Huxley (1863) beschrieben. Der Begriff „Hominidae“ für den Menschen und seine Vorfahren wurde 1825 durch den Zoologen Gray geprägt. Heute fasst man die großen Menschenaffen und den Menschen zu den „Hominidae“ zusammen (Gee, 2001). Zu den „Hominoidae“ gehören neben den großen auch die kleinen Menschenaffen (Gibbon). Die Untersuchungen zu den Genomveränderungen zwischen Menschen und Menschenaffen trägt zu dem wachsenden Verständnis der Hominiden-Evolution bei. Chromosomale Veränderungen (z.B. Fusion, Inversion) bewirken Unterschiede in den Karyotypen und dienen der Artabgrenzung. Sie stellen somit eine wichtige Vorraussetzung für das Voranschreiten der Evolution dar. Neben den großen zytogenetisch sichtbaren Veränderungen, wie z.B. para- und perizentrische 1 Einleitung 9 Inversionen (Yunis und Prakash, 1982; Goidts et al., 2004; Mrasek et al., 2003) wurden in den letzten Jahren zunehmend auch kleinere chromosomale Umbauten beschrieben (Weise et al., 2005, 2007; Gross et al., 2006; Newman et al., 2005; Feuk et al., 2005). Zur Evolution von Genomen wurden von Nadeau und Taylor 1984 zwei Thesen aufgestellt: 1. Existenz von Chromosomenabschnitten, die zwischen den Arten konserviert sind 2. Vorkommen von Chromosomenrearrangements in zufälligen Chromosomenbereichen. Eine Bestätigung der 1. These erfolgte später anhand von Sequenzvergleichen zwischen verschiedenen Arten (Fujiyama et al., 2002; Li und Saunders, 2005) und molekularzytogenetischen Untersuchungen (Mrasek et al., 2001 und 2003; Weise et al., 2005, 2007; Newman et al., 2005; Feuk et al., 2005). Die 2. These wird dahingehend in Frage gestellt, dass die Verteilung evolutionärer Bruchpunkte über das Genom nicht gleichmäßig ist. Es werden „hot spots“ vermutet, in denen es während der Evolution immer wieder zu Bruchereignissen und damit verbunden zu chromosomalen Rearrangements kam und kommt (Pevzner und Tesler, 2003; Zhao et al., 2004; Peng et al., 2006; Robinson et al., 2006). Es zeigte sich, dass cFS hoch konservierte Regionen während der Säugetier-Evolution sind. Orthologe zu cFS des Menschen fand man in homologen Regionen zahlreicher anderer Spezies, einschließlich der Primaten (Schmid et al., 1985; Ruiz-Herrera et al., 2004), Katzen (Stone et al., 1993), Hunde (Stone et al., 1991), Mäuse (Mc Allister und Greenbaum, 1997) u.a. . Bereits 1984 beschrieben Yunis und Soreng die hohe Konserviertheit von cFS in homologen Bereichen der Gorilla- und Schimpansengenome (Yunis und Soreng, 1984). Smeets und van de Klunert wiesen nach, dass 30 unterschiedliche Chromosomenbanden, welche in evolutionäre Umbauten involviert sind, cFS im Menschen und/oder in einer der 3 untersuchten Primatenarten (Gorilla, Schimpanse, Orang Utan) expremierten (Smeets und van de Klunert, 1990). 2005 wurde durch die Arbeitsgruppe um Ruiz-Herrera beobachtet, dass ~89% der humanen Chromosomenbanden, welche Grenzen für ancestrale Chromosomensegmente darstellen, cFS und/oder intrachromosomale Telomer-ähnliche Sequenzen enthalten (Ruiz-Herrera et al., 2005a). Die meisten dieser Untersuchungen basierten auf vergleichenden G-Bänderundsstudien bzw. teilweise in einer Kombination mit ZOO-FISH (vergleichendes Chromosomen-Painting zwischen unterschiedlichen Spezies). Molekular-zytogenetisch vergleichende Analysen hinsichtlich einzelner FS erfolgten bisher nur an Wenigen, z.B. FRA3B in Maus (Matsuyama et al., 2003); FRA7K in Maus (Helmrich et al., 2006, 2007) und verschiedenen anderen FS in Primaten (Ruiz-Herrera et al., 2004). Ruiz-Herrera stellte die These auf, dass das Genom eine Zusammensetzung ist aus fragilen Bereichen, die evolutionär konserviert und empfänglich sind für Reorganisation und aus solchen Bereichen, die nicht den gleichen Grad an evolutionärer Plastizität aufweisen (Ruiz- Herrera et al., 2006). Trotz all dieser Untersuchungen konnte bisher nicht geklärt werden, ob und inwieweit die FS-Instabilität zur Karyotypevolution beiträgt und wie stark ihre Konserviertheit über die Artgrenzen hinaus Bestand hat. In dieser Arbeit wurde besonderes Augenmerk auf die molekular- bzw. molekularzytogenetisch charakterisierten evolutionären Bruchpunkte in vergleichenden molekularzytogenetischen Studien zu cFS gelegt. 1.3.2.3 cFS und Neoplasien Tumore können aus einer einzigen Vorläuferzelle als das Resultat einer Akkumulation von multiplen genetischen und epigenetischen Veränderungen entstehen, wie z.B. chemische oder physikalische Karzinogene, Virusintegration in Onkogene, Replikationsfehler oder auch durch veränderte DNA-Methylierung. Die Ansammlung von DNA-Schäden, welche in Punktmutationen, chromosomalen Rearrangements, Amplifikationen oder Deletionen resultieren, können die Bildung einer klonalen Tumorzelle mit unbegrenztem 1 Einleitung 10 Wachstumspotentiel bewirken (Hanahan und Weinberg, 2000). Bereits in den 1980-er Jahren wurde die Vermutung geäußert, dass eine Verbindung zwischen FS und chromosomalen Veränderungen in Neoplasien besteht (Yunis, 1984; Yunis und Soreng, 1984; Hecht und Sutherland, 1984; De Braekeleer et al., 1985; De Braekeleer 1987; Le Beau, 1986). Diese Vermutung basierte auf der Beobachtung, dass cFS und Bruchpunkte von Tumor-assoziierten Chromosomenveränderungen zytogenetisch in derselben Chromosomenbande auftraten. So beschrieben Yunis und Soreng, dass ~50% der chromosomalen Bruchpunkte, welche in Leukämien, Lymphomen und soliden Tumoren zytogenetisch identifiziert wurden, in Banden mit FS-Expremierung lagen (Yunis und Soreng, 1984). Beispielsweise liegt der Bruchpunkt der beim Burkitt-Lymphom am häufigsten auftretenden Translokation t(8;14) innerhalb oder in der Nähe des MYC-Lokus in FRA8C (Croce und Nowell, 1985). Molekulare und molekularzytogenetische Untersuchungen konnten zeigen, dass (zusätzlich zu Chromosomentranslokationen) die Deletionen von Tumorsupressorgenen und die Oncogen- Amplifikation häufig die Konsequenz von DNA-Strangbrüchen an FS sind. Beispielsweise wurde durch Shuster et al. eine Amplifikation der RIN-Gene in einem Plattenepithelkarzinom beschrieben, welche im Bereich der FRA11B liegen (Shuster et al., 2000). Es wurde ein Modell entwickelt, welches die Genamplifikation durch FS erklären sollte: „breakage-fusionbridge“- Modell (BFB; Coquelle et al., 1997). Abb. 1.3.2.3: „Breakage-fusion-bridge“-Modell zur Entstehung einer Genamplifikation (nach Büttel et al., 2004). Zahlreiche Untersuchungen gibt es zu den Genen, welche innerhalb der sehr häufig expremierten FS FRA3B liegen und als „fragile histidine triad gene“ (FHIT) bezeichnet werden. Diese können einer veränderten Expression in verschiedenen Tumorarten unterliegen und auch Tumor-spezifische Deletionen aufweisen (Huebner und Croce, 2001; Zimonjic et al., 1997 u.a.). Untersuchungen an FRA16D zeigten, dass die WWOX-Gene, welche innerhalb dieser FS lokalisiert sind, eine veränderte Expression als Resultat auf homozygote Deletionen zeigen und das Wachstum in vitro und das Tumorwachstum in vivo von Brustkrebszellen inhibieren (Bednarek et al., 2001; Ludes-Meyers et al., 2003; Pluciennik et al., 2006). Somit konnte das Vorhandensein von Tumorsupressorgenen in fragilen chromosomalen Regionen nachgewiesen werden. 1 Einleitung 11 In Zusammenhang mit FS werden auch onkogen wirkende Agentien diskutiert. Es wurde gezeigt, dass die Häufigkeit der FS-Expression in den Lungen aktiver Raucher sehr viel höher ist als bei Nichtrauchern, was den Einfluss von Nikotin auf die Chromosomenbruchrate an den FS aufzeigte (Stein et al., 2002). Des Weiteren sind FS als bevorzugte Integrationsstellen für onkogen wirkende Viren bekannt. Die erste Beschreibung einer humanen Papillomavirus (HPV)-Integration in eine FS erfolgte 1987 an HeLa-Zell-Chromosomen (Popescu et al., 1987). In den folgenden Jahren erfolgten zahlreiche Untersuchungen hinsichtlich der Virusintegration. Dabei konnte gezeigt werden, dass zahlreiche Virus-Integrationsstellen in FS-Regionen lagen (Wilke et al., 1996; Ferber et al., 2003; Thorland et al., 2000; Wentzensen et al., 2002 u.a.). Das bekannteste Bsp. ist die HPV-Integration in FRA8C. Aus dieser Integration resultiert immer eine Amplifikation der viralen Sequenzen und oft eine verstärkte Expression des MYC-Gens (Lazo et al., 1989). Eine andere Beobachtung, resultierend aus der Integration von HPV-18 in 8q22 (anhand einer Gebärmutterhals-Krebszelllinie), lässt die Vermutung zu, dass konformative und funktionale Charakteristika von Chromatin an den FS wichtig sind für die virale Integration (Gallego et al., 1994). Verschiedene Untersuchungen zeigten zudem, dass in Tumorpatienten eine verstärkte FSEpression nach Aph-Induzierung (Egeli et al., 2000; Tunca et al., 2000 und 2002) im Vergleich zur Kontrollgruppe vorlag. Die Manifestation der FS als zytogenetisch sichtbare Chromosomenbrüche könnte also eine mechanistische Rolle in der Initiation und Progression von Tumoren haben (Büttel et al., 2004). 1.4 Fragestellung der Arbeit Die Erforschung und Charakterisierung von FS ist, wie oben dargestellt, für viele Bereiche der Genetik von Bedeutung. So ist schon seit langem bekannt, das FS zytogenetisch in den selben Chromosomenbanden zu finden sind wie evolutionär konservierte Bruchpunkte und strukturelle Veränderungen in Neoplasien. Ein Sequenz-basierender Beweis der vermuteten Bruchpunktübereinstimmung steht aber weitestgehend noch aus. Grundlage dieser Arbeit ist eine molekularzytogenetisch vergleichende Analyse von fragilen Bereichen des Genoms (FS), evolutionär konservierten und Neoplasie-assoziierten Bruchpunkten. Durch diese Untersuchungen soll ein möglicher kausaler Zusammenhang der Ursachen der Chromosomenbruchentstehung aufgezeigt und auf bisher unbeantwortete Fragen bezüglich der Eigenschaften von FS Antworten gefunden werden. Zur Bearbeitung dieser Fragestellung sollen, neben der klassischen Zytogenetik, auch spezielle molekular-zytogenetische Verfahren zur Anwendung kommen. Im ersten Teil der Arbeit wird ein gesamt-genomisches Screening aller fragilen Bereiche an ca. 25.000 ausgewerteten Metaphaseplatten (MPP) und 3 unterschiedlichen Probanden durchgeführt. Es erfolgt eine Häufigkeitsbestimmung aller FS insgesamt, bzw. erstmals in Abhängigkeit von unterschiedlichen Bandenstadien, um einen möglichen Zusammenhang des Auftretens von Chromosomenbrüchen in Abhängigkeit von der Chromosomenkondensation sichtbar zu machen. Ein weiteres Ziel soll sein, eine „Fragile Karte“ aller über das Genom vorkommenden FS und erstmals eine einheitliche und vollständige Namensgebung zu erstellen. Für die Karyotypevolution des Menschen stellt sich u.a. die Frage, ob während der Evolution bestimmte chromosomale Bereiche als „hot spots“ für Translokationen, Inversionen, Duplikationen u.s.w. fungieren. Mit dieser Fragestellung beschäftigt sich der zweite, molekular-zytogenetische Teil dieser Arbeit. Es erfolgt zunächst eine Überprüfung evolutionär konservierter Bruchpunkte von Makro- und Mikrorearrangements der Hominoidae mit humanen chromosomalen fragilen Regionen. Zu diesem Zweck werden Lokus-spezifische Untersuchungen m.H. von BACs aus evolutionären Bruchpunktregionen 1 Einleitung 12 durchgeführt. Weiterführend sollen FS, welche molekular-zytogenetisch mit evolutionären Bp übereinstimmen, kartiert und anhand von Datenbankanalysen ihre Eigenschaften aufgezeigt werden. Zusammen mit bisher veröffentlichten FS-Kartierungen bzw. -Charakterisierungen soll überprüft werden, ob es Übereinstimmungen in der Charakteristik der FS gibt. Von Interesse hierbei ist, neben den molekularen Charakteristika, ob sich in den fragilen Chromosomenbereichen Gene identifizieren lassen, welche mit der Tumorentstehung und - progression in Verbindung zu bringen sind. Ein weiteres Ziel dieser Arbeit ist es, molekularzytogenetisch die fragilen Bereiche, welche in Übereinstimmung mit evolutionären Bruchpunkten zu bringen waren, hinsichtlich der Neoplasie-assoziierten Bp zu prüfen. Sind alle 3 Bruchereignisse in molekular-zytogenetisch identischen chromosomalen Regionen – und falls dies nicht zutrifft, was könnte die Ursache sein? Gibt es einen Sequenz-basierenden Grund für die verstärkte Neigung zu Chromosomenbrüchen und damit verbunden zu Chromosomenaberrationen? Nachfolgend ist ein Flussdiagramm zur Umsetzung dieser Fragestellung dargestellt (Abb. 1.4). Abb. 1.4: Flussdiagramm zur Umsetzung der Fragestellung der vorliegenden Arbeit 2 Material und Methoden 13 2 Material und Methoden 2.1 Untersuchungsmaterialien In dieser Arbeit wurden humane Blutzellsuspensionen nach entsprechender Aufarbeitung in der zytogenetischen Abteilung des Institutes für Humangenetik und Anthropologie der Friedrich-Schiller-Universität Jena (FSU) präpariert, im molekularzytogenetischem Labor untersucht und dauerhaft bei -20°C gelagert. Die Vergleichs-Lymphozytensuspensionen wurden nach dem Standartprotokoll von Verma und Babu, 1994 präpariert, die Anzucht der Aphidicolin-behandelten Blutkulturen erfolgte nach dem Protokoll von Glover et al., 1984. Des Weiteren fanden Lymphoblastoidzellkulturen (Zelllinien, ZL), die durch Transformation mit dem Epstein-Barr-Virus (EBV; humanpathogenes Virus mit doppelsträngiger DNA) und anschließender Cyclosporin-A-Behandlung immortalisiert wurden (Neitzel, 1986) in dieser Arbeit Verwendung. Die Immortalisierung fand in Berlin, Institut für Humangenetik der Charite, statt und die Anzucht bzw. Präparation erfolgte am Institut in Jena. Nr. Suspension/Abkürzung Art der Suspension 1. IN Vergleichslymphozytensuspension Proband I (Negativkontrolle) 2. IIN Vergleichslymphozytensuspension Proband II (Negativkontrolle) 3. IIIN Vergleichslymphozytensuspension Proband III (Negativkontrolle) 4. IA Lymphozytensuspension Aphidicolin-induziert Proband I 5. IIa Lymphozytensuspension Aphidicolin-induziert Proband II 6. IIIa Lymphozytensuspension Aphidicolin-induziert Proband III 7. A-431 epitheliale Karzinom-ZL (EBV-transformiert, human) 8. SAOS-2 Osteosarkoma-ZL (EBV-transformiert, human) 9. Granta-519 Mantelzelllymphom-ZL (EBV-transformiert, human) 10. COLO-320 Colonkarzinom-ZL (EBV-transformiert, human) 11. LNCaP Prostatakarzinom-ZL (EBV-transformiert, human) 12. 95156 Patientenmaterial (Knochenmark; MPS) Tab. 2.1: Auflistung der verwendeten Suspensionen. Abkürzungen: ZL: Zelllinie; EBV: Epstein-Barr-Virus; MPS: Myelodysplastisches Syndrom. 2.1.1 Kultivierung EBV-transformierter ZL Verwendete Reagenzien: RPMI 1640 (Zellkulturmedium) 500 ml RPMI 1640 mit Glutamat-Zusatz: L-Alanin und L-Glutamin (Gibco®) 60 ml fetales Kälberserum (FKS, Biochrom KG®), 12% 5,0 ml Penicillin (10000 U/ml)/Streptomycin (10000 U/ml) (Biochrom KG®), 1% DMSO (Dimethylsulfoxid (Sigma-Aldrich®) Die Kultivierung von ZL, welche in flüssigem Stickstoff gelagert waren, begann mit dem schnellen Auftauen bei 37°C im Wasserbad. Anschließend folgte das Waschen von 1 ml der ZL mit 7ml vorgewärmten RPMI 1640-Zellkulturmedium. Nach der Zentrifugation (5 min, 1500U/min) wurde der Überstand abgenommen, das Sediment resuspendiert und in eine Gewebekulturflasche (25 ml, Cellstar, mit Filter, Fa. Greiner®) mit 5-10 ml RPMI 1640 überführt. Die Kultivierung erfolgte bei 37°C mit 5% CO2-Begasung. In Abhängigkeit von der Art und den Eigenschaften der ZL betrug die Kultivierungsdauer 3 Tage bis 1 Woche, wobei bei Bedarf das Kulturmedium gewechselt wurde. Sollte eine Chromosomenpräparation 2 Material und Methoden 14 erfolgen, wurde am Tag zuvor die ZL geteilt und neues Medium zugegeben, um eine zu hohe Zelldichte zum Zeitpunkt der Präparation zu verhindern. War ein ausreichendes Zellwachstum erreicht, erfolgte die Zellpräparation nach dem Standartprotokoll (siehe 2.1.2.1.1) und/oder das Einfrieren einer Passage in flüssigem Stickstoff. Für das Einfrieren war das Abzentrifugieren der Zellen, ein Abnehmen des Überstandes und die Zugabe von 400 µl RPMI 1640, 500 µl FKS und 100 µl DMSO notwendig. Das vorsichtige Resuspendieren verhinderte eine Schaumbildung, so dass ein zügiges Überführen in ein Gefriergefäß möglich war. Der Einfriervorgang selbst fand schrittweise (4°C, -20°C über Nacht, -80°C in flüssigem Stickstoff) statt. 2.1.2 Chromosomenpräparation Verwendete Reagenzien: Aqua dest. mit Seralpur DELTA (Seral®) gewonnenes Reinstwasser (entionisiert, organisch rein, partikel-frei); zusätzlich autoklaviert RPMI 1640 (Zellkulturmedium) 500 ml RPMI 1640 mit Glutamat-Zusatz: L-Alanin und L-Glutamin (Gibco®) 60 ml fetales Kälberserum (Biochrom KG®), 12% 5,0 ml Penicillin (10000 U/ml)/Streptomycin (10000 U/ml) (Biochrom KG®), 1% Phytohämagglutinin (PHA) lyophilisiertes PHA (Seromed®) in 5 ml Aqua ad iniectabilia (Braun®) lösen, aliquotieren und bei -20°C lagern Aphidicolin (Aph) =98%, powder (Sigma-Aldrich®), 1 mg APC in 147,9 ml DMSO (Sigma-Aldrich®) lösen, steril filtrieren und bei RT lagern (Endkonzentration: 0,2 µmol/l) Kaliumchlorid-Lösung (KCl, hypoton) 0,559 g KCl (Merck®) in 100 ml Aqua ad iniectabilia (Braun®) Fixativ Methanol (Merck®) : Eisessig (Merck®) im Verhältnis 3:1 Colcemid (Seromed®) Stammlösung-Konzentration: 10 µg/ml Chromosomen können nur aus lebenden Zellen gewonnen werden. Für die Präparation von Chromosomen dienen kultivierte periphere Lymphozyten oder Zellen aus Zelllinien als Ausgangsmaterial. Zunächst erfolgt die Colcemid-Zugabe zu der Zellkultur mit dem Ziel der Fixierung der Zellen im Metaphasestadium. Danach schließt sich die Behandlung mit hypotoner Salzlösung (Zellvolumenvergrößerung) und die Fixierung der Zellen mit Fixativ (Methanol-Eisessig- Gemisch) an. Die so präparierten Zellen können auf einen Objektträger (OT) getropft werden (Moorehead et al., 1960; Claussen et al., 2002). 2 Material und Methoden 15 2.1.2.1 Chromosomenpräparation aus Blut 2.1.2.1.1 Vergleichslymphozytensuspension Für die Lymphozytenkultivierung wurden 10 ml RPMI 1640-Medium und 100 µl des Mitogens Phytohämagglutinin (PHA) in eine sterile Kulturflasche (Cellstar, Greiner®) überführt, 1 ml heparinisiertes Vollblut zugegeben und für 72 h bei 37°C und mit 5% CO2- Begasung kultiviert. PHA, gewonnen aus der Gartenbohne (Phaseolus vulgaris), ist ein Lektin, welches spezifisch das Wachstum der T-Lymphozyten stimuliert, wohingegen es keine Wirkung auf B-Zellen hat. Während der letzten 1,5 h Kulturdauer wurde 100 ml Colcemid (Seromed®), welches ein Derivat des Alkaloids Colchicin ist und aus Colchicum autumnale gewonnen wird, zum Kulturmedium gegeben. Als Mitosegift verhindert es in der Zelle den Aufbau des Spindelapparates durch Bindung an die Mikrotubuli-Untereinheiten (aß-Tubulin), wodurch die Zellen im Metaphasestadium arretiert werden. Zur Aufarbeitung erfolgte ein vorsichtiges Aufschütteln der Zellkulturen in den Kulturflaschen, ein Überführen in 14 ml Röhrchen (Falcon®) und anschließende Zentrifugation für 5 min bei 1500 U/min. Der Überstand wurde abgesaugt und 10 ml hypotone KCl-Lösung, welche vorher auf 37°C erwärmt wurde, zugegeben. Die KCl-Lösung bewirkte eine Hämolyse der Erythrozyten. Anschließend folgte Resuspendieren und eine Inkubation für 20 min bei 37°C. Zur Präfixierung wurde nach der Inkubationszeit 1 ml gekühltes Fixativ (4°C) zugesetzt, danach resuspendiert und für 5 min bei 1500 U/min zentrifugiert. Durch die erneute Zentrifugation gelangten die hämolysierten Erythrozyten in den Überstand. Dieser wurde wieder abgenommen, das Sediment erneut in 10 ml Fixativ aufgenommen, gemischt und für 5 min bei 1500 U/min zentrifugiert. Dieser Waschschritt wurde 3x wiederholt, um möglichst das gesamte Hämoglobin und Zellbestandteile herauszuwaschen. Beim letzten Schritt wurde die Suspension mit dem Fixativ 30 min bei -20°C oder über Nacht im Kühlschrank belassen, um die vollständige Denaturierung der Proteine zu gewährleisten. Nach dem letztmaligen Zentrifugieren und Absaugen des Überstandes wurde das Sediment in Abhängigkeit von seiner Dichte in ca. 1 ml Fixativ aufgenommen. Die Aufbewahrung der Lymhozytensuspension erfolgte in 1,5 ml Eppendorf-Gefäßen bei – 20°C. Diese Lagerungsmethode verhindert eine D.A-schädigende Wirkung des Fixativs, da die Essigsäure eine Depurinierung der D.A hervorrufen und somit Doppelstrangbrüche verursachen kann. 2.1.2.1.2 Aphidicolin-behandelte Lymphozytensuspension Das Protokoll der Chromosomenpräparation entspricht im Wesentlichen dem unter 2.1.2.1.1 Beschriebenem. Nach 48 h Kulturdauer wurde lediglich 11 µl Aphidicolin (Inhibierung der Polymerasen a, d und e) zugegeben (Glover et al., 1984) und für weitere 24 h bei den genannten Bedingungen kultiviert. In nachfolgender Abb. 2.1.2.1.2a ist die Strukturformel für Aphidicolin (Aph) aufgeführt. Abb. 2.1.2.1.2b zeigt die schematische Darstellung der DNA-Replikation. Abb.: 2.1.2.1.2a Strukturformel: Aphidicolin (Summenformel: C20H34O4). 2 Material und Methoden 16 Abb: 2.1.2.1.2b Schematische Darstellung der DNA-Replikation (Quelle: Wikipedia). 2.1.3 Objektträgerpräparation für FISH Verwendete Reagenzien: Fixativ Methanol (Merck®) : Eisessig (Merck®) im Verhältnis 3:1 Zum Auftropfen der Zellsuspension wurden OTs (Menzel-Gläser®) mit Seidenpapier gereinigt und in Aqua dest im Kühlschrank (4°C) bis zur Verwendung aufbewahrt. Eine feuchte Kammer wurde vorgewärmt (60°C) mit dem Ziel der Schaffung eines Mikroklimas, in welchem eine erhöhte Luftfeuchtigkeit herrschte (Spurbeck et al., 1996). In diese stellte man die OTs schräg hinein. Es folgte das Auftropfen der Zellsuspension aus möglichst großer Höhe (ca. 60 cm) und das Nachtropfen mit frisch hergestelltem Fixativ. Das Methanol- Essigsäuregemisch bewirkt ein Abspülen von Plasmaresten und eine weitere Fixierung der Zellen. Durch die Verdunstung des Methanols kam es zum Zurückbleiben der Essigsäure, welche hygroskopisch wirkte. Aufgrund des zutretenden Wassers kam es zu einer Quellung und somit Sichtbarmachung der Chromosomen (Claussen et al., 2002). Die OTs trockneten anschließend auf der Heizplatte bei 50°C und in einer aufsteigenden Alkoholreihe (70%, 95%, EtOHabs) erfolgte eine Dehydrierung. Die Präparate wurden nun bei RT bis zum Verbrauch (maximal ca. 3 Monate) aufbewahrt. Für eine zeitlich längere Aufbewahrungszeit besteht die Möglichkeit des Einfrierens bei –20°C. 2.2 Verwendete DNA-Sonden 2.2.1 BAC Sonden „Bacterial artifical chromosome“ (BAC) ist ein aus dem Bakterium Escherichia coli isoliertes und modifiziertes Fertilitätsplasmid (F-Plasmid), welches klonierte, humane, genomische DNA mit einer maximalen Größe von ca. 0,3 Mb beinhaltet (Shizuya et al., 1992). BACs liegen als relativ große Plasmide in geringer Kopiezahl in der Zelle vor. Voraussetzung, um eine Stabilität der Etablierung der Plasmide in der Zelle zu gewährleisten, ist ein hoher Selektionsdruck durch ein Antibiotikum, dessen Resistenz auf dem entsprechenden BAC codiert ist. Die in dieser Arbeit verwendeten BACs sind Bestandteil des Humanen Genomprojektes und wurden käuflich erworben (Invitrogen; CHORI: BACPAC Resource 2 Material und Methoden 17 Center im Children’s Hospital Oakland Research Institute, USA; Sanger Institute: Welcome Trust Sanger Institute, Hinxton, Cambridge, England). Zudem war es möglich, BACs über eine Kooperation mit dem „Baylor College of Medicine“ in Houston zu erhalten bzw. als DOP-DNA vom „Center of Human Genetics“ in Leuven. Mit Ausnahme der BACs aus Belgien standen alle als Agarstabs zur Verfügung. Die Aufarbeitung der Plasmid-DNA erfolgte mit Hilfe des QIAprep Spin Miniprep Kits der Firma QIAGEN® (siehe 2.3.2). Eine Auflistung aller verwendeten BACs ist im Anhang unter Tab.1A zu finden. 2.2.2 Mikrosezierungs-Sonden Alle Mikrosezierungs-Sonden, die in dieser Arbeit Verwendung fanden, wurden am Institut für Humangenetik und Anthropologie, Jena, von Prof. Dr. Uwe Claussen, Dr. Nikolai Rubtsov, Dr. Gabriele Senger, Dr. Vladimir Trifonov und Dr. Nadezda Kosyakova über die Glasnadel-basierende Mikrosezierung hergestellt. Dazu gehörten die wcp’s (whole chromosome painting-Sonden) und armspezifischen Sonden, pcp’s (partial chromosome painting-Sonden) genannt. Des Weiteren wurden spezifische „Fragile sites“ (FS)-Regionen mikroseziert (siehe Tab. 2.2.2). DNA- Banken von Bezeichnung Sondenart Referenz ganzen Chromosomen wcp 1, 6, 7, 8, 9, 16, 13 chromosomenspezifisch Senger et al., 1998 p- bzw. q-Arm von Chromosomen pcp 16q chromosomenarmspezifisch Liehr und Claussen, 2002 Chromosomenteilen MCB-Banken der Chromosomen 4, 7, 8 Als chromosomenspezifischer MCB-Mix Mrasek et al., 2001 Weise et al., 2003a und 2008 spezifischen „ fragile site „ (FS)-Regionen Midi 2q32, Midi 4q31 Regionsspezifische Einzelsonden unpublizierte Daten Tab. 2.2.2: Verwendete DNA-Banken. 2.2.2.1 Mikrosezierung von Chromosomen Die Mikrosezierung (nach Rubtsov et al., 1998) der speziellen „fragile site“ Regionen 2q32 und 4q31 erfolgte in Zusammenarbeit mit Dr. N. Kosyakova. Die Mikrosezierung wurde speziell an dem Chromatid, welches den Aphidicolin-induzierten Chromatidbruch aufwies, durchgeführt. Die Mikrosezierung erfolgte, zur besseren Identifizierung der Regionen von Interesse, an GTG-gebänderten Chromosomen. Zur Vermeidung einer Kontamination vor bzw. während der gesamten Mikrosezierung wurde unter sterilen Bedingungen gearbeitet. Verwendete Reagenzien und Materialien: Trypsin-Lösung: eine Ampulle Bacto-Trypsin (lyophilisiert, Difco®) in Aqua ad iniectabilia lösen (5%-ige Stammlösung); steril filtrieren, portionieren und bei -20°C lagern Trypsin-Gebrauchslösung: 100 µl Stammlösung und 35 ml Phosphat-Puffer (pH 6,88; Merck®) in einem sterilen 50 ml Reagenz-Röhrchen (Greiner®) ansetzen 2 Material und Methoden 18 Giemsa-Lösung: 35 ml Phosphat-Puffer (pH 6,88; Merck®) in ein steriles 50 ml Reagenz-Röhrchen (Greiner®) geben und mit 3 ml steriler Giemsa-Lösung (Merck®) versetzen Sammel-Lösung: - 10 mM Tris/HCl (pH 7,5; Merck®) - 10 mM NaCl (Merck®) - und Aqua ad iniectabilia . Lösung mit UV bestrahlen und autoklavieren; anschließend mit 0,1% Natriumdodecylsulfat (SDS; Sigma®) versetzen, aliquotieren, erneut mit UV bestrahlen und bei RT lagern . vor Gebrauch zugeben von: - 0,5 mg/ml Proteinase K (Endkonzentration; Boehringer®) - 50 µl Glycerol (Merck®) Herstellen von Glasnadeln: Die Glasnadeln zum Sammeln der Chromosomenfragmente wurden mit einem Pipettenziehgerät (Narishige, Modell PB-7) aus ca. 10 cm langen, massiven Duranglasstäbchen (Schott Rohrglas® GmbH) mit einem Durchmesser von ca. 2 mm hergestellt. Zunächst erfolgte ein Ausziehen des Glasstabes in Stufe 1 mit maximaler Heizkraft. In Stufe 2 bei geringer Heizkraft und einem zusätzlichen Gewicht wurde der zuvor dünn ausgezogene Teil des Glasstabes abgerissen. Dadurch können beide Hälften als Nadeln zum Sammeln verwendet werden. Eine UV-Bestrahlung der Nadeln erfolgte unmittelbar vor Gebrauch. Vorbereitung der Deckgläser: Deckgläser (60x24 mm; Menzel®) einige Tage in 10%-iger SDS-Lösung (Sigma®) entfetten Präparation von Metaphaseplatten: Vorbehandelte Deckgläser mit sterilem Aqua dest. spülen, auf feuchte Deckgläser je nach Zelldichte 2-3 Tropfen Zellsuspension (Aphidicolin-behandelt) geben, vorsichtig frisches Fixativ nachtropfen (bessere Spreitung der Metaphasen) und anschließend lufttrocknen. GTG-Bänderung: Deckglas für 1 min in Phosphat-Puffer (pH 6,88; Merck®), anschließend 40-60 s in der Trypsin-Gebrauchslösung belassen (plasmareiche Präparate verbleiben länger) 2-3 min in vorbereiteter Giemsa-Lösung färben, kurz in Aqua dest. spülen und lufttrocknen Ablauf: Die Durchführung der Mikrosezierung erfolgte an einem Inversmikroskop (Axiovert-10; Zeiss. Ein elektronisch kontrollierter Mikromanipulator (Fa. Merzhäuser®) war am Mikroskopstativ befestigt, wodurch sehr langsame Bewegungen möglich waren. An der linken Seite wurde die Pipette mit der Sammellösung lokalisiert. Ein Druckbleistift diente als Nadelhalter für eine sterile Glasnadel, welcher auf der rechten Seite des Mikroskops platziert wurde. Die Zentrierung der Glasnadel erfolgte mit dem 10er Objektiv, bei gleicher Vergrößerung wurde auch die Einstellung der Objektebene eingestellt. Nach dem Auffinden einer geeigneten Metaphase wurde diese mit dem 40er Objektiv in die Mitte des Bildfeldes eingestellt. Im nächsten Schritt wurde mit Hilfe eines drehbaren Objekttisches das zu schneidende Chromosom in die gewünschte Position zur Nadel gebracht. Die Nadel wurde nun manuell 2 Material und Methoden 19 mit Hilfe eines Mikromanipulators soweit abgesenkt, bis sie vor dem zu schneidenden Chromosomenbereich auf dem Deckglas aufsetzte. Durch weiteres Absenken der Nadel entstand eine Vorwärtsbewegung, wodurch ein Schneiden des entsprechenden Fragmentes bzw. Chromatides möglich wurde. Sobald der Chromosomenbereich an der Nadel hing, bewegte man die Nadel zunächst mit dem Mikromanipulator und anschließend mechanisch nach oben. Die mit DNA beladene Nadel wurde nun unter Einbeziehung des Mikromanipulators in eine mit Sammellösung gefüllte Spitze einer Glaspipette eingeführt und durch wiederholtes Eintauchen verblieb das zuvor geschnittene Chromosomenfragment in dieser Lösung. Dieser Vorgang wurde solange wiederholt, bis eine ausreichende Menge an Fragmenten gesammelt wurde (mindestens 2 Fragmente). Nach Beendigung des Sammelvorganges erfolgte ein Proteinverdau m.H. der in der Sammellösung enthaltenen Proteinase K bei 60°C für 2 h im Wasserbad. Im Anschluss an den Proteinverdau erfolgte die Überführung der so gewonnenen DNA-Bank in die vorbereitete erste PCR-Lösung (siehe 2.3.4.1.1). 2.2.3 Zentromer-Sonden In Ausnahmefällen kamen auch kommerziell erhältliche zentromerspezifische Sonden der Firmen ABBOTT® und QBiogen® bzw. Kreatech® zum Einsatz (2.4.1.4). 2.3 Molekulargenetische Techniken Die molekulargenetischen Techniken sind, soweit nicht anders vermerkt, nach Sambrook et al., 1989 durchgeführt worden. 2.3.1 Kultivierung von Escherichia coli (E. coli) Verwendete Reagenzien: Luria-Bertani-Medium (LB-Medium): - 10 g Bacto-Trypton (oder Pepton), (Merck®) - 10 g NaCl (Roth®) - 5 g Bacto-Yeast-Extrakt (Merck®) . in 900 ml Aqua dest. lösen, pH mit 10 M NaOH (ca. 200 µl) auf 7,0 einstellen . Volumen auf 1 l mit Aqua dest. auffüllen, autoklavieren und verschlossen bei RT oder geöffnet im Kühlschrank lagern Chloramphenicol: 34 mg/ml (Stammkonzentration) in Ethanol bei –20°C lagern Endkonzentration: 20 µg/ml für RP11- und RP13-Klone Kanamycin: 45 mg/ml (Stammkonzentration) in Aqua dest. bei -20°C lagern Endkonzentration: 25 µg/ml für RP1-, RP4-, RP5-Klone Die in Eppendorfgefäßen bzw. in Mikrotiterplatten mit Agarose versandten Eschericia coli K12 Klone (apathogener Sicherheitsstamm, der in der freien Umwelt nicht überleben kann) wurden kommerziell (Invitrogen®; CHORI: BACPAC Resource Center im Children’s Hospital Oakland Research Institute, USA; Sanger Institute: Welcome Trust Sanger Institute, 2 Material und Methoden 20 Hinxton, Cambridge, England) oder wurden uns vom Baylor College of Medicine/Houston zur Verfügung gestellt. Bis zur Aufarbeitung erfolgte die Lagerung im Kühlschrank. Bevor das Animpfen der Mikroorganismen in 50 ml Röhrchen (Falcon®) mit je 5 ml LBMedium erfolgen konnte, mussten dem LB-Medium die Antibiotika Chloramphenicol bzw. Kanamycin zugegeben werden, um selektiv nur Bakterien mit dem entsprechendem BACPlasmiden zu vermehren. Dieser Vorgang des Einbringens der Mikroorganismen erfolgte unter sterilen Bedingungen mit Hilfe von sterilen Holzstäbchen unter der Werkbank im S1- Labor (Sicherheitslabor der Stufe 1 für die gentechnische Arbeit mit Mikroben, die keine Gefahr für gesunde Menschen und die Umwelt darstellen). Nach einer Kultivierung auf dem Schüttler (~200 U/min) über Nacht bei 37°C wurden 750 µl der LB-Schüttelkultur mit 750 µl Glycerol versetzt, gut durchmischt und bei -80°C gelagert. Diese Stockkultur ermöglicht bei Bedarf eine Rekultivierung der E.coli-Zellen. 2.3.2 Isolierung der Plasmid-DNA Verwendete Reagenzien: Puffer P1 (QIAGEN®): vor Gebrauch Zugabe von RNase A (QIAGEN®, 100 mg/ml) und Lagerung bei 4°C Puffer P2 (QIAGEN®): Lagerung bei RT Puffer N3 (QIAGEN®) Lagerung bei RT Puffer PE (QIAGEN®) vor Gebrauch Zugabe von 100%-igem Ethanol, Lagerung bei RT Aqua ad iniectabilia (Braun®) steril, pyrogenfrei Die Isolation der Plasmid-DNA aus der unter 2.3.1 beschriebenen Zellkultur erfolgte mittels des kommerziellen QIAprep Spin Miniprep-Kits der Fa. QIAGEN®, basierend auf der alkalischen Lyse der Bakterien mit einer anschließenden Adsorption der DNA an eine Silicat- Gel-Membran unter Hochsalzbedingungen (QIAGEN®, QIAprepMiniprep Handbuch, 2006). Die verbleibende E.coli-Kultur (nach Abnahme der 750 µl für die Glycerinkultur) wurde in 2 ml Eppendorf-Gefäße überführt und für 10 min bei 2800 rpm abzentrifugiert. Anschließend erfolgte die Abnahme und Verwerfung des Überstandes und ein Resuspendieren des Bakterienpellets in 250 µl des P1-Puffers. Die Zugabe von 250 µl P2-Puffer bewirkte eine Lyse der Bakterienmembran, da dieser Puffer Sodiumdodecylsulfat (SDS) enthält. Weitere Inhaltsstoffe sind Natriumhydroxid (NaOH), welches die Denaturierung der bakteriellen Proteine, der bakteriellen DNA und der Plasmid-DNA bewirkt, sowie RNAse zum Abbau von RNA. Aufgrund des enthaltenen NaOH sollte nur eine kurzzeitige Inkubierung des P2- Puffers erfolgen, um eine irreversible Schädigung der Plasmid-DNA zu verhindern. Das Ergebnis des vorsichtigen Mischens ist ein Aufklären der Flüssigkeit im Röhrchen. Sofort nach Zugabe von 350 µl N3-Puffer wurde das Gemisch gut gemixt mit dem Ergebnis des Ausflockens der Lösung. Dieser Puffer neutralisierte den alkalischen pH-Wert und stellte die Hochsalzbedingungen als Vorraussetzung der DNA-Bindung an die Säule her. Zudem wurde eine Präzipitation der Proteine, der chromosomalen DNA und der Zellreste mit dem SDS 2 Material und Methoden 21 bewirkt. Nach der Zentrifugation für 10 min bei 13000 rpm bildete sich ein weißes Pellet, wobei der entstandene Überstand (enthält die renaturierte Plasmid-DNA) in ein QIAprep spin colum (Eppendorfgefäß mit Säule) pipettiert und anschließend für 1 min bei 4000 rpm zentrifugiert wurde. Hierbei erfolgte die Bindung der Plasmid-DNA mit Hilfe ihrer Wasserstoffbrücken an die Silanolgruppen (Si-OH) der Membran. Danach wurde die QIAprep spin colum mit 0,50 ml PE gewaschen (entfernt Endonucleasen), gefolgt von einem weiteren Waschschritt mit 0,75 ml PB-Puffer, welcher die noch vorhandenen Salze beseitigte. Nach jedem Waschschritt wurden die Säulen 1 min bei 4000 rpm zentrifugiert und der Durchfluss verworfen. Im Anschluss daran erfolgte ein zusätzlicher Zentrifugationsschritt mit dem Ziel, den restlichen Waschpuffer zu entfernen (1 min, 13000 rpm). Abschließend wurde die QIAprep spin colum in ein neues 1,5 ml Eppendorfgefäß gegeben und die Plasmid- DNA mit 50 µl Aqua ad iniectabilia durch Zentrifugation für 1 min bei 10000 rpm eluiert und dauerhaft bei –80°C gelagert. 2.3.3 Bestimmung des DNA-Gehaltes und Reinheit der Plasmid-DNA Die Bestimmung der DNA-Konzentration erfolgte mit Hilfe des NanoDrop® ND-1000 Spectrophotometer bei 260 nm. Die Überprüfung des DNA-Gehaltes der Proben war zu jedem Zeitpunkt, d.h. vor und nach jeder DOP-PCR Reaktion möglich. Eine wichtige Vorraussetzung war sie aber für die Bestimmung des Einsatzes an DNA für die Nick- Translation (siehe 2.3.5). 2.3.4 Polymerasekettenreaktion (PCR, „polymerase chain reaction“) Diese Technik erlaubt es, sehr geringe DNA-Sequenzen in vitro in hoher Kopiezahl, fast exponentiell, zu vervielfältigen (Saiki et al., 1988). Ausgangsmaterial für eine Standart-PCR sind doppelsträngige DNA-Moleküle, eine hitzestabile DNA-Polymerase (Taq-Polymerase), Desoxynucleosidtriphosphate, Puffer, Aqua ad iniectabilia und MgCl2. Das Enzym wurde aus dem Bakterium Thermophilus aquaticus isoliert, besitzt ein Arbeitsoptimum bei 72°C und eine 5’.3’-Aktivität. Jeder PCR-Zyklus im Thermocycler setzt sich aus 3 Stufen zusammen: 1. Denaturierung der doppelsträngigen Ausgangs-DNA („template“-DNA) bei 92-98°C, Erzeugung von einzelsträngiger DNA (ssDNA) 2. Abkühlung der Temperatur zur Primeranlagerung an die komplementären Sequenzen im Bereich des 5’-Phosphat-Endes der ssDNA („annealing“) bei 37-70°C und 3. DNA-Synthese („primer extension“ bzw. „elongation“) durch Aufbau eines neuen, komplementären Doppelstranges bei Temperaturen von 70-74°C. In der Praxis werden pro PCR 20-30 Zyklen durchgeführt. Als Ergebnis enthält das Reaktionsgemisch am Ende von n Zyklen ein theoretisches Maximum von 2n doppelsträngigen DNA-Molekülen, die Kopien der Sequenz zwischen den Primern darstellen. In Abhängigkeit vom Ziel der PCR können sowohl spezifische Primerpaare, die einen definierten DNA-Abschnitt amplifizieren, oder unspezifische Primer für die Vervielfältigung unbekannter Sequenzen oder des gesamten Genoms zur Anwendung kommen. Die folgenden Arbeiten wurden unter einer sterilen Werkbank durchgeführt, da alle verwendeten Lösungen steril sein mussten und keine Nukleasen (verursachen DNA-Abbau) und Fremd-D.A enthalten durften. Die Sterilität ist nötig, damit die verwendeten Lösungen nicht verunreinigt und somit die PCR-Reaktion nicht negativ beeinflusst wird. In der nachfolgenden Abb. 2.3.4 ist das Prinzip der PCR schematisch dargestellt. 2 Material und Methoden 22 Abb.: 2.3.4 Prinzip der PCR (Uni Mainz: schemat. Darstellung) (Madigan et al., 2000) 2.3.4.1 DOP-PCR Die PCR mit degenerierten DOP-Primern (22 bp Oligonukleotid-Primer mit 6 undefinierten, zentralen Basen, flankiert von spezifischen Basen (Bohlander et al., 1992) diente der Vervielfältigung von DNA mit unbekannter Sequenz bzw. des gesamten Genoms (Telenius et al., 1992). Die niedrige „annealing“-Temperatur (Renaturierungstemperatur 37°C) und die Sequenz des DOP-Primers ermöglichten es, dass der Primer an viele Stellen der zu vervielfältigenden DNA binden konnte. Alle verwendeten Lösungen wurden in kleine Aliquots (10-20 µl) portioniert, um mögliche Verunreinigungen durch wiederholtes Benutzen zu vermeiden. Alle PCR-Zyklen erfolgten mit dem PCR-Gerät PTC-200 der Fa. MJ Research®. Verwendete Reagenzien: DOP-Primer Stammlösung: 40 µM; Endkonzentration: 5 µM Sequenz: 5` CCG ACT CGA GNN NNN NAT GTG G 3` Der degenerierte Oligonukleotid-Primer wurde von Herrn Dr. E. Birch-Hirschfeld (Institut für Virologie der FSU Jena) synthetisiert und uns freundlicherweise zur Verfügung gestellt. dNTPs (Perkin Elmer/Applied Biosystems®) Aus den Nukleotiden wurde eine Gebrauchslösung hergestellt, wobei die einzelnen Nukleotide ( je 10 mM) im Verhältnis 1:1:1:1 gemischt wurden. Somit ergibt sich für jedes Nukleotid eine Konzentration von 2,5 mM in der Stammlösung und eine Endkonzentration von 200 µM. T7-Sequenase (usb®) Die T7-Sequenase-2.0-DNA-Polymerase (13 U/µl) wurde 1:8 in Sequenase-Enzyme- Dilution-Puffer (usb®) verdünnt. (1) Denaturierung der DNA bei 95°C (2) Primerhybridisierung bei 54°C (3) Elongation der Taq-Polymerase bei 72°C (4) Ende des ersten Zyklus 2 Material und Methoden 23 Sequenase-Reaction-Buffer (usb®) 5x konzentriert: 200 mM Tris-HCl (pH 7,5), 100 mM MgCl2, 250 mM NaCl Sequenase-Dilution-Buffer (usb®) 10 mM Tris-HCl (pH 7,5), 5 mM DTT, 0,1 mM EDTA AmpliTaq-D.A-Polymerase Stoffel Fragment (Perkin Elmer/Applied Biosystems®) 10 U/µl (zusammen geliefert mit 10x Stoffel-Fragment-Puffer und 25 mM MgCl2) Labelmix (Perkin Elmer/Applied Biosystems®) Es wurde eine Gebrauchslösung aus dATP, dCTP, dGTP mit einer Konzentration von 2 mM und 1 mM dTTP hergestellt (je 10 mM, Perkin Elmer®). Die verwendete geringere Konzentration von dTTP ergab sich aus dem Umstand, dass an dessen Stelle in der D.A die angebotenen, modifizierten Nukleotide mit einem Hapten bzw. Fluorochrom eingebaut werden sollten. AmpliTaq-D.A-Polymerase (Perkin Elmer/Applied Biosystems®) 5 U/µl Enzym für die Markierungs-PCR GeneAmp-10x-PCR-Puffer-II (Perkin Elmer/Applied Biosystems®) 100 mM Tris-HCl; pH 8,3; 500 mM KCl Verwendung in Kombination mit der AmpliTaq-D.A-Polymerase Aqua ad iniectabilia (Braun®) 10 ml verbrauchsfertig, steril, pyrogenfrei EDTA (Sigma®) (Ethylendiamintetraessigsäuredinatriumsalz) 0,5 M, pH 8,0 2.3.4.1.1 Amplifizierung mikrosezierter Chromosomenfragmente Eine Mikrosezierungssonde wurde direkt nach der Mikrosezierung mit dem „Whole Genome Amplification“-Kit der Firma Qiagen (Repli-g Mini-Kit) amplifiziert. Die Amplifizierung aller anderen mikrosezierten Chromosomenfragmente erfolgte mittels DOP-PCR. Dabei wurden aufgrund geringer Ausgangs-DNA-Mengen der mikrosezierten Chromosomenfragmente 8 Sequenasezyklen als Niedrig-Temperatur-Zyklen durchgeführt. Eine häufigere und unspezifischere Bindung der DOP-Primer wird durch die anfangs niedrig gewählte „annealing“-Temperatur erreicht, gefolgt von anschließenden Hoch-Temperatur- Zyklen, in welchen die DNA spezifischer und gezielter amplifiziert wird. Das hier zur Anwendung gekommene PCR-Protokoll wurde nach Rubtsov et al., 1996 modifiziert. Zur Vermeidung einer Kontamination mit Fremd-DNA wurde die PCR direkt unter der Werkbank in dem PCR-Gerät (PTC-200, MJ Research®) durchgeführt. 2 Material und Methoden 24 Lösung A (Niedrig-Temperatur-Zyklen) Stammlösung Endkonz. Einsatz pro Sonde (µl) Aqua ad. 3,37 Sequenase-Reaction- Puffer 5 x 0,6 x 0,60 DOP-Primer 40,0 µM 5,0 µM 0,63 dNTPs 2,5 mM 200 µM 0,40 Es wurden 5 µl der Lösung A in ein 0,5 ml Eppendorfgefäß gegeben und nach Zugabe des Sammeltropfens mit der mikrosezierten DNA wurde die PCR gestartet. Lösung B Stammlösung Endkonz. Einsatz pro Sonde (µl) Sequenase 13 U/µl 1,6 U/µl 0,25 Sequenase-Dilutionpuffer 1,75 Aufgrund des thermolabilen Enzyms, welches in jedem Denaturierungsschritt inaktiviert wurde, musste in jedem der 8 Zyklen nach der Denaturierung 0,25 µl der Lösung B zugegeben werden. Lösung C Stammlösung Endkonz. Einsatz pro Sonde (µl) Aqua ad. 34,22 Stoffel-Fragment-Puffer 10,0 x 1,0 x 5,00 dNTPs je 2,5 mM 220,0 µM 4,40 DOP-Primer 40,0 µM 1,1 µM 1,38 MgCl2 25,0 mM 2,5 mM 5,00 Pro Ansatz wurden 45 µl dieser Lösung zugegeben, um das Volumen des Ansatzes zu vergrößern, wodurch die anschließenden Hoch-Temperatur-Zyklen in einem Endvolumen von 57 µl pro Ansatz durchgeführt wurden. Lösung D Stammlösung Endkonz. Einsatz pro Sonde (µl) Aqua ad. 3,50 Stoffel-Fragment-Puffer 1 x 0,1 µl 0,50 MgCl2 25 mM 2,5 mM 0,50 Stoffel-Taq-Polymerase 10 U/µl 1,0 U/µl 0,50 Die Primer mussten zunächst einen Denaturierungsschritt durchlaufen, um das Binden der degenerierten Sequenzen untereinander zu verhindern. Erst danach erfolgte die Zugabe von 5 µl der Enzymlösung D. DOP- PCR- Ablauf (modifiziert nach Rubtsov et al., 1996) Die DOP-PCR erfolgte unter einer sterilen Werkbank, die zuvor mit Hilfe von UV-Licht DNA-frei gemacht wurde. Insgesamt wurden 8 Niedrig-Temperatur-Zyklen (bei 25°C „annealing“-Temperatur) mit der thermolabilen Sequenase und 32 Hoch-Temperatur-Zyklen (bei 56°C „annealing“-Temperatur) mit der AmpliTaq-DNA-Polymerase-Stoffel-Fragment durchlaufen. 2 Material und Methoden 25 Folgendes PCR-Schema kam zur Anwendung: 1. 92°C 5’ erster Denaturierungsschritt 2. 25°C 2’20’’ Zugabe von 0,25 µl Lösung B; Primer-„annealing“ der Primer an die Ziel-DNA 3. 34°C 2’ DNA-„elongation“ 4. 90°C 1’ Die Schritte 2 bis 4 wurden 8x durchgeführt. Anschließend erfolgten die spezifischen Amplifizierungen bei höheren Temperaturen nach folgenden Parametern: 5. 30°C 2’20’’ Zugabe von 45 µl Lösung C 6. 92°C 1’ Denaturierungsschritt 7. 56°C 2’20’’ Zugabe von 5 µl Lösung D, Primer-„annealing“ 8. 70°C 2’ DNA-„elongation“ 9. 92°C 1’ DNA-Denaturierung 10. 56°C 1’ Primer-„annealing“ 11. 72°C 2’ DNA-„elongation“ Die Schritte 9 bis 11 wurden 32x durchgeführt. 12. 72°C 10’ DNA-„elongation“ 13. 4°C Diese Temperatur wurde bis zur Beendigung des Programms beibehalten. . PCR-Programm: DOP 1 Nach Beendigung der DOP-PCR wurden 1 µl EDTA pro Ansatz zugegeben, um eine höhere Stabilität der DNA gegenüber Nukleasen zu erreichen. Die Aufbewahrung der Sonden erfolgte bei -20°C. 2.3.4.1.2 Amplifizierung der Plasmid-DNA Die Amplifizierung der isolierten Plasmid-DNA aus E.coli fand ebenfalls mit Hilfe der DOPPCR (wie unter 2.3.4.1.1 beschrieben) statt, mit Ausnahme der Anzahl der Sequenase- Zyklen. Die Vermehrung der BAC-DNA erfolgte nur mit 3 Sequenase-Zyklen, wobei die Ausgangsmenge der DNA bei ca. 200 ng/µl lag (PCR-Programm: DOP 2). Das entsprechende Volumen wurde vom Aqua ad. der Lösung A abgezogen. 2.3.4.1.3 Reamplifizierungs-PCR An eine DOP-PCR schloss sich die Reamplifizierungs-PCR an, um für weiterführende Untersuchungen eine ausreichende DNA-Menge zur Verfügung zu haben. Diese PCR arbeitet wiederum mit den unter 2.3.4.1 beschriebenen DOP-Primern und wurde zur Amplifizierung von Mikrosezierungs- und Plasmid-DNA eingesetzt. 2 Material und Methoden 26 Zusammensetzung des PCR-Ansatzes: Stammlösung Endkonz. Einsatz pro Sonde (µl) Aqua ad. 34,25 Stoffel-Fragment- Puffer 10x 1x 5,00 dNTPs ( 1:1:1:1) á 2,5 mM 0,2 mM 4,00 DOP-Primer 40,0 µM 1,0 µM 1,25 MgCl2 25,0 mM 2,5 mM 5,00 Stoffel-Taq- Polymerase 1 U/µl 0,1 U/µl 0,50 Volumen insgesamt 50 µl Zu diesem Ansatz (50 µl) wurde 1 µl der DOP-PCR Produkte pipettiert. PCR-Zyklusparameter: 1. 92°C 3’ initiale DNA-Denaturierung 2. 91°C 1’ DNA-Denaturierung 3. 56°C 1’ Primer-„annealing“ 4. 70°C 2’ D.A-„elongation“ 29x Wiederholung der Schritte 2 bis 4 5. 72°C 5’ 6. 4°C Temperatur bis zur Beendigung des Programms beibehalten . PCR-Programm: LABEL 30 Auch nach dieser PCR erfolgte die Zugabe von 1 µl EDTA (siehe 2.3.4.1.1). Die Lagerung der amplifizierten DNA erfolgte ebenfalls bei -20°C. 2.3.4.1.4 Markierungs-PCR Die amplifizierten D.A-Banken (siehe 2.3.4.1.3) wurden nun in einer anschließenden DOPPCR markiert. Während dieser PCR war es möglich, modifizierte Nukleotide (siehe Tab. 2.3.4.1.4a und b) in die D.A einzubauen. Bei dieser PCR wurden neben Einzelsonden auch Sonden-Mixe, die in DNA-Pools zusammengefasst waren, markiert. Die Chromosomenspezifischen MCB-Mixe wurden als Einzelbanken markiert und erst im DNA-Fällungsschritt zusammengeführt. Es existiert die Unterscheidung zwischen Fluorochromen zur direkten Markierung der Sonden-DNA und sog. Haptenen, die erst während der Endwaschung über Fluorochrom-gekoppelte Antikörper (AK) detektiert werden (siehe 2.4.2.2.). Fluorochrome zur direkten Markierung der Sonden-DNA: Name/Abkürzung Hersteller Absorptionsmaximum (nm) Emissionsmaximum (nm) Diethylamino-Cumarin (DEAC) NEN®, Life Science Products, Inc. 426 480 SpectrumGreen-dUTP (SG) Abbott® 497 524 ChromaTide-TexasRed-12- dUTP (TR) Molecular Probes® 587 612 SpectrumOrange-dUTP (SO) Abbott® 559 588 Tab. 2.3.4.1.4a: Wellenlängen der verwendeten Fluorochrome. 2 Material und Methoden 27 Haptene zur indirekten Markierung der Sonden-DNA: Name/Abkürzung Hersteller Absorptionsmaximum (nm) Emissionsmaximum (nm) Biotin-16-dUTP (Bio) Roche® abhängig vom verwendeten AK abhängig vom verwendeten AK Digoxigenin-11-dUTP (Dig) Roche® abhängig vom verwendeten AK abhängig vom verwendeten AK Tab. 2.3.4.1.4b: Verwendete Haptene. Der Lösungsansatz setzte sich wie folgt zusammen (zur Markierung einer D.A-Bank): Stammlösung Endkonzentration Einsatz pro Sonde (µl) Aqua ad. 12,08 10x PCR-Puffer 10 x 2 x 2,00 DOP-Primer 40 µM 2,00 µM 1,00 dNTP-Labelmix 10 x 2 x 2,00 MgCl2 25 mM 2,50 mM 2,00 Modifiziertes Nukleotid (je nach Herstellerangaben) 1,00-2,00 AmpliTaq-Polymerase 5 U/µl 0,03 U/µl 0,12 Pro Lösungsansatz wurde laut „Labelschema“ ein Fluoreszenzfarbstoff bzw. Hapten eingesetzt. Zu diesem Lösungsansatz wurden 2 µl DNA gegeben. Der dNTP-„Labelmix“ wurde, wie unter 2.3.4.1 beschrieben, angewendet. Die gewählten PCR-Bedingungen entsprachen denen unter 2.3.4.1.3. Die markierte DNA wurde, wie unter 2.3.6 beschrieben, einzeln oder als Mix gefällt, in Dextransulfat (DS) gelöst und bei -20°C gelagert. 2.3.5 Nick-Translation Die Nick-Translation ist eine Methode mit dem Ziel, markierte Nukleotide in die D.A einzubauen (Rigby et al., 1977). Dazu werden an einem D.A-Doppelstrang mit Hilfe einer DNase I „nicks“ (Einzelstrangbrüche) an statistisch verteilten Stellen erzeugt, so dass freie 3’-Hydroxyl-und 5’-Phosphatenden entstehen. Die DNA-Polymerase I aus E. coli (Kornberg- Polymerase) nutzt die 3’OH-Enden dieser „nicks“ als Primer für die 5’-3’-DNA-Synthese, komplementär zum intakten Strang. Die 5’-3’-Exonucleaseaktivität der DNA-Polymerase I entfernt dabei gleichzeitig die Nukleotide in Syntheserichtung. Die durch die Exonukleaseaktivität abgebauten Nukleotide werden durch die Polymeraseaktivität mit Hapten-markierten Nukleotiden ersetzt. Bei niedriger Reaktionstemperatur (15°C) werden so unmarkierte Nukleotide durch markierte Nukleotide in der DNA ersetzt. Die DNAMarkierung über Nick-Tranlation wurde überwiegend zur schnellen Markierung von BACs eingesetzt. Für die praktische Durchführung der Nick-Translation wurde ein Biotin-bzw. Digoxigenin Nick-Translationskit der Fa. Roche® verwendet. 2 Material und Methoden 28 Der Biotin- bzw. Digoxigenin-Nick-Translationsmix (5x konzentriert) enthält: - DNA-Polymerase I - DNase I - 0,25 mM dATP, dCTP, dGTP - 0,17 mM dTTP - 0,08 mM Biotin-16-dUTP . in einem Reaktionspufferkonzentrat mit 50% Glycerin Das molare Verhältnis von Biotin-16-dUTP bzw. Digoxigenin-11-dUTP zu dTTP ist so eingestellt, dass jedes 20.-25. Nukleotid der neu-synthetisierten DNA ein mit Biotin- bzw. Digoxigenin-modifiziertes Nukleotid ist. Hierfür wurden 4 µl der zu markierenden D.A (1µg) zu 12 µl Aqua ad. und 4 µl Biotin-16- dUTP- bzw. Digoxigenin-11-dUTP-Mix (enthält Nukleotide, Puffer und Enzyme) pipettiert und für 90 min bei 15°C im Thermocycler inkubiert (PTC-200, MJ Research®). Die Reaktion wurde anschließend durch Zugabe von 1 µl EDTA (pH 8,0) und einer weiteren Inkubation für 10 min bei 60-65°C im Thermocycler abgestoppt. Nach Beendigung der Inkubationszeit folgte die D.A-Fällung (siehe 2.3.6), das Lösen in DS und die Lagerung bei -20°C. 2.3.6 D.A- Fällung Verwendete Reagenzien: Natriumacetat 3 M, pH 5,2 (Sigma®) 24,6 g Natriumacetat (CH3COONa, wasserfrei), auf 100 ml mit Aqua dest. auffüllen . pH 5,2 mit Eisessig (Merck®) einstellen t-RNA aus E. coli (Boehringer®) Stocklösung 10 µg/µl (Wirkung als Träger-DNA) Ethanolabs (Baker®) Dextransulfat (DS) Mastermix (MS): 2 g DS (Sigma®) 2 ml 20 x SSC (Gibco BRL®) 2 ml 0,5 M Natriumphosphat (Na3PO4 x 12 H2O), (Merck®) 5 ml deionisiertes Formamid (Sigma®) . auf 10 ml mit Aqua dest. auffüllen . bei 70°C lösen (ca. 3h) Nachdem die Label-PCR bzw. die Nick-Translation beendet war, erfolgte eine Alkoholpräzipitation mit dem Ziel, die Sonden-DNA von überschüssigen PCR-Komponenten zu reinigen. Pro Einzelbank erfolgte die Zugabe von 20 µl Aqua dest., 5µl 3 M Natriumacetat, 10 µl tRNA (zur Erhöhung der DNA-Ausbeute um ca. 10%) und das 2,5-fache des Gesamtvolumens an EtOHabs. Anschließend folgte die Inkubation bei –80°C für 20 min oder über Nacht bei -20°C und eine Zentrifugation für 15 min bei 15300 U/min (4°C). Der Überstand wurde abgenommen und das D.A-Pellet unter Vakuum in der Speed Vac (Sevant®) für ca. 5 min getrocknet. Die einzelnen markierten Mikrosezierungsbanken für das MCB eines Chromosoms wurden gemeinsam gefällt. In Abhängigkeit davon, in wie viele DNA-Banken ein humanes Chromosom mit Hilfe der Mikrosezierung geschnitten wurde, 2 Material und Methoden 29 erhöhte sich das Volumen des Fällungsansatzes. Das Volumen an Natriumacetat stieg proportional mit der Anzahl der DNA-Sonden, das tRNA-Volumen von 10 µl war für die Sonden eines MCB ausreichend und das Volumen an EtOHabs betrug immer das 2,5-fache des Gesamtvolumens. Das Lösen der markierten D.A (Schüttler: Vibramax 100, Heidolph Instruments) geschah in Abhängigkeit der Sondenart in unterschiedlichen Mengen von DS. MCB-Mixe, pcp’s, wcp’s wurden in 25 µl DS und einzelne BAC-Sonden in 12 µl DS aufgenommen. Die Proben wurden möglichst lichtgeschützt (Lichtempfindlichkeit der markierten Proben) bei -20°C gelagert und standen bei Bedarf für FISH-Experimente zur Verfügung. 2.4 Molekulare Zytogenetik Wenn nicht anders angegeben, wurden die molekularzytogenetischen Methoden nach Liehr, 2009 durchgeführt. Grundlagen und Prinzip der Fluoreszenz in situ Hybridisierung (FISH) DNA-Banken, wie pcp’s, wcp’s oder umgebende Regionen von Chromatidbrüchen wurden über Mikrosezierung gewonnen und anschließend über eine DOP-PCR (siehe 2.3.4.1) amplifiziert. Die Herstellung der BAC-Klone erfolgte wie unter 2.3 beschrieben. Für die Markierung der DNA-Banken fanden die Fluorochrome Texas Red, Spectrum Orange, Spectrum Green, DEAC und die Haptene Biotin und Digoxigenin Verwendung, wobei die Haptene nachfolgend mit an Antikörper gekoppelten Fluorochromen detektiert werden mussten (Chudoba et al., 1999). Für alle Hybridisierungen, mit Ausnahme der Zentromere, ist das Blocken mit humaner Cot- 1 DNA essentiell und die Hybridisierungszeit sollte mindestens ü.N. bis 3 Tage betragen. Nach entsprechenden Wasch- und Detektionsschritten erfolgt die Gegenfärbung der Chromosomen mit DAPI (blau). Durch die computervermittelte DAPI-Invertierung wird ein „G-Banding“-ähnliches Bandenmuster auf den Chromosomen erzeugt und deren Identifizierung ermöglicht. Nach Hybridisierung der DNA-Sonden auf Metaphasechromosomen wurde für jedes der verwendeten Fluorochrome mittels CCD-Kamera (IMAC®) eine digitale Aufnahme am Fluoreszenzmikroskop Axioplan 2 der Firma Zeiss® gemacht. Die Bildbearbeitung erfolgte mit Hilfe der ISIS Software (MetaSystems® GmbH, Altlussheim), welche in jedem einzelnen Farbpixel die Bildinformation qualitativ und quantitativ analysiert, und der Paint Shop Pro4- Software (Microsoft®). Verwendete Reagenzien: Cot-1 DNA (100 µg; Roche®) 50 µl Cot-1 DNA (1 µg/ml), in einem 0,5 ml Eppendorfgefäß mit doppeltem Volumen EtOHabs versetzen, eintrocknen in der Speed Vac (Savant®) und bei -20 °C lagern . analog werden 25 µg, 10 µg bzw. 5 µg Cot-1 DNA aliqoutiert DAPI/Antifade (Sigma®) 0,4 % 4’, 6-Diamidino-2-Phenylindol (DAPI; Stocklösung: 50 µg/ml) mit Vectashild Mountain Medium (Vector Laboratories®) 0,6:1000 bis 4:1000 ansetzen und im Kühlschrank lagern 2 Material und Methoden 30 Dextransulfat (DS) 2 g Dextransulfat (Sigma®) 2 ml 20x SSC (GibcoBRL®) 2 ml 0,5 M Natriumphosphat (Na3PO4 x 12 H2O, Merck®) 5 ml deionisiertes Formamid (Sigma®) . auf 10 ml mit Aqua dest. auffüllen . ca. 3 h bei 70°C lösen Formamid 50 250 ml Formamid (Merck, M= 45,04 g/mol) 50 ml 20x SSC (GibcoBRL®) 200 ml Aqua dest . mit 1N HCl auf pH 7,0-7,5 einstellen Formamid 70 140 ml Formamid (Merck®) 20 ml 20x SSC (Gibco BRL®) 40 ml Aqua dest. . mit 1N HCl auf pH 7,0-7,5 einstellen 0,5 M Natriumphosphat (Merck®) 0,5 M Na2HPO4 und 0,5 M NaH2PO4 . 1:1 mischen . pH 7,0 einstellen und zu 1 ml portionieren 1x PBS (9,55 g/l, Seromed®) 47,75 g PBS Dulbecco 5 l Aqua dest. Pepsin-Lösung (Sigma®) 1% 1 N HCl (95 ml Aqua dest. + 5 ml 0,2 N HCl) 0,5% Pepsin-Stocklösung (1 g Pepsin (Sigma®) auf 50 ml Aqua dest.), portionieren zu je 500 µl und lagern bei -20°C (20 mg/ml) Postfixations-Lösung 500 µl Paraformaldehyd (2g Paraformaldehyd-Pulver (Sigma®), 100 ml 1x PBS und 10 µl 1N NaOH bei 70°C 1 h lösen (1 %) 450 µl 1xPBS 50 µl MgCl2 20x SSC Gibco BRL® 1x SSC (Gibco BRL®) 25 ml 20x SSC 475 ml Aqua dest. . mit 1N HCl auf pH 7,0-7,5 einstellen 2x SSC (Gibco BRL®) 50 ml 20x SSC 450 ml Aqua dest. . mit 1N HCl auf pH 7,0-7,5 einstellen 2 Material und Methoden 31 4x SSCTw (Gibco BRL®) 100 ml 20x SSC 400 ml Aqua dest. 250 µl 0,05 %-iges Tween 20 (Polyoxyethylensorbitan Monolaurat, Sigma®) . mit 1N HCl auf pH 7,0-7,5 einstellen 4x SSCTM 0,1 g fettfreie Trockenmilch (Marvel) 2 ml 4x SSCTw . vortexen, bei 1500 U/min für 5 min zentrifugieren, oberste Schicht entfernen (kann noch ungelöstes Marvel enthalten) Verwendete Objektträger/Deckgläser: Objektträger Super FrostPlus, Menzel® GmbH & CoKG Deckgläser 24 x 60 mm, 24 x 24 mm, 18 x 24 mm, Fa. Menzel® 2.4.1 Hybridisierung der DNA-Sonden 2.4.1.1 Vorbehandlung der OTs mit Aphidicolin-induzierter Suspension Diese Präparate wurden nach dem Auftropfen der Suspension mindestens 1 Woche bei RT gealtert. Danach erfolgte die Färbung des gesamten OT (Deckglas 24 x 60mm) mit DAPI und ein Abscannen der Metaphaseplatten (MPP) nach dem Vorhandensein von „fragile sites“ (FS). Von jeder MPP, in welcher FS identifiziert werden konnten, wurde mittels CCD Kamera des Fluoreszenzmikroskopes eine Aufnahme gemacht (ISIS-Programm der Firma Metasystems® GmbH) und die OT-Koordinaten des Mikroskopes notiert. Das Vermerken der Koordinaten erleichterte das spätere Wiederauffinden der MPP nach Hybridisierung der BAC-Klone. Nach dem Absuchen des OTs erfolgte ein Entfärben des DAPI in EtOHabs für 10 min auf dem Schüttler (Vibramax 100, Heidolph Instruments) mit nachfolgender Lufttrocknung bei RT. Der so behandelte OT konnte nun bis zur weiteren Verwendung bei RT gelagert werden. Bevor die eigentliche Pepsinvorbehandlung begann (siehe 2.4.1.2), wurden die OTs einem zusätzlichen Schritt, dem Überschichten mit Postfixationslösung, unterzogen (siehe 2.4.1.2.1). Die anschließenden Behandlungsschritte entsprachen denen der normalen Zellsuspensions-OTs und den Ausführungen unter 2.4.1.2. 2.4.1.2 Pepsinvorbehandlung der OTs Die Vorbehandlung der zu hybridisierenden OTs mit Pepsin ist nötig, um möglichst plasmafreie Präparate zu erhalten, da Zytoplasma die Chromosomen umgibt und somit den Zugang der Sonden-D.A zu diesen erschwert. Protein-verdauende Enzyme sind, neben Pepsin, z.B. Proteinase K oder Trypsin, welche das Plasma für die Sonden-DNA durchlässiger machen und eine Reduzierung der Hintergrundfärbung erreichen. Eine zu starke Behandlung mit Proteasen kann eine Zerstörung der Chromosomenmorphologie zur Folge haben und somit das Hybridisierungsergebnis beeinträchtigen. Zur Stabilisierung der Chromosomen wurde eine Nachbehandlung mit Postfixationslösung durchgeführt. Eine Küvette (100 ml) mit einer HCl-Lösung (1%-ig) wurde im Wasserbad auf 37°C erwärmt. Die Zugabe von 500 µl Pepsinstocklösung (Sigma®, 20mg/ml) erfolgte erst unmittelbar bevor die OTs für 5 min in dieser Lösung inkubiert wurden. In den folgenden 5 min wurde in 1x PBS bei RT gewaschen. Anschließend erfolgte die Überschichtung der Präparate mit 100 µl Postfixationslösung und eine Inkubation für 10 min bei RT. Danach 2 Material und Methoden 32 wurde nochmals in 1x PBS gewaschen und es schloss sich eine Dehydrierung in einer aufsteigenden Alkoholreihe (70%, 95%, EtOHabs) für je 3 min an. 2.4.1.2.1 OTs mit Aph-induzierten Suspensionen (FS-Suspension) Zunächst wurden die OTs mit 100 µl Postfixationslösung überschichtet und eine Inkubation für 10 min bei RT schloss sich an. Danach wurde in 1x PBS gewaschen und es folgte eine Dehydrierung in einer aufsteigenden Alkoholreihe (70%, 95%, EtOHabs) für je 3 min. Die anschließenden Behandlungsschritte entsprachen denen der normalen Zellsuspensions-OTs und den Ausführungen unter 2.4.1.2. Durch diese Vorbehandlung wurde eine bessere Chromosomenbänderung erreicht. 2.4.1.2.2 OTs mit Tumor-Lymphozytensuspension/Zelllinien (ZL) Die Herstellung und Vorbehandlung der HCl-Lösung erfolgte wie unter 2.4.1.2 beschrieben. Nach Zugabe der Pepsinstocklösung zur HCl-Lösung (500 µl, Sigma®, 20 mg/ml) erfolgte die Inkubation der OTs für 6-7 min. Die weitere OT-Behandlung entsprach dem in 2.4.1.1 Beschriebenen. 2.4.1.3 Denaturierung der chromosomalen D.A Für die Hybridisierung muss sowohl die chromosomale DNA (Untersuchungsmaterial) wie auch die Sonden-D.A in Einzelsträngen vorliegen, d.h. eine Denaturierung ist nötig (siehe Abb. 2.3.4). Diese Behandlung kann mit einem Verlust der Morphologie einhergehen, so dass man in der Praxis einen Kompromiss zwischen Hybridisierungssignal und Morphologie eingehen muss. Organische Lösungsmittel, z.B. Formamid, reduzieren die thermische Stabilität der Doppelstrang-Polynukleotide, so das die Denaturierung bei niedrigerer Temperatur erfolgen kann (ohne Zusätze denaturiert D.A bei 90°C-100°C) und die Chromosomenstruktur weniger stark angegriffen wird. Ein OT mit gespreiteten Metaphasen, welcher zuvor bei RT ca. 1 Woche alterte, wurde auf einer 72°C-Heizplatte (HP 30 digital, IKA Labortechnik) vorgewärmt. Anschließend erfolgte die Zugabe von 100 µl 70%-iger Formamidlösung und das Abdecken mit einem Deckglas (24 x 60 mm). Nach 3 minütiger Inkubation wurde der OT sofort in 70%-igen Ethanol (-20°C) für 3 min überführt, um eine schnelle Renaturierung der DNA-Einzelstränge zu verhindern. Die weitere Dehydrierung erfolgte bei RT ebenfalls für 3 min in 95% EtOH und in EtOHabs, ebenso die anschließende Lufttrocknung. Die Denaturierung der Präparate sollte nicht länger als 1 h vor der Hybridisierung erfolgen, um eine DNA-Renaturierung zu vermeiden. Wurden OTs mehrmals für Hybridisierungen verwendet oder handelte es sich um OTs mit Tumorzellsuspension, erfolgte teilweise eine Denaturierung bis zu 5 min auf der Heizplatte. 2.4.1.4 Denaturierung und Hybridisierung der Sonden-D.A Prinzipiell wurde für die verwendete Sonden-DNA, eine Ausnahme bilden nur die Zentromersonden, Cot-1 DNA benötigt. Die Cot-1 DNA ist eine Fraktion genomischer DNA, in der hochrepetitive Sequenzen (Alu-I-Linie, Kpu-I-Linie) durch eine bestimmte Aufarbeitung angereichert sind (Strachan und Read, 1996). Durch ein Vorhybridisieren, dem sog. Prehybridisierungsschritt, wurden repetitive Sequenzen der Sonden-DNA durch die Cot- 1 DNA abgeblockt und somit unspezifische Hintergrundsignale verhindert. Für alle wcp-/ pcp-, MCB-, spezielle Mikrosezierungs- und BAC-Sonden wurde für die Denaturierung am Thermocycler (PCR-Gerät: PTC-200, MJ Research®) das Programm PREHYB gewählt, für Zentromersonden das Programm DIREKT. 2 Material und Methoden 33 Sondenansatz (1/3 bzw. 1/2 OT): 1. BAC-Klone/wcp’s/pcp’s: - von 3 verschiedene BACs je 2 µl + 10 ng Cot-1-DNA (lyophilisiert), (1/3 OT, 18 x 24 mm Deckglas) - von 2 verschiedene BACs je 2 µl + 2 µl DS + 10 ng Cot-1 DNA (lyophilisiert), (1/3 OT, 18 x 24 mm Deckglas) - von 2 verschiedene BACs je 3 µl + 3 µl pcp/wcp + 10 ng Cot-1 DNA (lyophilisiert), (1/2 OT, 24 x 24 mm Deckglas) - von 2 verschiedene BACs je 3 µl + 10 ng Cot-1 DNA (lyophilisiert), + Zentromersonde (cep) (1/2 OT, 24 x 24 mm Deckglas) 2. Zentromersonden: - ABBOTT®: 1 µl Sonde + 3 µl cep-Hybridisierungspuffer - QBIOgene®/Kreatech®: 2 µl Sonde + 2 µl cep-Hybridisierungspuffer 3. MCB: - 5µl Sonde + 5µl DS + 10ng Cot-1 DNA (lyophilisiert) PREHYB - 75°C 5 min . Denaturierung - 4°C 2 min - 37°C 30 min - 37°C . Temperatur wird bis zum Stop des Programmes beibehalten DIREKT - 72°C 5 min . Denaturierung - 4°C . Temperatur wird bis zum Stop des Programmes beibehalten Nach Beendigung der Sonden- und OT-Denaturierung wurde das Sondengemisch direkt, oder nach Vereinigung von Sonden unterschiedlicher Denaturierungsprogramme (PREHYB und DIREKT) auf die Ziel-DNA aufgetragen und luftblasenfrei mit 24 x 24 mm bzw. 18 x 24 mm Deckgläsern abgedeckt. Die Ränder wurden mit Fixogum (Marabu®) luftblasenfrei versiegelt, um ein Austrocknen des Präparates zu verhindern. Die Hybridisierung erfolgte für ü.N. bis 3 Tage in einer feuchten Kammer bei 37°C. 2.4.2 Posthybridisierungswaschung und Detektion 2.4.2.1 Endwaschung von pcp/wcp/MCB in Verbindung mit Zentromersonden und BACs Rapid wash: Für die 1. Hybridisierung von BACs auf OTs mit FS-induzierten Suspensionen war das „Rapid wash“-Protokoll möglich. Für weiterfolgende Hybridisierungen (2. bis 4.) wurde die FA-Waschung (siehe 2.4.2.2) bevorzugt, da es sich zeigte, dass der Hintergrund hier weniger 2 Material und Methoden 34 stark ausgeprägt war. Bei diesem Protokoll wurden die Präparate nach dem vorsichtigem Entfernen des Deckglases bei 64°C im Wasserbad für 5 min in 1x SSC gewaschen, danach für 5 min bei RT in 4x SSCTw auf dem Schüttler belassen. Schlossen sich keine Detektionsschritte an, wurde der OT bei RT für weitere 5 min in 4x SSCTw und in 1x PBS gespült (auf dem Schüttler). Anschließend erfolgte die Dehydrierung in einer aufsteigenden Alkoholreihe, das Lufttrocknen und die Gegenfärbung mit DAPI/Antifade. Folgten Detektionsschritte, so wurde nach der einmaligen Waschung in 4x SSCTw bei RT (5 min) das Präparat mit 100 µl 4x SSCTM unter Verwendung von einem 24 x 60 mm Deckglas für 15 min bei 37°C in einer feuchten Kammer inkubiert, um unspezifische Bindungsstellen für die nachfolgend verwendeten Antikörper abzublocken. Nach Entfernung des Deckglases wurde der OT 5 min in 4x SSCTw gewaschen und 100 µl der Antikörperlösung aufgetragen. Eine Inkubation bei 37°C in einer feuchten Kammer schloss sich an (30 bis 40 min). Erfolgten noch weitere Detektionsschritte, um z.B. Signale von schwachen Sonden zu verstärken, wurde der OT nach jeder weiteren Inkubation der Antikörper 3x für je 5 min in 4x SSCTw bei RT auf dem Schüttler gespült. Nach der letzten Inkubation wurde das Präparat für 2x 5 min in 4x SSCTw bei RT auf einem Schüttler gewaschen, danach folgte 1 Waschschritt in 1x PBS für 5 min. Die Dehydrierung wurde in einer aufsteigenden Alkoholreihe (70%, 95%, EtOHabs) durchgeführt. Nach der Lufttrocknung erfolgte die Gegenfärbung der Chromosomen mit ca. 20µl DAPI/Antifade (bindet bevorzugt an AT-Basenpaarung, blaue Fluoreszenz) und eine Abdeckung mit einem Deckglas (24 x 60 mm). 2.4.2.2 Endwaschung der BAC- Klone FA-Waschung: Alle BACs nach der 2. Hybridisierung auf OTs mit induzierter FS-Suspension wurden bei 42°C 50%-igem Formamid gewaschen. Hierzu ist das Deckglas vorsichtig entfernt und das Präparat 3x in 50%-igem Formamid bei 42°C im Wasserbad für je 5 min gewaschen worden, gefolgt von 3 Waschschritte in 2x SSC bei 42°C ebenfalls für 5 min. Anschließend folgte die Waschung bei RT in 4x SSCTw für 5 min auf dem Schüttler. Die nachfolgenden Arbeitsschritte entsprechen denen unter 2.4.2.1 Beschriebenen. Folgende Detektionssysteme kamen zur Anwendung: Die Fluorochrom-gekoppelten Antikörper wurden lyophilisiert von den jeweiligen Herstellern geliefert und nach deren Angaben gelöst. Zur Herstellung der Antikörpergebrauchslösung erfolgte eine Verdünnung in 4x SSCTM. Nachweis von Biotin-16-dUTP-markierten Sonden: . Avidin-Fluorescein-5-iso-Thiocyanat (Streptavidin-FITC), (Vector Laboratories®) 1:400 . FluoroLinkCy5-labelled-Streptavidin (SA-Cy5), (Amersham®) 1:33 Nachweis von Digoxigenin-11-dUTP-markierten Sonden: . anti-Digoxigenin-Rhodamin (a-Dig-Rhod), (Roche®) 1:10 Bei allen nachfolgenden Arbeitsschritten ist ein direkter Lichteinfall zu vermeiden. Die OTs können bis zur nachfolgenden Auswertung bei 4°C in einer OT-Mappe aufbewahrt werden bzw. für längere Lagerung bei –20°C. 2 Material und Methoden 35 2.4.3 Auswertung Die Präparate wurden am Axioplan 2-Mikroskop (Zeiss®) mit einem 5-Filtersystem, welches die Aufnahme von DAPI, FITC, SO, TR, Cy5 und SA ermöglicht, aufgenommen und ausgewertet. Die Bildaufnahme und Verarbeitung erfolgte mit einer Standard-CCDVideokamera (IMAC) und der ISIS 3-Software der Firma MetaSystems® GmbH/Althussheim und mit Hilfe der Paint Shop pro 4-Software. Für das MCB aller humanen Chromosomen wurde jeweils eine eigene Falschfarbdatei erstellt. Fluorochrom Hersteller Absorptions maximum (nm) Emissions maximum (nm) Filter Farbe DAPI Vector Laboratories® 359 461 DAPI blau SG Abbott® 497 524 SG grün TR Molecular Probes® 595 615 Cy 3.5 rot SO Abbott® 559 588 Cy 3 orange Dy-415- aadUTP Dyomics® 426 480 DEAC blau Streptavidin- FITC Vector Laboratories® 494 524 SG grün a-Dig-Rhod Roche® 595 615 Cy 3.5 rot SA-Cy5 Amersham® 649 670 Cy 5 gelb Tab. 2.4.3: Fluorochrome und ihre Absorptions- und Emissionsmaxima, die verwendeten Filter und der Hersteller (siehe auch 2.3.4.1.4). 2.5 Datenbanken Die folgenden Datenbanken wurden für die durchgeführten Analysen der FS und der evolutionär konservierten bzw. Neoplasie-assoziierten Bp verwendet. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/sites/entrez, http://genome.ucsc.edu/cgi-bin/hgTracks, http://projects.tcag.ca/variation/, http://chimpparalogy.gs.washington.edu/, http://www.repeatmasker.org/, http://cgap.nci.nih.gov/Chromosomes/Mitelman, http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Omim/getmap.cgi?, http://www.genecards.org/, http://waldman.ucsf.edu/GENES/completechroms.html, http://atlasgeneticsoncology.org//Indexbyalpha/idxa_G.html, http://www.sanger.ac.uk/genetics/CGP/Census/somatic_mutation.shtml, https://decipher.sanger.ac.uk/, http://www.ngrl.org.uk/Wessex/microdel_collection.htm, http://de.wikipedia.org/, http://www.dsmz.de/ 3 Ergebnisse 36 3 Ergebnisse 3.1 Häufigkeit Aphidicolin (Aph)-induzierbarer „fragile sites“ (FS) in Lymphozyten 3.1.1 Häufigkeit in unterschiedlichen Bandenstadien und Individuen In dieser Arbeit wurde von 3 gesunden weiblichen Probanden (I, II, III) Heparin-Blut zum einen nach Standartbedingungen kultiviert (Negativ-Kontrolle, siehe 2.1.2.1.1), zum anderen während der Kultivierung mit Aphidicolin, einem Inhibitor der Polymerase a, d und e versetzt (siehe 2.1.2.1.2). Die Suspensionen I und II waren kaukasischer, die Suspension III kaukasisch-asiatischer Abstammung. In dieser Arbeit wird das Synonym „Chromosomenbruch“ für solche Chromosomenveränderungen verwendet, wo eindeutig ein Chromatidbruch zu verzeichnen war, aber auch für solche, welche nach ISCN 2005 als „chromatid gap“ beschrieben werden. Von jeder Negativkontrolle (IN, IIN, IIIN) wurden 100 Metaphaseplatten (MPP) hinsichtlich des Vorkommens von spontanen Chromosomenbrüchen untersucht. In keiner MPP der analysierten 3 Negativkontrollen fand sich ein solches Bruchereignis. Die Untersuchung auf das Vorhandensein von Bruchereignissen an den mit Aph induzierten Lymphozytensuspension IA, IIA, IIIA erfolgte an insgesamt ca. 25.000 MPP. Dabei wurde bereits eine mikroskopische Vorauswahl getroffen und nur solche MPP als Bildobjekt gespeichert und analysiert, welche mindestens ein Bruchereignis aufwiesen (siehe Tab. 3.1.1). Tab. 3.1.1: Anzahl der analysierten MPP pro Suspension. Suspension IA IIA IIIA Summe analysierte MPP 2.846 1.418 2.203 6.467 Abb. 3.1.1: MPP einer Aph-induzierten Suspension im Bandenstadium 550. Die roten Pfeile weisen auf Chromosomenbrüche hin. 3 Ergebnisse 37 Die überwiegende Anzahl der Bruchereignisse waren Chromatidbrüche, nur selten waren ganze Chromosomenbrüche oder Reunionsfiguren sichtbar. Jede MPP wurde hinsichtlich ihres Bandenstadiums (300-350, 400-500, 550-650, >650) und des Vorkommens von FS untersucht. Zu vermerken ist, dass die Auswertung ausschließlich an invertierten DAPI-Chromosomen erfolgte. 3.1.1.1 Bruchrate pro MPP in verschiedenen Bandenstadien Es wurden ca. 74% (IIIA), 81% (IIA) und ca. 87% (IA) der MPP im Bandenstadium 400-650 analysiert. Von den verbleibenden Prozentanteilen nahm das Bandenstadium 300-350 den größten Anteil mit 11% (Suspension I) bis 24% (Suspension IIIA) ein und die Häufigkeit des Bandenstadiums > 650 lag zwischen 2% in den Suspensionen IA, IIIA und 7% (Suspension IIA). Im Bandenstadium >650 war teilweise die Identifizierung der Chromosomen bzw. der Chromosomenbrüche aufgrund der Chromosomenlänge und -lage erschwert. Alle 3 untersuchten Suspensionen unterschieden sich nur unwesentlich hinsichtlich ihres Prozentgehaltes an analysierten MPP in den einzelnen Bandenstadien. Eine vollständige Ergebnisdarstellung aller 3 analysierten Suspensionen ist im Anhang unter 2A zu finden. Der Vergleich der Bruchrate pro Bandenstadium zeigt, dass diese innerhalb der verschiedenen Bandenstadien variiert von durchschnittlich 1-7 Brüchen pro MPP (MPP ohne Bruchereignis nicht mit einbezogen). Dieses Ergebnis war in allen 3 untersuchten Suspensionen zu verzeichnen (siehe Anhang 3A). Im Bandenstadium 300-350 fanden sich im Durchschnitt 1-3 Brüche in den MPP, im Bandenstadium 400-500 durchschnittlich 3-5 Bruchereignisse pro MPP, im Bandenstadium 550-650 ca. 3-7 und im Bandenstadium >650 3-12 Bruchereignisse pro MPP. Im Bandenstadium >650 ist anzumerken, dass im Vergleich zu den anderen Bandenstadien überdurchschnittlich häufig mehr als 12 Chromosomenbrüche pro MPP gefunden wurden. In nachfolgender Tab. 3.1.1.1 ist die durchschnittliche Bruchrate pro MPP pro Bandenstadium aufgezeigt (ohne Einbeziehung der MPP, wo kein Chromosomenbruch vorlag) und in Abb. 3.1.1.1b bezogen auf die Gesamtanzahl an MPP. Bandenstadium 300-350 400-500 550-650 >650 durchschnittliche Bruchrate/MPP 1-4 2-5 3-8 3-12 Tab. 3.1.1.1: Durchschnittliche Bruchrate/MPP/Bandenstadium aus allen untersuchten 6.467 MPP (MPP ohne Bruchereignis wurde nicht mit einbezogen). Summe der MPP/Bandenniveau in % (Suspension IA) 11% 58% 29% 2% 300-350 400-500 550-650 >650 Anteil der MPP/Bandenstadium in % Abb. 3.1.1.1a: Darstellung des prozentualen Anteils der analysierten MPP in verschiedenen Bandenstadien (300-350, 400-500, 550-650, >650) am Beispiel von Suspension IA. 3 Ergebnisse 38 Bandenstadium 300-350 (Suspension IA) 0 5 10 15 20 25 30 35 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 mehr als 12 Bruchrate/MPP MPP in % 300- 350 Bandenstadium 400-500 (Suspension IA) 0 5 10 15 20 25 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 mehr als 12 Bruchrate/MPP MPP in % 400- 500 Bandenstadium 550-650 (Suspension IA) 0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 mehr als 12 Bruchrate/MPP MPP in % 550- 650 Bandenstadium >650 (Suspension IA) 0 5 10 15 20 25 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 mehr als 12 Bruchrate/MPP MPP in % >650 Abb. 3.1.1.1b: Darstellung der Bruchrate in MPP in verschiedenen Bandenstadien zur Gesamtanzahl an MPP in dem jeweiligen Bandenstadium in Prozent, beispielhaft an Suspension IA gezeigt (von oben li. nach unten re.): Bandenstadium 300-350, 400-450, 550-650, >650. 3.1.1.2 Aphidicolin-induzierte FS In dieser Arbeit wurden insgesamt 235 verschiedene Chromosomenbrüche anhand ihrer zytogenetischen Lage identifiziert. Da alle 3 verwendeten Suspensionen (IA, IIA, IIIA) weiblichen Ursprungs waren, wurde das Y Chromosom in die Analyse nicht mit einbezogen. Teil der zytogenetischen Untersuchung war nicht nur die Identifizierung bekannter Aphinduzierbarer FS, sondern auch neue, bisher nicht beschriebener chromosomaler Bruchregionen. Die Anzahl der neu beschriebenen Chromosomenbrüche anhand des invertierten DAPI betrug 65. Einige der aufgeführten neuen Chromosomenbrüche traten als einmaliges Ereignis bei ~25.000 ausgewerteten MPP in Erscheinung. Dies betrifft die zytogenetischen Regionen in 1p34 (Suspension IA), 2q14.2~14.3 (Suspension IIA), 3q23 (Suspension IIIA), 4q32 (Suspension IIA), 15q24 (Suspension IIA), 21q11.2 (Suspension IA) und 20q13.3 (Suspension IA). Diese Bruchereignisse wurden nicht als FS, sondern als einmaliges Bruchereignis gewertet und sind in der Abb. 3.1.1.2b nicht mit aufgeführt. Eine Ausnahme bildet das Bruchereignis in 17q21 (Suspension IIIA). Es wurde im Rahmen dieser Arbeit zwar auch nur einmal nachgewiesen, ist aber schon als FS veröffentlicht und erscheint mit in der Abb. 3.1.1.2b. Die neu identifizierten FS in 2p14, 11p12 und 16q13 wurden nur in der Suspension IIIA identifiziert, Bruchereignisse in 13q31 nur in der Suspension IIA. Des Weiteren konnten nach Aph-Induzierung auch FS des 5-Azacytidin-Typs, des BrdU-Typs, des Folsäure-Typs und des Distamycin A-Typs identifiziert werden. Mit Ausnahme des Folsäure-Typs wurden alle FS, die nicht als Aph-induzierte FS bewertet sind, in allen 3 Suspensionen in den MPP nachgewiesen. Die FS des Folsäure-Typs FRA6A wurde nur in Suspension IA, die FRA10A in IA und IIIA und die FRA20A in IA und IIA nachgewiesen (Gesamttabelle 4A im Anhang, Einzeltabellen der jeweiligen Suspension IA(5A), IIA (6A), IIIA (7A)). Abb. 3.1.1.2a zeigt alle neu in dieser Arbeit identifizierten FS mit mindestens 2-maligem Vorkommen (insgesamt 61) und Beispiele für solche, welche aktuell noch nicht in der NCBI 36.3 gelistet sind. 3 Ergebnisse 39 3 Ergebnisse 40 Abb. 3.1.1.2a: Darstellung aller neu beschriebener Aph-induzierter Bruchereignisse (invertiertes DAPI) mit zytogenetischer Bande und Beispiele für solche, die nicht in der NCBI 36.3-Datenbank aufgeführt sind. Legende: Pfeil: Markierung der zytogenetischen Bande des Chromosomenbruchs; Umrandungen: rot: einmaliges Bruchereignis; blau: Simonic und Gericke, 1996 (hellgrün: von Autoren als nicht Aph-spezifische und sporadisch auftretende FS bezeichnet, siehe Abb. 3.1.1.2b); grün: Borgaonkar, 7th Edition 1994; lila: Kuwano et al., 1988; braune: 15q13: als spontan expremiert beschrieben von Karadeniz et al., 2003 und Zamani et al., 2007; rosa: Karadeniz et al., 2003; schwarz:Schuffenhauer et al., 1996; *: nahe Angrenzung an GTG/DAPI-dunkle/helle Banden; +: größere Ausbreitung der FS, evtl. mit Nachbar-FS möglich. Alle zytogenetisch neu beschriebenen FS bzw. solche, die zwar veröffentlicht, aber namentlich nur nach ihrer zytogenetischen Kartierung benannt wurden und nicht in der NCBI 36.3 aufgeführt sind, wurden weiterführend von pter bis qter fortlaufend mit Buchstaben versehen. In dieser Arbeit konnten 2 fragile Regionen im Chromosom 21 identifiziert werden und ebenso zahlreiche, bisher nicht beschriebene Bruchereignisse in Chromosom 15 (Abb. 3.1.1.2a). Wie aus der Abb. 3.1.1.2b ersichtlich, sind nahezu alle chromosomalen Banden von Bruchereignissen betroffen. Im Chromosom 1 wurden beispielsweise insgesamt 17 fragile Regionen, 13 im Chromosom 7 und 9 im Chromosom 16 aufgezeigt (Tab. 3.1.1.2a, Abb. 3.1.1.2b). In nachfolgender Tabelle (Tab. 3.1.1.2a) ist die Anzahl an Bruchregionen pro Chromosom dargestellt. Sie variiert von 21 fragilen Bereichen in Chromosom 2 bis 2 in Chromosom 21 und 22 (Chromosom Y wurde ausgespart, da keine eigenen Ergebnisse). Chromosom 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 Fragile Regionen 17 21 17 13 15 13 13 9 12 10 12 10 Chromosom 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 X Y Fragile Regionen 8 8 7 9 5 6 3 5 2 2 9 - Tab. 3.1.1.2a: Auflistung aller Chromosomen mit Angabe der Anzahl chromosomaler Bruchregionen. Anhand der Größe der Chromosomen in Megabasenpaaren (Mbp) wurde in Tab. 3.1.1.2b eine Erhebung vorgenommen, in welcher Verteilung (Mbp-Abstand) im Durchschnitt ein fragiler Bereich in den einzelnen Chromosomen vorkommt. Den höchsten Anteil an chromosomalen Bruchregionen im Verhältnis zu Mbp hat das Chromosom 16. Hier liegt im Durchschnitt alle ~9,89 Mpb ein fragiler Bereich vor. Ebenfalls einen hohen Anteil an bruchanfälligen Stellen sind am Chromosom 2 und 11 zu verzeichnen. Dagegen hat das Chromosom 8 mit 9 fragilen Bereichen im durchschnittlichen Abstand von 16,22 Mbp im Verhältnis wenige für Brüche anfällige Bereiche. Chromosom 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 Mbp 14,53 11,52 11,76 14,69 12,07 13,15 12,23 16,22 11,67 13,35 11,17 13,20 Chromosom 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 X Y Mbp 14,25 13,25 14,29 9,89 15,80 12,67 21,33 12,40 23,50 25,00 17,22 - Tab. 3.1.1.2b: Auflistung aller Chromosomen mit statistischer Angabe (in Mbp) des Abstandes von fragilen Regionen zueinander. Des Weiteren ist anzumerken, dass zahlreiche Chromosomen im Zentromer Bruchereignisse zeigen. Dies betrifft die Chromosomen 1, 2, 3, 5, 6, 8, 11, 12, 16, 17, 19 und X (siehe Abb. 3.1.1.2b). Fragile Bereiche wurden auch in den Heterochromatinregionen der Chromosomen 1 und 9 nachgewiesen. Auffallend war auch, dass zahlreiche Bruchereignisse am Übergang zwischen DAPI-hellen und -dunklen Banden auftraten, so z.B. FS in 1p21.3, 1q23, in 2p21 oder 3p25 (siehe Abb. 3.1.1.2b). Anhand der großen Menge an ausgewerteten MPP (~25.000) und der Identifizierung zahlreicher neuer FS war es erstmals möglich, eine Karte über die Gesamtheit der fragilen Regionen des Genoms auf zytogenetischer Basis zu erstellen. Eine Gesamtübersicht aller chromosomalen fragilen Bereiche in Aph-induzierten 3 Ergebnisse 41 Lymphozyten, inklusive der neu Beschriebenen und zahlreiche noch nicht in der NCBI 36.3 aufgeführten FS, ist in der Abb. 3.1.1.2b dargestellt. Abb. 3.1.1.2b: Darstellung aller fragilen Regionen nach Aphidicolin-Induzierung in Lymphozyten. Legende: Namensgebung: fortlaufend mit Buchstaben versehen (rot markiert: neue Benennung); alle fettgedruckten FS/Benennung (Buchstaben): nicht in NCBI 36.3 aufgeführt; schwarz: FS in NCBI 36.3 aufgeführt; rot: neue, im Rahmen dieser Arbeit identifizierte FS; blau: Borgaonkar „Chromosomal variation in Man“, 3 Ergebnisse 42 Fortsetzung Legende Abb. 3.1.1.2b: 7th Edition, 1994; grün: Simonic und Gericke, 1996; hellblau: Simonic und Gericke, 1996 (als nicht Aph-spezifische FS und sporadisch vorkommend beschrieben); lila: Kuwano et al., 1988; oranger Balken: FS-Region innerhalb einer zytogenetischen Bande; *: keine FS vom Aph-Typ; 1: Schuffenhauer et al., Fortsetzung Legende Abb. 3.1.1.2b: 1996; 2: Rozier , 2004; 3: Fechter et al., 2007b; 4: Helmrich et al., 2007; 5: Sawinska et al., 2007; 6: Debacker und Kooy, 2007; 7: Karadeniz et al., 2003. Nach Beurteilung der zytogenetischen Lage der FS lässt sich feststellen, dass ca. 62% der FS eindeutig im Bereich DAPI-heller Banden (GTG-helle Banden) lokalisiert sind. 3.1.1.3 Vergleich der Häufigkeit von FS in verschiedenen Bandenstadien In allen 3 untersuchten Suspensionen (IA, IIA, IIIA) wurden die Bruchereignisse in den verschiedenen Bandenstadien vermerkt und innerhalb einer Suspension bzw. zwischen den Suspensionen verglichen. Der Vergleich zwischen IA, IIA und IIIA erfolgte, aufgrund der besseren Vergleichbarkeit auf Prozentebene, da eine unterschiedlich große Anzahl von MPP analysiert wurde (siehe Tab. 3.1.1). In den Bandenstadien 400-500 und 550-650 wurde insgesamt die größte Anzahl an FS identifiziert. Die im Bandenstadium 300-350 am häufigsten beobachteten FS waren vor allem FRA1B, FRA1G, FRA2D, FRA2H, FRA3B, FRA4C, FRA6E, FRA11F, FRA16D, FRAXB und FRAXC und sind annährend identisch in allen 3 Suspensionen. Ebenso trifft dies für die zytogenetischen Banden 1p22~21.3 und 7q22~31.1 zu. Wie bereits unter 3.1.1.2 erwähnt, sind einige Chromosomenbrüche als einmaliges Ereignis aufgetreten. In nachfolgender Tabelle sind diese mit Angabe ihres Vorkommens (Suspension und Bandenstadium) aufgelistet. IA /Bandenstadium IIA /Bandenstadium IIIA /Bandenstadium Zytogenetische Bande 400-500 550-650 400-500 550-650 400-500 550-650 1p34 x 2q14.2~q14.3 x 3q23 x 4q32 x 15q24 x 17q21 (FRA17D) x 20q13.3 x 21q11.2 x Tab. 3.1.1.3a: Aufstellung der zytogenetischen Banden mit einmaligem Bruchereignis hinsichtlich des Vorkommens in den Suspensionen und Bandenstadien. Die in dieser Untersuchung neu identifizierten FS wurden hinsichtlich ihres Vorkommens in den 3 Suspensionen überprüft. Die meisten dieser Bruchereignisse wurden in den Suspensionen IA, IIA, IIIA nachgewiesen. Ausnahmen hiervon sind in Tabelle 3.1.1.3b aufgeführt. Die vollständige Auflistung aller beschriebenen FS hinsichtlich ihrer Häufigkeit in den verschiedenen Bandenstadien bzw. Suspensionen ist im Anhang unter 4A-7A zu finden. Tab. 3.1.1.3b: Fortsetzung und Legende auf der nachfolgenden Seite. FRA IA /Bandenstadium IIA /Bandenstadium IIIA /Bandenstadium Zytogenetische Bande 300- 350 400- 500 550- 650 >650 300- 350 400- 500 550- 650 >650 300- 350 400- 500 550- 650 >650 FRA1S/ 1q43 x x x FRA2P/ 2p15 x x x x FRA2Q/ 2p14 x x 3 Ergebnisse 43 FRA IA /Bandenstadium IIA /Bandenstadium IIIA /Bandenstadium Zytogenetische Bande 300- 350 400- 500 550- 650 >650 300- 350 400- 500 550- 650 >650 300- 350 400- 500 550- 650 >650 FRA3K/ 3q12 x x x x x FRA4F/ 4p14 x x x FRA4G/ 4p12 x x x x FRA5K/ 5q13 x x x x x FRA5O/ 5q33 x x x x FRA9I/ 9p13 x x x FRA11K/ 11p12 x FRA12J/ 12q14 x x x FRA12K7/ 12q15 x x x x x FRA13H/ 13q31 x x FRA14D/ 14q11.2 x x x FRA14G/ 14q24.3 x x FRA15C/ 15q11.2 x x x FRA15E/ 15q21 x x x x FRA15H / 15q26 x x x FRA16G/ 16q12 x x x x FRA16H / 16q13 x FRA17C/ 7p/q11 x x x x FRA19C/ 19p/q11 x x x FRA20D/ 20q11.2 x x x x FRA21A / 21q21 x x x x FRAXG/ Xp11.2 x x Tab. 3.1.1.3b: Auflistung neu beschriebener FS (nach zytogenetischer Bande und Benennung), welche nicht in allen 3 Suspensionen identifiziert wurden im Bandenstadium 300-350, 400-500, 550-650, >650. x: Vorkommen in der Suspension IA, IIA, IIIA. Wie aus Tabelle 3.1.1.3b ersichtlich, wurden der Großteil der FS erst im Bandenstadium 400- 500 identifiziert, und nur in Ausnahmefällen im Bandenstadium 300-350 (FRA4G, FRA5K, FRA12K, FRA16G, FRA19C). Im Bandenstadium >650 waren ebenfalls nur wenige neue FS sichtbar. Aufgrund der sehr großen Anzahl an identifizierten FS (siehe 3.1.1.2; Anhang 4A) wird an dieser Stelle nur exemplarisch die Häufigkeit einiger FS in den verschiedenen Bandenstadien der analysierten Suspension IA aufgezeigt (siehe Tab. 3.1.1.3c). FS Zytogenetische Bandenstadium Bande 300- 350 % 400- 500 % 550- 650 % >650 % Gesamtanzahl (%) FRA1A 1p36 2 0,017 17 0,140 15 0,124 2 0,017 36 (0,297) FRA1H 1q42 1 0,008 3 0,025 5 0,041 1 0,008 10 (0,083) FRA2K 2q22.3 5 0,041 22 0,182 17 0,140 - 0 44 (0,363) FRA10C 10q21 - 0 4 0,033 5 0,041 - 0 9 (0,074) FRA16E 16p12.1 - 0 1 0,008 1 0,008 1 0,008 3 (0,025) FRA6K 6q22 2 0,017 8 0,066 8 0,066 - 0 18 (0,149) FRA13I 13q34 - 0 4 0,033 6 0,050 1 0,008 11 (0,091) FRA5H 5p15 - 0 7 0,058 6 0,050 - 0 13 (0,107) Tab. 3.1.1.3c: Suspension IA: Auflistung einiger FS, ihrer zytogenetischen Lage und der Angabe ihrer Häufigkeit bezogen auf 2.846 ausgewertete MPP in den Bandenstadien 300-350, 400-500, 550-650 und >650 Farbskala: weiß: Aph-Typ; 5-Azacytidin-Typ; Folsäure-Typ; BrdU-Typ; DistamycinA-Typ; Borgaonkar 1994; Simonic und Gericke, 1996; neue, in dieser Arbeit beschriebene FS. 3 Ergebnisse 44 Die in Tabelle 3.1.1.3a und c aufgezeigte Häufigkeitsverteilung wurde für alle identifizierten chromosomalen Bruchereignisse in den 3 analysierten Suspensionen bestimmt (siehe Anhang 4A-7A). In Abb. 3.1.1.3 ist ein Vergleich der Suspensionen IA, IIA und IIIA hinsichtlich des Vorkommens von FS am Bsp. des Chromosoms 10 in verschiedenen Bandenstadien, einschließlich des prozentualen Anteils zueinander, aufgezeigt (eine vollständige Auflistung aller Chromosomen befindet sich im Anhang unter 8A). FS Bandenstadium 300- 350 400- 500 550- 650 > 650 300- 350 400- 500 550- 650 > 650 300- 350 400- 500 550- 650 > 650 FRA10H 1 4 1 - 1 4 3 1 2 4 1 - FRA10I 1 1 2 - 1 3 - - 2 14 2 1 FRA10J - 2 4 - - 1 2 - 2 10 3 - FRA10G 1 9 6 - - 1 2 - - 9 4 - FRA10C - 4 5 - - 2 - 1 - 7 1 - FRA10D 3 16 6 - 1 5 3 - 7 23 5 - FRA10A - 3 2 - 2 2 2 1 1 7 8 - FRA10K - 5 3 - - - - - 2 7 5 - FRA10E - 7 7 - 1 8 2 2 - 10 6 - FRA10F 1 11 10 1 1 4 3 2 5 32 20 2 Abb. 3.1.1.3: Vergleich der Suspensionen IA, IIA, IIIA hinsichtlich des Vorkommens von FS des Chromosoms 10 in verschiedenen Bandenstadien mit Angabe des prozentualen Anteils zueinander. Tabellarisch dargestellt sind die absoluten Häufigkeiten in IA, IIA, IIIA in den Bandenstadien 300-350, 400-500, 550-650, >650. Bei der Analyse der Häufigkeiten der FS des Chromosoms 10 fiel auf, das FRA10F in 10q26.1 überdurchschnittlich häufig in IIIA zu finden war mit ca. 30% im Bandenstadium 400-500 bzw. ca. 40% im Bandenstadium 550-650. In den Suspensionen IA und IIA waren in diesen Bandenstadien Häufigkeiten von ca. 15-25% im Vergleich zu den anderen FS des Chromosoms 10 zu verzeichnen (Anhang Abb. 8A). Dies hatte zur Folge, dass für die molekularzytogenetische Charakterisierung dieser FS hauptsächlich auf die Suspension IIIA zurückgegriffen wurde. Alle anderen identifizierten FS des Chromosoms 10 zeigten in den 3 Suspensionen ähnliche Häufigkeitsverteilungen (Anhang Abb. 8A). Wesentliche Unterschiede in den Häufigkeiten des Vorkommens von FS konnten aber nur bei einer ausreichend hohen Zahl an Bruchereignissen, besonders in den Bandenstadien 400-500 und 550-650, erfasst werden. Dies gilt beispielsweise für Häufigkeitsunterschiede der FS FRA1I, 0% 10% 20% 30% 40% 50% 60% 70% 80% 90% 100% 300- 350 400- 500 550- 650 >650 Bandenstadium Suspension IIA 0% 10% 20% 30% 40% 50% 60% 70% 80% 90% 100% 300- 350 400- 500 550- 650 >650 Bandenstadium Suspension IIIA 0% 10% 20% 30% 40% 50% 60% 70% 80% 90% 100% 300-350 400-500 550-650 >650 Bandenstadium Suspension IA FRA10H 10p15 FRA10I 10p12~13 FRA10J 10p11.2 FRA10G 10q11.2 FRA10C 10q21 FRA10D 10q22.1 FRA10A 10q23.3 FRA10K 10q24.2 FRA10E 10q25.2 FRA10F 10q26.1 3 Ergebnisse 45 FRA4C, FRA4H und FRA6B zwischen den analysierten Suspensionen. In IIIA wurde FRA1I (1q44) in ca. 18% der analysierten FS des Chromosoms 1 im Bandenstadium 400-500 gefunden, in IA und IIA dagegen in ca. 28%. FRA4C (4q31) kam in IA mit einer Häufigkeit von ca. 60% im Vergleich zu den anderen FS des Chromosoms 4 dieses Bandenstadiums vor (Bandenstadium 400-500), in IIIA und IIA nur in ca. 40%. Des Weiteren betrifft diese Beobachtung die FRA4H in 4q21, da diese FS in IA in ca. 3% (im Verhältnis zu allen FS im Bandenstadium 400-500 des Chromosoms 4) identifiziert wurde und in den Suspensionen IIA und IIIA im Durchschnitt 15-20%. Auch die FRA6B weist Häufigkeitsunterschiede zwischen den Suspensionen auf. Sie wurde überdurchschnittlich häufig in IIA nachgewiesen mit ca. 35% (bezogen auf alle FS des Chromosoms 16 im Bandenstadiums 400-500) im Gegensatz zu 10-15% in IA und IIIA (Häufigkeitsverteilung der FS der einzelnen Chromosomen bzw. zwischen IA, IIA, IIIA im Anhang unter 8A; Häufigkeit aller FS zueinander: Anhang 4A-7A). 3.1.2 Häufigkeitsverteilung Aph-induzierter FS innerhalb des Genoms Die Häufigkeit des Vorkommens von FS in Aphidicolin-induzierter Lymphozytensuspension schwankt sehr stark, d.h. alle beobachtbaren FS wurden mit sehr unterschiedlicher Frequenz expremiert. Es zeigten sich sowohl Unterschiede in der Häufigkeit der Bruchereignisse zwischen den einzelnen FS, wie auch zwischen den Suspensionen (Anhang IVa-d). In Tab. 3.1.2a sind beispielhaft einige FS mit ihren Gesamthäufigkeiten, bezogen auf ~25.000 ausgewertete MPP, dargestellt. Tab. 3.1.2a: Auflistung einiger FS mit zytogenetischer Lokalisation und Häufigkeit in % (bezogen auf ~25.000 ausgewerteten MPP; von li. nach re. mit abfallenden Häufigkeiten). Die FS-Expression pro Gesamtanzahl an Bruchereignissen liegt zwischen 14,153% in 3p14.2 und 0,013% beispielsweise in der neu in dieser Arbeit beschriebenen FRA13H (13q31) (Tab. 3.1.2.a; Anhang 4A). Nur 21 der 228 in dieser Arbeit identifizierten FS liegen in ihrer Häufigkeit über 1%. 92 der beobachteten FS liegen zwischen 0,99 und 0,1% und 115 FS haben eine Expressionshäufigkeit geringer als 0,09%. Exemplarisch sind in Tab. 3.1.2b ähnliche und unterschiedliche Häufigkeitsverteilungen in den Suspensionen IA, IIA, IIIA aufgeführt. Eine Gesamtauflistung der Häufigkeiten aller FS, bezogen auf ~25.000 ausgwertete MPP, sowie eine Auftrennung der Expressionshäufigkeiten in den 3 untersuchten Suspensionen (IA, IIA, IIIA) in Abhängigkeit von der Anzahl der ausgewerteten MPP findet sich im Anhang unter 4A bzw. 5A-7A. FS IA (%) IIA (%) IIIA (%) FRA1A 0,017 0,021 0,019 FRA3C 0,842 0,876 0,881 FRA11C 0,437 0,331 0,398 FRA2J 0,380 0,478 0,726 FRA10F 0,190 0,166 0,571 FRA16C 0,400 0,666 0,271 FS FRA3B FRA16D FRA6E FRA7B FRA1A FRA3E FRA2M FRA9H FRA13H Zytogenet. Bande 3p14.2 16q23.2 6q26 7p22 1p36 3p26 2p25 9p24 13q31 Häufigkeit in (%) 14,153 7,576 2,823 0,799 0,488 0,315 0,115 0,031 0,013 Tab. 3.1.2b: Exemplarische Darstellung unterschiedlicher Expressionshäufigkeiten in den Suspensionen IA, IIA, IIA an jeweils 3 Bsp. für nahezu identische und unterschiedliche Häufigkeiten in % (% jeweils bezogen auf die Anzahl an untersuchten MPP). 3 Ergebnisse 46 3.2 Molekularzytogenetische Kartierung von FS an humaner Aphinduzierter Lymphozytensuspension Ausgangspunkt dieser Arbeit war die Überprüfung molekulargenetisch bzw. molekularzytogenetisch beschriebener, evolutionärer Bruchpunkte bezüglich ihrer molekularzytogenetischen Übereinstimmung mit fragilen Regionen im Genom. Hinsichtlich der beschriebenen FS wurde ausschließlich auf die NCBI zurückgegriffen und bezüglich der evolutionären Bruchpunkte auf Veröffentlichungen, wobei unterschieden wurde zwischen Makro- und Mikrorearrangements (siehe 3.3). Hierfür stand zu Beginn dieser Arbeit die Kartierung der FS m.H. von BACs. In Tab. 3.2 ist aufgeführt, welche FS exakt kartiert werden konnten bzw. wo nur eine Teilkartierung möglich war. Des Weiteren sind FS mit Einzelhybridisierungen dargestellt (siehe auch 3.2.2.3). FS Zytogenet. Bande (NCBI 36.3) Molekularzytogenetische Kartierung Exakte Kartierung Exakter distaler Bp Exakter proximaler Bp Bemerkung FRA2H 2q32.1 2q32.1-2q32.2 ja x x FRA2J 2q37.3 2q37.1-2q37.3 ja x x evtl. größer FRA4C 4q31 4q31.21-4q31.22 ja x x FRA7J 7q11.23 7q11.22-7q11.23 ja x x FRA10F 10q26.1 10q26.13-10q26.2 ja x x FRA1A 1p36 1p36.22-1p36.21 fraglich (x) x gr. Variat.breite FRA1E 1p22 1p21.3 fraglich x (x) FRA1K 1q31 1q31.2-1q31.3 fraglich (x) x FRA2L 2p11.2 2p11.2-2q11.2 fraglich (x) x Überlappend FS FRA2F 2q21.3 2q21.3-2q22.1 fraglich (x) x FRA4F 4q22 4q22.1-4q22.2 fraglich (x) x FRA5E 5p14 5p15.1-5p14.1 fraglich (x) x FRA5B 5q15 5q15-5q21 fraglich x (x) FRA7B 7p22 7p22.2-7p22.1 fraglich x (x) FRA7C 7p14.2 7p14.1 fraglich (x) x Bp-Überprüfung FRA7FK 7q22~31.1 7q22.3-7q31.1 fraglich (x) (x) Überlappende FS FRA7M 7q34 7q34-7q35 fraglich x (x) FRA14B 14q23 14q23.2-14q24.1 fraglich x x evtl. größer FRA16C 16q22.1 16q21-16q22.1 fraglich (x) x evtl. größer FRA18B 18q21.3 18q21.32 fraglich (x) (x) evtl. größer FRA1F 1q21 1q21.1-1q21.2 nein - - selten FRA2E 2p13 2p14 nein (x) - selten FRA2R 2p11 2p11.2 nein - (x) selten FRA2A 2q11.2 2q11.2 nein (x) - selten FRA2B 2q13 2q13 nein - - selten FRA6G 6q15 6q16.1 nein (x) - selten FRA4D 4p15 4p15.1 nein - - selten FRA4H 4q21 4q21.22-4q21.23 nein - - selten FRA5G 5q35 5q35.1 nein - - selten FRA6I 6p/q11 6p11.2-6p11 nein - - selten FRA7I 7q36 7q36.1-7q36.2 nein - - selten FRA9D 9q22 9q21.33 nein - - selten FRA10G 10q11.2 10q11.21- 10q21.22 nein - - selten FRA13B 13q21.2 13q21.2-13q21.32 nein - - selten FRA11F 11q14.2 11q14.2 ja n.b. n.b. Reshmi et al., 07 FRA11E 11p13 11p13 ja n.b. n.b. Bester et al., 07 FRA6E 6q26 6q26 ja n.b. n.b. Denison et al., 03 FRA7E 7q21 7q21 ja n.b. n.b. Zlotorynski et al., 03 3 Ergebnisse 47 Tab. 3.2: Auflistung aller bearbeiteter FS hinsichtlich ihrer Kartierung (gelistet mit Namen, zytogenetischer Lokalisation, molekularzytogenetischer Kartierung, mögliche exakte Kartierung, exakter distaler/proximaler Bp und Bemerkungen. Legende: Klammer: Bedarf der Überprüfung durch größere Anzahl an Hybridisierungen). Farbgebung: orange: exakte Kartierung; gelb: proximaler u./o. distaler Bp konnte bestimmt werden; grün: Einzelhybridisierungen . keine Bestimmung der proximalen/distalen Bp möglich; weiß: Einzelhybridisierungen aufgrund schon veröffentlichter Kartierungen, n.b.: wurde nicht weiter bestimmt. Ausgehend von den Hybridisierungen evolutionärer Bp-BACs wurde weiterführend eine molekularzytogenetische Charakterisierung bzw. Kartierung von verschiedenen FS angeschlossen. Untersucht wurden neben „common“ FS (cFS; FRA1A, FRA1E, FRA1F, FRA1K, FRA2E, FRA2R, FRA2F, FRA2H, FRA2J, FRA4D, FRA4I, FRA4F, FRA4C, FRA5E, FRA5D, FRA6I, FRA6G, FRA7B, FRA7C, FRA7J, FRA7F+K, FRA7M, FRAFRA7I, FRA9D, FRA10G, FRA13C, FRA14B, FRA16C, FRA18B) auch als „rare“ FS (rFS) Beschriebene. Diese rFS waren FRA2L, FRA2A, (FRA2B) und FRA5G. Ziel war, die FS durch Identifizierung des distalen und proximalen Bruchpunktes einzugrenzen. Aufgrund der sehr variablen Häufigkeit war es im Rahmen dieser Arbeit nicht möglich, von allen FS eine exakte Kartierung durchzuführen (siehe Anhang 4A). Auf eine grundsätzliche Unterscheidung der einzelnen Suspensionen hinsichtlich der BAC-Hybridisierungen wurde verzichtet. Am Beispiel der FRA4C (4q31) wurde eine Auftrennung der Hybridisierungsergebnisse von 2 Suspensionen durchgeführt mit dem Ergebnis, dass proximaler und distaler Bp identisch zu sein scheinen (siehe Anhang unter 10A). Eine statistische Absicherung steht aber noch aus. Nachfolgend soll nur auf die FS näher eingegangen werden, wo eine Bp-Kartierung möglich war. Die übrigen fragilen Regionen werden nur kurz aufgeführt bzw. in Kapitel 3.3, im Zusammenhang mit evolutionär konservierten Bp, wieder aufgegriffen. 3.2.1 Exakte molekularzytogenetische Kartierung von cFS Durch Identifizierung von BACs außerhalb der FS bzw. solcher, welche den proximalen bzw. distalen BP-BAC repräsentierten, war eine exakte Kartierung von 5 bearbeiteten FS möglich. In Abhängigkeit der Häufigkeit der einzelnen FS erfolgten die BACHybridisierungen mit unterschiedlichen Häufigkeiten (siehe Anhang 9A). Die Mbp- Ausdehnungen sind in den kartierten FS sehr variabel und liegen zwischen 2,723 Mbp bei FRA10F (siehe 3.2.1.5) und 9,520 Mbp bei FRA7J (siehe 3.2.1.4). 3.2.1.1 Molekularzytogenetische Kartierung der cFS FRA2H (2q32.1) Auf Chromosom 2 sind 22 zytogenetische Regionen als fragil ausgewiesen (siehe Abb. 3.1.1.2b, Tab. 3.1.1.2a). Im Rahmen dieser Arbeit wurden 8 FS-Regionen näher untersucht und von 2 war eine exakte Kartierung möglich. Eine Feinkartierung der FRA2H erfolgte mit Hilfe von 21 BACs, deren Hybridisierungshäufigkeit zwischen 2 und 33 lag und exemplarisch für alle kartierten FS in Tab. 3.2.1.1 aufgeführt sind. Proximal dieses fragilen Bereiches in 2q32.1 hybridisierte der BAC RP11-38H6 bei 183.146-183.310 Mbp. Der BAC RP11-234L7 (183,433-183,529 Mbp) grenzt die FRA2H proximal ab. Die distale Grenze wird durch den BAC RP11-114B11 (189,141-189,305 Mbp) aufgezeigt. Bereits distal der FS ist der BAC RP11-634B17 bei 189,588-189,695 Mbp lokalisiert. Die Lage dieser vollständig kartierten fragilen Region kann von 2q32.1 bis 2q32.2 in einem Mbp-Bereich von 183,433-189,305 und mit einer Größe von 5,872 Mbp angegeben werden. Die Hybridisierungsergebnisse der Feinkartierung der FS FRA2H anhand des invertierten DAPI sind in der Abb. 3.2.1.1a aufgeführt. In Abb. 3.2.1.1b ist die Ausdehnung der FS aufgezeigt, ihre zytogenetische Kartierung, die Lage der 3 Ergebnisse 48 Bp-relevanten BACs, des evolutionären BACs sowie einen Ausschnitt der in dieser Region liegenden Gene (Gesamtheit der Gene: Anhang 12A). BAC, Mbp: start-stop (nach NCBI 36.3) Lage des BACs zur FS proximal Bp innerhalb Bp distal Spaltsignal RP11-38H6: 183.146 - 183.310 1 1 - - - - RP11-234L7: 183.433 - 183.529 4 2 1 - - 1 RP11-438L19: 183.754 - 183.954 2 9 5 - - 3 RP11-553G13: 184.077 - 184.267 - 1 5 - - 1 RP11-70G18: 184.772 - 184.930 2 6 2 - - - RP11-363K21: 185.140 - 185.333 - 4 - - - 1 RP11-696L6: 185.336 - 185.427 - 1 6 - - - RP11-290K24: 185.760 - 185.936 - - 5 - - - RP11-29E4: 185.796 - 186.012 - - 4 3 - 1 RP11-400O18: 186.323 - 186.424 - 1 2 - - - RP11-410E4: 186.880 - 187.410 - - 5 - - - RP11-556A11: 187.154 - 187.348 - - 7 - - 1 RP11-372A6: 187.412 - 187.617 - - 30 3 - - RP11-761I13: 187.617 - 187.718 - - 9 1 - - RP11-725F20: 187.718 - 187.775 - - - 1 1 - RP11-341A4: 187.775 - 187.979 - - - 2 2 - RP11-123G24: 188.197 - 188.357 - - 1 3 - - RP11-407M6: 188.416 - 188.598 - - 1 6 - - RP11-174N13: 188.950 - 189.055 - 3 3 12 6 1 RP11-114B11: 189.141 - 189.305 - - 4 7 5 - RP11-634B17: 189.588 - 189.696 - - - 1 4 - Tab. 3.2.1.1.: Für die Kartierung der FRA2H verwendeten BACs mit Mbp-Angabe und Hybridisierungsergebnis mit relativer Lage zur FS (proximal, proximaler Bp, innerhalb der FS; distaler Bp, distal und Spaltsignal des BACs). Abb. 3.2.1.1a: Darstellung der Hybridisierungsergebnisse von FRA2H anhand des invertierten DAPI; in jedem Bild (1-5) links dargestellt: invertiertes DAPI des Chromosom 2 mit Ideogramm und Markierung der FS mittels rotem Pfeil. 1. RP11-38H6 (rot) hybridisierte proximal zu FRA2H. 2. RP11-234L7 (rot) als proximaler Bp. 3. RP11-372A6 (rot) innerhalb der FS liegend. 4. RP11-114B1 (grün) kennzeichnet den distalen Bp. 5. RP11-634B17 (grün) mit Hybridisierungssignal unterhalb der fragilen Region. 3 Ergebnisse 49 Abb. 3.2.1.1b: Darstellung der FRA2H von li. nach re.: Ideogramm des humanen Chromosoms 2 mit zytogenetischer Bandenzuordnung der FRA2H; Ausdehnung der FRA2H als rote Linie dargestellt; Ideogramm mit Angabe der zytogenetischen Subbande (NCBI 36.3) in 2q32.1-2q32.2, Mbp Ausdehnung der FRA2H mit Anzeige des proximal liegenden BACs (RP11-38H6, grün), des proximalen Bp-BACs (RP11-234L7, grün), des distalen Bp-BACs (RP11-114B11, grün), des distalen BACs (RP11-634B17, grün) und RP11-123G24 (evol. BAC, braun); Auschnitt an zytogenetischen Genen in der beschriebenen FS-Region mit Angabe der zytogenetischen Lage in 2q32.1-2q32.2. 3.2.1.2 Molekularzytogenetische Kartierung der cFS FRA2J (2q37) Diese FS, welche zytogenetisch in 2q37 liegt, konnte molekularzytogenetisch in 2q37.1- 2q37.3 lokalisiert werden. Für die Feinkartierung wurden 9 BACs verwendet mit Hybridisierungshäufigkeiten von 3 bis 8x (Anhang 9A). Der proximale Bp konnte mit Hilfe des BACs RP11-534J17 (233,994-234,101 Mbp) bestimmt werden. BAC RP11-27M15 bei 241,063-241,221 Mbp markiert den distalen Bp. Die Größe der FS beträgt 7,227 Mbp. Es konnten keine vollständig proximal bzw. distal liegende BACs hybridisiert werden, allerdings liegen die beiden Bp-markierenden BACs zu je 50% proximal bzw. distal. Die grafische Darstellung der Ausdehnung der FS befindet sich im Anhang 11A, die genaue BAC-Lokalisation und eine Auflistung der in der FRA2J liegenden Gene ist ebenfalls im Anhang unter 9A bzw. 12A aufgeführt. 3.2.1.3 Molekularzytogenetische Kartierung der cFS FRA4C (4q31) Die Feinkartierung dieser FS erfolgte m. H. von 12 BACs und die Hybridisierungshäufigkeit lag zwischen 4 und 17. Diese BACs umspannen einen Bereich von ~3,948 Mbp, was auch gleichzeitig die Ausdehnung der FRA4C wiederspiegelt. Es wurden keine BACs von den zur Verfügung Stehenden identifiziert, welche ausschließlich proximal bzw. distal hybridisierten. 2 die proximale bzw. distale Grenze markierende BACs konnten aber aufgezeigt werden. 3 Ergebnisse 50 BAC RP11-54P19 (144,127-144,294 Mbp) markiert den proximalen Bp und RP11-324J17 (147,884-148,075 Mbp) den distalen Bp. Eine etwas größere proximale Ausdehnung dieser fragilen Region ist möglich. Die zytogenetische Lage von FRA4C kann angegeben werden von 4q31.21-4q31.22. Die grafische Darstellung der Ausdehnung der FRA4C ist im Anhang 11A ersichtlich, die genaue BAC-Lokalisation und eine Auflistung der in der fragilen Region liegenden Gene ist im Anhang unter 9A bzw. 12A aufgeführt. 3.2.1.4 Molekularzytogenetische Kartierung der cFS FRA7J (7q11.23) Die molekularzytogenetische Kartierung von FRA7J beinhaltete die Verwendung von 20 BACs, welche zwischen 1 und 10x hybridisiert werden konnten (siehe Anhang 9A). Das Ergebnis offenbart eine Ausdehnung der FS von 9,520 Mbp im Bereich von 7q11.22- 7q11.23. Es konnte gezeigt werden, dass der BAC RP4-756H11 (65,648-65,782 Mbp) proximal der fragilen Region hybridisierte und der BAC RP5-899E9 (76,821-76,971 Mbp) distal lag. Als proximaler Bp wurde die Region 67,038-67,163 Mbp identifiziert, welche durch den BAC RP11-358M3 repräsentiert wird. Dieser BAC lag 1x proximal und 1x als proximaler Bp vor. BAC RP11-419A13 bei 76,397-76,558 Mbp zeigt den distalen Bp der FRA7J auf. In folgender Abbildung (Abb. 3.2.1.4a) wurden die Hybridisierungsergebnisse der Bp-umspannenden BACs anhand des invertierten DAPI aufgezeigt. In der Abb. 3.2.1.4b ist die Ausdehnung der FRA7J mittels eines Ausschnittes aus der NCBI 36.3 sowie ein Teil der in dieser fragilen Region vorkommenden Gene gezeigt. Die Gesamtheit aller Gene der FRA7J findet sich im Anhang unter 12A. Abb. 3.2.1.4a: Darstellung der Ergebnisse der Feinkartierung der FRA7J anhand des invertierten DAPI. Immer links dargestellt Chromosomenbruch mit Pfeilmarkierung und Ideogramm des Chromosoms 7. 1. RP4-756H11 (grün) mit Lage proximal zu FRA7J und RP11-358M3 (rot) mit ebenfalls proximalen Hybridisierungsergebnis 2. RP11-358M3 (rot) als proximaler Bp 3. RP11-792O17 (grün) innerhalb der fragilen Region 4. RP11-419A13 (grün) zeigt den distalen Bp an 5. RP5-899E9 (rot) mit Lage distal zu FRA7J. 3 Ergebnisse 51 Abb. 3.2.1.4b: Grafische Darstellung der FRA7J mittels eines Ausschnittes aus der NCBI 36.3. Von links nach rechts: Ideogramm des humanen Chromosoms 7 mit zytogenetischer Bandenzuordnung der FRA7J; Ausdehnung der FRA7J als rote Linie (gestrichelt: mögliche größere Ausdehnung); Ideogrammausschnitt mit Angabe der zytogenetischen Subbande in 7q11.22-7q11.23; Mbp Ausdehnung der FRA7J mit Anzeige des proximalen BACs (RP11-756H11, grün), des proximalen Bp-BACs (RP11-358M3, grün), des distalen Bp-BACs (RP11-419A13, braun, markiert gleichzeitig evolutionären Bp) sowie des distalen BACs (RP5-899E9, grün); Ausschnitt an Genen in der beschriebenen FS-Region mit Angabe der zytogenetischen Lage in 7q11.22-7q11.23. 3.2.1.5 Molekularzytogenetische Kartierung der cFS FRA10F (10q26) Die Kartierung der FRA10F bedurfte 16 BACs (siehe Anhang 9A), wobei 9 eindeutig proximal der fragilen Region lagen und 7 BACs mit Hybridisierungshäufigkeiten zwischen 1 und 5 in der eigentlichen Feinkartierung Verwendung fanden. Im proximalen Bereich der FRA10F bei 125,909-126,009 Mbp hybridisierte der BAC RP11-435D11. BAC RP11-12J10 (126,244-126,364 Mbp) markiert den proximalen Bp dieses fragilen Chromosomenabschnittes. Als distaler Bp konnte der Bereich bei 128,412-128,539 Mbp mit RP11-310M21 identifiziert werden. BAC RP11-384P18 (128,801-128,967) hybridisierte distal der FRA10F. Die Ausdehnung der FS kann somit, anhand der hybridisierten BACs, mit maximal 2,295 Mbp angegeben werden in einem zytogenetischem Bereich von 10q26.13-10q26.2. Abb. 3.2.1.5a zeigt die BAC-Hybridisierungsergebnisse anhand des invertierten DAPI und Abb. 3.2.1.5b zeigt die Ausdehnung der FRA10F anhand eines NCBI 36.3-Ausschnittes, einschließlich der Bp-BAC-Lokalisation. Die Gesamtheit aller in dieser FS lokalisierten Gene befindet sich im Anhang (12A). 3 Ergebnisse 52 Abb. 3.2.1.5b: Grafische Darstellung der FRA10F mittels eines Ausschnittes aus der NCBI 36.3 (von links nach rechts): Ideogramm des humanen Chromosoms 10 mit zytogenetischer Bandenzuordnung der FRA10F; Ausdehnung der FRA10F als rote Linie dargestellt (gestrichelt: mögliche größere Ausdehnung); Ideogrammausschnitt mit Angabe der zytogenetischen Subbande (10q26.13 und 10q26.2); Mbp Ausdehnung der FRA10F mit BAC RP11-435D11 (braun, evolutionären Bp markierender BAC) proximal der FS, RP11- 12J10 (grün) markiert den proximalen Bp, RP11-384P18 (grün) als distaler Bp. 3.2.2 Beschreibung der molekularzytogenetischen Lage von FS Eine exakte Kartierung war nicht von allen bearbeiteten FS möglich (siehe Tab. 3.2), begründet in den geringen Häufigkeiten (Anhang 4A). Von einem Großteil der in dieser Arbeit untersuchten FS, insgesamt 15, konnte mindestens ein Bp sicher bestimmt werden. Es war aber nicht möglich, eindeutig distal bzw. proximal liegende BACs zu identifizieren. Abb. 3.2.1.5a: Darstellung der Ergebnisse der Feinkartierung der FRA10F anhand des invertierten DAPI. Immer links dargestellt Chromosomenbruch mit Pfeilmarkierung und Ideogramm des Chromosoms 10. 1. BAC RP11-435D11 (grün) mit Lage proximal zu FRA10F 2. BAC RP11-12J10 (rot) stellt proximalen Bp dar 3. RP11-179O22 (rot) hybridisiert innerhalb der FRA10F 4. RP11-10M21 (grün) markiert distalen Bp 5. RP11-384P18 (grün) mit Lage distal zur FRA10F in 10q26 3 Ergebnisse 53 Somit konnte keine exakte Ausdehnung des fragilen Bereiches bestimmt werden, sondern nur eine Lagebeschreibung auf molekularzytogenetischer Ebene m.H. der hybridisierten BACs. Ein besonderes Beispiel hierfür stellt die FS in 1p36 (FRA1A) dar, welche nachfolgend ausführlicher behandelt werden soll. 3.2.2.1 cFS FRA1A (1p36) Die genauere Untersuchung der cFS FRA1A ergab eine große Variabilität hinsichtlich chromosomaler Bruchereignisse. Für die Charakterisierung der FRA1A, d.h. für die proximale und distale Annäherung, wurden insgesamt 10 BACs hybridisiert, welche einen Bereich von ca. 3,9 Mbp abdeckten. Die Kern-Bruchregion lag im Bereich 1p36.22-1p36.21 zwischen 12,112 Mbp und 14,890 Mbp. Die Größe dieser FS kann somit mit 2,778 Mbp angegeben werden. Es wurden zudem auch 3 Chromosomenbrüche in 1p36.3 beobachtet (Suspension IIIA). In diesen lag der BAC RP11-149P14, welcher normalerweise distal zur fragilen Region zu finden war, als proximaler Bp vor und RP11-188F7 stellte sich als proximal liegend zum Bruchereignis dar (Abb. 3.2.2.1a), wie auch RP11-243L18. Die Frequenz der FRA1A bedingte, dass die BACs nur mit einer Häufigkeit von 1-4 mal hybridisiert werden konnten (siehe Anhang 9A). Für eine statistische Absicherung der distalen und proximalen Grenze sind weitere Hybridisierungen nötig. In Abb. 3.2.2.1a sind die Hybridisierungen der Bp-BACs (RP11-188F7, RP1-243L18), der BACs außerhalb der FS (RP11-149P14, RP11-408B19), eines BACs innerhalb (RP11-178K15) sowie von RP11- 35B4 als einen evolutionären Bp aufzeigenden BAC auf Bruchereignisse in 1p36.2 gezeigt. Zudem ist ein Beispiel eines Chromosomenbruches in 1p36.3 aufgezeigt mit dem Hybridisierungsergebnis von RP11-188F7 proximal zu diesem. In Abb. 3.2.2.1b ist ein Ausschnitt aus der NCBI 36.3 dargestellt mit Ideogramm des Chromosoms 1, der Ausdehnung der FRA1A, einer Lagezuordnung in Mbp der Bruchpunktüberspannenden BACs sowie ein Ausschnitt der in der FS befindlichen zytogenetischen Gene. Die vollständige Auflistung der Gene in der fragilen Region FRA1A befindet sich im Anhang unter 12A. Abb. 3.2.2.1a: FRA1A in 1p36.2 Darstellung der BAC-Hybridisierungen im invertiertem DAPI mit Ideogramm des humanen Chromosom 1 auf FRA1A; jeweils links dargestellt FRA1A gekennzeichnet mit rotem Pfeil und Ideogramm. 1. von links (li.) nach rechts (re.): FRA1A gekennzeichnet mit rotem Pfeil und Ideogramm; gemeinsame Hybridisierung von RP11-149P14 (grün) und RP11-408B19 (rot) und Einzeldarstellung beider BACs: RP11-149P14 liegt distal zu FRA1A und RP11-408B19 proximal 2. Hybridisierung von RP11-188F7 (grün) kennzeichnet die distale Grenze 3. RP11-178K15 (rot) mit Lage innerhalb von FRA1A 4. RP11-243L18 (rot) als proximaler Bp 5. RP11-35B4 (grün, evolutionären Bpmarkierender BAC) kennzeichnet in dieser Hybridisierung den proximalen Bp 6. Bruchereignis in 1p36.3: RP11- 188F7 hybridisiert proximal zum Chromosomenbruch 3 Ergebnisse 54 Abb. 3.2.2.1b: Grafische Darstellung der FRA1A mittels Ausschnitt aus der NCBI 36.3: (gestrichelt: mögliche größere Ausdehnung); von li. nach re.: Ideogramm des humanen Chromosoms 1 mit zytogenetischer Bandenzuordnung der FRA1A; Ausdehnung der FRA1A als rote Linie dargestellt; Ideogramm mit Angabe der zytogenetischen Subbande in 1p36.2, Mbp Ausdehnung der FRA1A mit Anzeige des distalen BACs (RP11- 149P14), des distalen Bp-BACs (RP11-188F7), des proximalen Bp-BACs (RP1-243L18) und des proximalen BACs (RP11-408B19); Auschnitt an zytogenetischen Genen in der beschriebenen FS-Region mit Angabe der zytogenetischen Lage in 1p36.22 bis 1p36.21. 3.2.2.2 Überblick über FS mit Teilkartierung In folgender Tabelle (Tab. 3.2.2.2) sind die FS aufgeführt, bei denen nur ein Bp (distal oder proximal) exakt bestimmt werden konnte. Dadurch ist nur eine bedingte Aussage über die Ausdehnung und die Charakteristika der fragilen Regionen möglich. Eine Darstellung aller zur Kartierung verwendeter BACs und ihrer Hybridisierungshäufigkeit sind im Anhang unter 9A zu finden. Die grafische Darstellung der möglichen Ausdehnung anhand eines Ausschnitts aus der NCBI 36.3 sowie die Auflistung der betroffenen Gene sind ebenfalls im Anhang (11A bzw. 12A) aufgezeigt. Tab. 3.2.2.2: Fortsetzung und Legende auf der nachfolgenden Seite. FS Proximaler BAC Mbp start-stop Distaler BAC Mbp start-stop Exakter Bp Mögliche FS-Ausdehnung (Mbp) Zytogenetische Lokalisation FRA1E RP11-14O19 95,578-95,622 RP11-272L13 98,004-98,197 (distal) 2,619 1p21.3 FRA1K RP11-258M18 190,843-190,891 RP11-166A4 192,436-192,577 proximal 1,734 1q31.2-1q31.3 FRA2L* RP11-421K23 89,239-89,412 RP11-478P16 97,244-97,284 distal 8,045 2p11.2-2q11.2 3 Ergebnisse 55 FS Proximaler BAC Mbp start-stop Distaler BAC Mbp start-stop Exakter Bp Mögliche FS-Ausdehnung (Mbp) Zytogenetische Lokalisation FRA2F RP11-809C23 136,522-136,692 RP11-432O12 139,327-139,494 distal 2,972 2q21.2-2q22.1 FRA4F RP11-529H2 88,364-88,548 RP11-428L21 93,903-94,011 distal 5,647 4q22.1-4q22.2 FRA5E RP11-35A11 18,466-18,605 RP11-184E9 25,331-25,444 distal 6,978 5p15.1-5p14.1 FRA5D RP11-33A7 93,747- 93,916 RP11-384D8 98,043-98,229 distal 4,482 5q15-5q21.1 FRA7B RP11-348A21 3,527-3,613 RP11-172O13 5,705-5,845 proximal 2,318 7p22.2-7p22.1 FRA7C RP11-623K16 38,560-38,588 RP11-64I2 39,496-39,614 proximal 1,054 7p14.1 FRA7F+K CTB-20D2 106,822-106,995 RP11-274I17 111,829-111,830 (distal) 5,008 7q22.3-7q31.1 FRA7M RP11-265A15 139,131-139,299 RP11-374N8 144,143-144,233 distal 5,102 7q34-7q35 FRA14B RP11-676P5 63,629-63,768 RP11-350H11 67,944-68,130 distal 4,501 14q23.2-4q24.1 FRA16C RP11-106J23 68,592-68,735 RP11-140I24 71,883-72,036 (distal) 3,444 16q21-16q22.1 FRA18B RP11-396N11 56,064-56,152 RP11-15C15 57,147-57,340 distal 1,276 18q21.32 Tab. 3.2.2.2: Auflistung aller FS mit Teilkartierung. Von links nach rechts: Benennung der FS (*: rFS); proximaler BAC (mit Mbp); distaler BAC (mit Mbp); Angabe des exakten distalen oder proximalen Bruchpunktes; mögliche Ausdehnung der FS in Mbp; Zytogenetische Bande; Klammer: Bestätigung durch zusätzliche Hybridisierungen nötig. 3.2.2.3 Überblick über FS mit Einzelhybridisierungen Einzelhybridisierungen von BACs erfolgten an 18 FS (siehe Tab. 3.2). Der Grund einer nicht weiterführenden Kartierung an 4 FS (FRA6E, FRA7E, FRA11E, FRA11F) lag an Kartierungs-Veröffentlichungen bezüglich dieser fragilen Regionen. Daraufhin wurde auf weiterführende Hybridisierungen verzichtet und nur eine Übereinstimung mit evolutionären Bp geprüft (siehe Tab. 3.3.1). Die Hybridisierung einzelner BACs erfolgte an solchen FS, deren Häufigkeit (siehe Anhang 4A) keine weiterführende Kartierung ermöglichte. Die Hybridisierungshäufigkeit der einzelnen BACs lag zwischen 1 und 6. Auf der Basis der BAC-Hybridisierungen war dennoch eine molekularzytogenetische Bandenzuordnung möglich (siehe Tab. 3.2.2.3). Eine vollständige Hybridisierungsübersicht der Häufigkeiten aller verwendeter BACs und der in den fragilen Bereichen liegenden Gene befindet sich im Anhang (9A und 12A). Tab. 3.2.2.3 stellt eine Zusammenfassung der Ergebnisse der BACEinzelhybridisierungen dar, mit Angabe der BAC-Lage innerhalb bzw. im Bp-Bereich der FS oder außerhalb der fragilen chromosomalen Region. 3 Ergebnisse 56 FS BAC im Bp bzw. innerhalb der FS, Mbp start-stop BAC im Bp bzw. innerhalb der FS, Mbp start-stop Ausdehnung (Mbp) molekularzytogenetische Lokalisation FRA1F RP11-301M17 146,154-146,204 RP11-54A4 148,712-148,888 2,734 1q21.1-1q21.2 FRA2E RP11-547F18 66,978-67,154 - - 2p14 FRA2R RP11-401C13 95,960-96,130 - - 2p11.2 FRA2A* RP11-478P16 97,244-97,284 RP11-353P23 101,791-101,985 4,741 2q11.2 FRA2B* RP11-1429F20 112,145-112,356 - - 2q13 FRA4D RP11-355H11 31,774-31,887 RP13-486L17 32,082-32,138 0,364 4p15.1 FRA4I+ RP11-163O17 84.003-84.188 RP11-8N8 86,174-86,360 2,357 4q21.22-4q21.23 FRA5G* RP11-20O22 171,047-171,108 CTB-54I1 171,716-171,955 0,908 5q35.1 FRA6I RP11-325M4 57,807-58,006 RP11-278J20 58,448-58,574 0,767 6p11.2-6p11 FRA6G RP11-596A13 93,297-93,486 - - 6q16.1 FRA7I RP11-208G20 151,567-151,714 RP11-422E4 153,750-153,902 2,335 7q36.1-7q36.2 FRA9D RP11-202I11 87,398-87,571 RP11-213G2 87,571-87,753 0,355 9q21.33 FRA10G RP11-175I17 45,577-45,747 RP11-556L1 46,004-46,174 0,597 10q11.21-10q21.22 FRA13C RP11-307O11 60,475-60,621 RP11-129M14 64,742-64,789 4,314 13q21.2-13q21.32 Tab. 3.2.2.3: Auflistung der FS mit Einzelhybridisierungen. Von links nach rechts: Benennung der FS (*: rFS; +: nicht in der NCBI 36.3 aufgeführte FS); BACs, welche im Bp-Bereich bzw. innerhalb der FS liegen (mit Mbp); Ausdehnung der identifizierten fragilen Region; molekularzytogenetische Lokalisation. 3.3 Vergleichende Analyse evolutionärer Bruchpunkte mit „fragile sites“ 3.3.1 Evolutionäre Bruchpunkte Der biologische Inhalt der vergleichenden Analyse von fragilen Regionen im humanen Genom mit evolutionär konservierten Bruchpunkten der Hominoidae m.H. von BACs stellte den zentralen Teil dieser Arbeit dar. Infolge dessen kam schon der gezielten Auswahl von BAC-Klonen, welche evolutionäre Makro- und Mikrorearrangements markieren, eine zentrale Bedeutung zu. Untersucht wurden 9 evolutionäre Makrorearrangements zwischen dem Menschen (Homo sapiens, HSA) und Gorilla (Gorilla gorilla, (GGO), Orangutan (Pongo pygmaeus, PPY) und dem Schimpansen (Pan troglotydes, PTR), welche auf molekular-zytogenetischer Basis identifiziert und nachfolgend veröffentlicht wurden (Gross et al., 2006; Weise et al., 2005; Schmidt et al., 2005; Kehrer-Sawatzki et al., 2005b; Müller et al., 2004). Die Anzahl der beurteilten 27 evolutionären Mikrorearrangements zwischen HSA und PPY bzw. PTR war zahlenmäßig größer und basierte auf Sequenzanalysen. Die identifizierten, evolutionäre Bruchpunkte markierenden BACs wurden auf Aph-induzierte 3 Ergebnisse 57 Lymphozytensuspension hybridisiert und ihre Lage zur FS beurteilt (siehe Tab.3.3.1). Aufgrund der unterschiedlichen Häufigkeiten (siehe 3.1.1.3) wurde nicht zwischen den 3 Suspensionen (IA, IIA, IIIA) unterschieden. In nachfolgender Tabelle (Tab. 3.3.1) sind die FS aufgeführt, welche zytogenetisch in Übereinstimmung zu bringen waren mit evolutionären Bruchpunktregionen und weiterführend untersucht wurden. Es zeigte sich, dass 7 der 9 untersuchten Bp-BACs von evolutionären Makrorearrangements innerhalb von molekularzytogenetisch untersuchten FS-Regionen lagen. Ausnahmen hierbei stellten die BACs RP11-299B12 in 7p22 und RP11-1134K14 in 7q22~31.1 dar. Beide lagen jeweils proximal zur FS. Des Weiteren ergab die Auswertung der BAC-Hybridisierung von evolutionären Mikrorearrangements eine molekularzytogenetische Übereinstimmung mit in dieser Arbeit kartierten bzw. untersuchten FS Regionen von ~74% (20 von 27 BACs). Es konnte beispielsweise in der FRA7K(+F) neben dem bereits beschriebenen evolutionären Makrorearrangement ein Mikrorearrangement mittels BAC (RP11-189E18) innerhalb der FS aufgezeigt werden (siehe Tab. 4.4.1.1). Insgesamt war eine Übereinstimmung von evolutionären Mikro- und Makrorearrangements mit den hier geprüften FS auf molekularzytogenetischer Ebene von ca. 75% zu beobachten (Tab. 3.3.1). Tab. 3.3.1: Legende und Fortsetzung auf der nachfolgenden Seite. Nr. FS Zytogenetische Bande BAC Mbp start Mbp stop Lokalisation zur FS 1 FRA1A 1p36 RP11-35B41 144,000 144,167 innerhalb 2 FRA1E* 1p21.3 (1p22) RP4-644F6 89,593 89,677 distal 3 FRA1F* 1q21 RP11-300L20 144,480 144,525 distal 4 FRA1K 1q31 RP11-166A4 192,436 192,577 distal 5 FRA2E* 2p13 RP11-467P96 71,284 71,285 (proximal) 6 FRA2L,R 2p11.2-2q11.2 RP11-433C182 89,958 89,959 innerhalb 7 FRA2B 2q13 RP11-1429F20 112,145 112,356 (distaler Bp) 8 FRA2F 2q21 RP11-555I13 136,876 137,085 innerhalb 9 FRA2H 2q32.1 RP11-123G24 188,197 188,357 innerhalb 10 FRA2J 2q37 RP11-649N206 240,904 241,063 innerhalb 11 FRA4D 4p15 RP13-486L17 32,082 32,138 (innerhalb) 12 FRA4I 4q21 RP11-8N83 86,036 86,219 innerhalb 13 FRA4F 4q22 RP11-254A246 92,822 92,943 innerhalb 14 FRA4C 4q31 RP11-1289C17 145,242 145,426 innerhalb 15 FRA5E 5p14 RP11-35A114 18,659 18,605 distaler Bp 16 FRA5D 5q15 RP11-526D164 95,842 96,007 innerhalb 17 FRA5G* 5q35 CTC-355H1 175,159 175,177 distal 18 FRA6I 6p11 RP11-452D24 58,029 58,195 innerhalb 19 FRA6G 6q15 RP11-524K14 94,596 94,714 (innerhalb) 20 FRA6E 6q26 RP11-414A5 160,860 160,991 proximaler Bp 21 FRA7B 7p22 RP11-299B125 6,873 7,088 proximal 22 FRA7C 7p14 RP4-806A177/8 39,334 39,496 innerhalb 23 FRA7J 7q11.2 RP11-419A135 76,397 76,558 distaler Bp 24 FRA7E 7q21 RP11-380G215 97,363 97,410 (distal Bp) 25 FRA7F+K 7q22~31 RP11-1134K144 102,084 110.973 102,241 111.007 proximal 26 FRA7M 7q34 RP11-298A10 142,858 143,029 iinnnneerrhhaallbb 27 FRA7I* 7q36 RP4-751H13 149,073 149,199 proximal 28 FRA9D 9q22 (9q21.3) RP11-213G2 87,570 87,753 innerhalb 29 FRA10G 10q11.2 RP11-556l1 46,004 46,174 innerhalb 3 Ergebnisse 58 Nr. FS Zytogenetische Bande BAC Mbp start Mbp stop Lokalisation zur FS 30 FRA10F 10q26 RP11-310M21 128,412 128,539 innerhalb 31 FRA11E* 11p13 RP13-786C16 33,841 33,985 (proximal) 32 FRA11F 11q14 RP11-358N4 89,083 89,232 innerhalb 33 FRA13B 13q21 RP11-520F9 63,408 63,481 innerhalb 34 FRA16C 16q22 RP11-106J23 68,592 68,735 innerhalb 35 FRA18B 18q21 RP11-396N11 56,064 56,152 innerhalb Tab. 3.3.1: Auflistung der FS (mit zytogenetischer Bande), welche hinsichtlich ihrer molekularzytogenetischen Übereinstimmung mit evolutionären Bruchpunkte markierenden BACs (Mbp) überprüft wurden und Hybridisierungsergebnis hinsichtlich der Lage zur FS; gelb: BACs kennzeichnen Makrorearrangements; keine farbliche Unterlegung: Mikrorearrangements; *: andere evolutionäre Bruchpunkte befinden sich innerhalb der FS (laut Literaturangaben); in Klammern gestellte Lokalisation: fragliche Hybridisierungsergebnisse (nur sehr wenige Hybridisierungen); 1: Weise et al., 2005; 2: Schmidt et al., 2005; 3: Kehrer-Sawatzki et al., 2005b; 4: Gross et al., 2006; 5: Müller et al., 2004; 6: Newman et al., 2005; 7: Feuk et al., 2005; 8: Szamalek et al., 2006. Eine Auflistung zusätzliche vorkommender evolutionärer Bp in den FS-Regionen (veröffentlichte FS sowie von FS, welche in dieser Arbeit untersucht wurden) sind im Anhang unter 19A aufgeführt. Nachfolgend wird eine Ergebniszusammenstellung der BACHybridisierungen aus evolutionären Bp-Regionen auf Aph-induzierte Lymphozytensuspensionen im invertierten DAPI gezeigt (Abb. 3.3.1). Abb. 3.3.1: Darstellung der Hybridisierungsergebnisse von evolutionären Makro- und Mikrorearrangementsmarkierenden BACs mittels invertiertem DAPI. Oberhalb jedes Chromosomes ist der Name des jeweiligen BACs aufgeführt mit der Benennung der FS. BACs sind in rot und grün markiert; Pfeile zeigen die FS an. 3 Ergebnisse 59 3.4 Vergleichende Analyse Neoplasie-assoziierter Bp mit „fragile sites“ Neben dem Vergleich der in dieser Arbeit kartierten FS mit evolutionär konservierten Bp der Hominoidae (siehe 3.3) erfolgte auch die Überprüfung der auf zytogenetischer Ebene sichtbaren Übereinstimmung mit Neoplasie-assoziierten Bruchpunkten. Untersucht wurden 8 FS hinsichtlich ihrer molekularzytogenetischen Übereinstimmung mit Bruchpunkten in 5 ZL (A-431, COLO-320; Granta-519, LNCaP, SAOS-2) und einer Patientensuspension (siehe auch Tab. 2.1). Zunächst erfolgte, bei Bedarf, eine Überprüfung der zytogenetisch (laut Literaturangaben oder Patientenbefund) bestimmten Bp bzw. Translokationschromosomen mit diversen molekularzytogenetischen Sonden, welche am Institut für Humangenetik & Anthropologie, Jena zur Verfügung stehen (u.a. MFISH, wcp, MCB; kommerzielle Zentromersonden). Die Bp-Überprüfung hinsichtlich der Übereinstimmung chromosomaler Bruchregionen begann mit der Hybridisierung der identifizierten bzw. bekannten Bpüberspannenden FS-BACs auf die ZL bzw. auf die Patientensuspension. Nach Auswertung der Hybridisierungsergebnisse zeigte sich, dass die Neoplasie-assoziierten Bp keine molekularzytogenetische Übereinstimmung mit fragilen Regionen des Genoms aufwiesen (2 Bp fraglich; Tab. 3.4). Daraufhin erfolgte, soweit wie möglich, eine Eingrenzung der Bruchpunktregionen in den ZL mit dem Ziel einer Abstandsmessung in Mbp zwischen den Neoplasie-assoziierten Bp und den FS. Es zeigte sich, dass der Mbp-Abstand zwischen den hier untersuchten chromosomalen fragilen Bereichen und den Bp in den ZL bzw. Patientenmaterial eine große Spannbreite zwischen ~0,6 Mbp und 10 Mbp aufweist. Die Ergebnisse offenbaren, dass zwar zytogenetisch, aber größtenteils nicht molekularzytogenetisch eine Übereinstimmung von FS und Neoplasie-assoziierten Bp in den in dieser Arbeit untersuchtem Material vorlag. Konnte ein Neoplasie-assoziierter Bp kartiert werden, erfolgte anhand der NCBI 36.3-Datenbank wiederum eine Analyse der in dieser Region vorkommenden Gene (Anhang 13A). In Abb. 3.4a (Legende auf der nachfolgenden Seite) ist am Bsp. der Osteosarkom-ZL SAOS- 2 und der Plattenepithelkarzinom-ZL A-431 eine Bp-Kartierung betreffend der chromosomalen Region 8q24 dargestellt. Es konnte gezeigt werden, dass ein Bp der Insertion von Chromosom 8-Material zwischen den BACs RP11-343P9 (136,472-136,653 Mbp), welcher noch auf den fraglichen Derivativchromosomen hybridisierte, und RP11-17M8 (137,773-137,919 Mbp) lag. Der BAC RP11-17M8 zeigte kein Hybridisierungssignal auf dem derivativen Chromosomen mit Insertion von Chromosom 8-Material. A-431 SAOS-2 1. 2. 3. 4. 3 Ergebnisse 60 Abb. 3.4a: ZL A-431 und SAOS-2: Darstellung der Bp-Kartierung anhand des invertierten DAPI an einem fraglichen Translokationschromosom mit Insertion von Chromosom 8-Material. A-431: jeweils links: Chromosom 8; der(?)t(?;8) mit Pfeilmarkierung des interessierenden Bereiches; 1: Hybridisierung von wcp 8 (blau) und RP11-343P9 (rot); 2: wcp8 (blau) und RP11-17M8 (rot). SAOS-2: jeweils links: Chromosom 8; (ins(?;8)(?;q24) mit Pfeilmarkierung des interessierenden Bereiches; 3: Hybridisierung von wcp8 (blau) und RP11-343P9 (rot); 4: wcp 8 (blau) und RP11-17M8 (rot). In der anschließenden Datenbank-Analyse zeigte sich, dass im Bereich von dem in dieser Arbeit kartierten Bp-Bereich der ZL in 8q24 zahlreiche Gene liegen, u.a. das BVR1-Gen sowie eine Virus-Integrationsstelle (siehe Abb. 3.4b). Alle Gene, welche sich innerhalb der identifizierten Bp-Regionen in den untersuchten ZL oder Patientenmaterial befinden, sind im Anhang unter 13A aufgeführt. Abb. 3.4.b: Darstellung der (zytogenetischen) Gene in der Bp-Region der ZL A-431 und SAOS-2 in 8q24. In nachfolgender Tabelle 3.4 sind die Ergebnisse der vergleichenden Analyse zusammengefasst. 3 Ergebnisse 61 Tab. 3.4: Auflistung von FS (mit Angabe der molekularzytogenetischen Kartierung) und der bearbeiteten Tumorzelllinien/Patientensuspension [mit molekularzytogenetisch ermittelten Bp (in Mbp) und Bp-BACs] sowie Angabe der Übereinstimmung zw. FS-Lokalisation und Neoplasie-assoziierten Bp mit Abstandsangabe in Mbp; +: Zytogenetische Chromosomenveränderungen der Zelllinien aus Veröffentlichungen: Granta-519 (Rudolph et al., 2004; dick gedruckte Schrift: untersuchte Translokation), A-431 (Pedrazzini et al., 2003), COLO 320 (DSMZ-Deutsche Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH), LNCaP (Weise et al., 2003). FS Molekularzytogenetische Kartierung Mbp: start-stop Z e lllinie/ Fall-Nr. Zytogenetische Chromosomenveränderung Bp zwischen den BACs Bp (Mbp) start-stop Molekularzytogenetische Kartierung Übereinstimmung, Abstand in Mbp FRA16C 16q21-16q22.1 68,592-72,036 A-431 der(16?)t(16;?)(q22;?) RP11-140I24 RP11-77K12 71,883-72,036 73,978-74,134 16q22.1 fraglich ? FRA7C 7p14.1 38,560-39,614 A-431 der(11)t(7;11) (p14~15;q21)+ RP5-1178G13 RP4-612F12 40,443 - 40,627 41,208 - 41,345 7p14 Nein ~0,8 FRA7F+K 7q22.3-7q31.1 106,822-111,830 COLO- 320 der(7)t(7;?)(q22;?)+ RP11-506M12 RP11-44M6 99,507-99,640 99,925-100,037 7q22.1 Nein ~6,8 FRA1A 1p36.22-1p36.21 12,112-14,890 Granta- 519 der(1)t(1;14)(p36.3;q11) del(1)(p31p13)t(1;12)(q21 .2~q22;q24.1)+ RP4-560M15 RP11-265F14 15,452-15,479 15,655-15,735 1p36.21 Nein ~0,6 FRA4F 4q22.1-4q22.2 88,364-94,011 LNCaP der(6)t(6;4)(q15;q22)+ Bp proximal von RP11-9B6 < 93,421-93,529 4q22.2 möglicherweise ? FRA7C 7p22.2-7p22.1 3,527-5,845 LNCaP der(14)ins(7;14)+ (p22;q11.2) RP11-611L7 RP11-299B12 6,621-6,793 6,873-7,088 7p22.1 Nein ~0,8 FRA8C* 8q24.21 124,237-128,490 SAOS-2 ins(?;8)(?;q24) RP11-149P24 RP11-17M8 137,212-137,352 137,773-137,919 8q24.22-8q24.23 Nein ~9 FRA7C 7p14.1 38,600-39,614 95156 t(6;7)(q22;p14) RP11-643O8 RP11-175P8 28,337-28,560 32,459-32,460 7p15 Nein ~10 3 Ergebnisse 62 3.5 Datenbankanalyse der kartierten FS Nach der Kartierung der FS erfolgte eine Datenbankanalyse hinsichtlich der in den fragilen Bereichen vorkommenden Gene, mit besonderem Augenmerk auf Neoplasie- und Krankheits-assoziierte Gene, sowie eine Repeat-Analyse (verwendete Datenbanken siehe 2.5). 3.5.1 Neoplasie-assoziierte Gene innerhalb der FS Von allen kartierten FS, auch von solchen, bei denen nur eine Teilkartierung möglich war, erfolgte eine Datenbankanalyse. Hinsichtlich der in den kartierten FS-Regionen liegenden Gene ist ein Teil bereits in den Abb. 3.2.1.1b, 3.2.1.4b, 3.2.1.5b und 3.2.2.1b aufgeführt (FRA2H, FAR7J, FRA10F, FRA1A). Die Gen-Identifizierung fand mittels NCBI 36.3- Datenbank (http://www.ncbi.nlm.nih.gov) statt. Eine vollständige Auflistung aller Gene in den bearbeiteten FS ist im Anhang unter 13A zu finden. Des Weiteren erfolgte eine Überprüfung hinsichtlich des Vorkommens von Neoplasie-assoziierten Genen in den kartierten FS-Regionen mittels diverser Datenbanken (http://www.ncbi.nlm.nih.gov, http://waldman. ucsf.edu/GENES/completechroms.html, http://atlasgeneticsoncology.org// index.html, http:// genome.ucsc.edu/). In einem Großteil der FS (24 von 33) fanden sich in dem zytogenetisch kartierten Bereich Neoplasie-assoziierte Gene. Von den insgesamt hier aufgeführten in den zytogenetischen Sub-Banden lokalisierten Neoplasie-assoziierten Genen (60) lagen molekularzytogenetisch 27 in den fragilen Regionen. Tab. 3.5.1 zeigt die identifizierten Tumor-assozziierten Gene innerhalb von in dieser Arbeit charakterisierten FS auf, im Vergleich auf zytogenetischer und molekularzytogenetischer Ebene (ausführliche Benennung der Gene im Anhang unter 14A). Tab. 3.5.1: Fortsetzung und Legende auf der nachfolgenden Seite. FS Zytogenetische Lage Mb-Bereich Start-Stop Neoplasieassoziierte Gene im zytogenetischen FS-Bereich im molekularzytogenetischen FS-Bereich FRA1A 1p36.22-1p36.21 12,112-14,890 CLCN6, MTHFR CASP9 PRDM21 x x x - - x FRA1E 1p21.3 95,578-98,197 CDC14A x - FRA1F 1q21.1-1q21.2 146,154-148,888 CHD1L, ARNT AF1q, BCL9 MCL1 x x x - - x FRA1K 1q31.2-1q31.3 190,843-192,577 TPR CDC731 x x - x FRA2E 2p13; neu:2p14 67,154-… - - - FRA2L 2p11.2-2q11.2 89,234-97,284 IGK x - FRA2R 2p11.2-2q11.2 89,562-98,197 - - - FRA2A 2q11.2 97,244-101,985 (L)AF4(=AFF3) x x FRA2B 2q13 ...-112,356 IL1B MERTK x x - (x) FRA2F 2q21.3 136,522-139,494 CXCR41 - - FRA2H 2q32.1 183,433-189,305 DIRC1 PMS1 x x (x) - FRA2J 2q37.3 233,994-241,221 MYEOV21 CMKOR1(CXCR7)1 x x x x FRA4D 4p15.1 31,774-32,138 - - - FRA4I 4q21.22-4q21.23 84,003-86,220 MLLT2 x - FRA4F 4q22.1-4q22.3 88,364-94,011 SPP11 x x FRA4C 4q31.1 144,127-148,075 - - - 3 Ergebnisse 63 FS Zytogenetische Lage Mb-Bereich Start-Stop Neoplasieassoziierte Gene im zytogenetischen FS-Bereich im molekularzytogenetischen FS-Bereich FRA5E 5p15.1-5p14.1 18,466-25,444 - - - FRA5D 5q15 93,747-98,229 - - - FRA5G 5q35.1-5q35.2 171,047-171,955 NPM1, NSD1, TLX3 x - FRA6G 6q15; neu:6q16 ...-93,297 BACH2, EPHA7 x - FRA7B 7p22.2-7p22.1 3,527-5,845 ACTB PMS2 x x x - FRA7C 7p14.2 38,560-39,614 RALA, POU6F21 x x FRA7J 7q11.23 67,038-76,558 CLDN4, SBDS HIP1, POR, BCL7A1 x x - x FRA7F+K 7q22.3-7q31.1 106,822-111,830 DOCK41 x x FRA7M 7q34-7q35 139,131-144,234 BRAF, EPHA1 CREB3L2, TRIM24 x x x - FRA7I 7q36.1-7q36.2 151,567-153,902 MLL3 x x FRA9D 9q22.1 ;neu: 9q21.33 87,398-87,753 - - - FRA10G 10q11.2 45,577-46,174 ALOX5,RET x - FRA10F 10q26.1 126,244-128,967 FATS3 FGFR22, WDR112 x x x - FRA13C 13q21.2 60,475-64,789 - - - FRA14B 14q23.2-14q24.1 63,629-68,130 RAB15, MAX ESR2, GPHN, FUT8 x x x x FRA16C 16q22.1-16q22.3 68,592-72,036 CBFb, NQO1,CDH1 HPR1 x x - x FRA18B 18q21.3 56,064-57,340 BCL2, FVT1 CDH201 x x - x Tab. 3.5.1: Auflistung von FS (mit Angabe ihrer zytogenetischen Lage und Mbp-Bereich) und Neoplasieassoziierter Gene, sowie ihrer molekularzytogenetischen Übereinstimmung (dick gedruckte Schrift: NCBI, kursiv: Atlas of Genetics & Cytogenetics in Oncology & Haematology, normale Schriftform: Waldman- Datenbank); 1: UCSC 2006-Datenbank; 2: Katoh, 2003; 3: Li et al., in press; Klammer: an FS-Grenze liegend; …: keine exakte Ausdehnung der FS bekannt. Alle Gene wurden mit den oben genannten Datenbanken identifiziert, einzig das sog. FATSGen ist bisher noch nicht aufgeführt. Es ist ein Tumor-Supressor-Gen, welches von der Arbeitsgruppe um Wei-Wen Cai vom Baylor College of Medicine/Houston, zunächst in Mäusen, identifiziert wurde. Mit Hilfe dieser Arbeit war es möglich zu zeigen, dass dieses Gen innerhalb einer humanen FS, der FRA10F in 10q26, liegt. Dadurch bedingt leitet sich auch der Name des Gens ab: FATS steht für „Fragile sites asoziiertes Tumor-Supressor- Gen“. Die Veröffentlichung dieser Ergebnisse wird in nächster Zeit erfolgen. 3.5.2 Krankheits-assoziierte Gene innerhalb der FS Neben Neoplasie-assoziierten Genen wurden auch solche identifiziert, welche in Verbindung zu sehen sind mit bestimmten Erkrankungen (NCBI 36.3, http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Omim). Innerhalb der fragilen Region in 7q11.23 (FRA7J) liegen zahlreiche Gene, welche mit Erkrankungen wie Autismus (AUTS2-Gen), dem Wolf- Hirschhorn-Syndrom (WHS, WBSCR-Gen) und der Chorea Huntington (HIP-Gen) assoziiert sind. Das PRPF3-Gen ist innerhalb der FRA1F (1q21) lokalisiert, welches in Verbindung gebracht wird mit Retinitis pigmentosa und in der zytogenetischen Region von FRA7M in 7q34~35 sind die Gene TBXAS1 (Ghosal syndrome) und CLCN1 (Myotonia congenita) zu finden. In nachfolgender Tabelle (Tab. 3.5.2) sind alle FS aufgeführt, in deren Kartierungsbereich mögliche Krankheits-assoziierte Gene, beim Auftreten von Mutationen, 3 Ergebnisse 64 liegen (Datenbank: UCSC 2006, http://genome.ucsc.edu). Eine ausführlichere Beschreibung der Gene ist im Anhang unter 15A zu finden. FS Molekularzytogenet. Lokalisation Gen Mögliche assoziierte Erkrankung durch Mutationen im Gen (UCSC 2006) FRA1F 1q21.1-1q21.2 PRPF3 Retinitis pigmentosa-18 FRA2A 2q11.2 ZAP70 CNGA3 Selektive T-Zell-Defekte (Immundefizienz) Achromatopsie, Nachtblindheit FRA2B 2q13 MERTK Autosomal rezessive Retinitis pigmentosa FRA2F 2q21.3-2q22.1 CXCR4 WHIM-Syndrom (Warzen, Hypogammaglobulinämie, Infektionen, Myelokathexis) FRA2J 2q37.1-2q37.3 CXCR7 COL6A3 MLPH CAPN10 Protein ist ein Korezeptor für das HIV (human immunodeficiency)-Virus Bethlem Myopathy Griscelli Syndrom Typ 3 TYP2-Diabetes mellitus FRA4F 4q22.1-4q22.2 DSPP DMP1 SNCA GRID Dentinogenesis imperfecta-1 Autosomal rezessive Hypophosphatemia Parkinson Erkrankung Ataxia FRA4C 4q31.21-4q31.22 OTUD4 Kürzere Transkript-Varianten des Proteins nur in HIV-1-Infizierten Zellen nachgewiesen FRA5D 5q15-5q21.1 PCSK1 Adipositas FRA7B 7p22.2-7p22.1 SDK1 ACTG1 ACTB Protein nimmt eine Rolle bei der Podocyten- Dysfunktion bei HIV-assoziierter Nephropathie ein Dominant progressive Schwerhörigkeit Juvenile-onset Dystonie FRA7C 7p14.1 POU6F2 Angeborene Neigung zur E ntwicklung eines Wilms- Tumors Typ5 FRA7J 7q11.2-7q11.23 WBSCR ELN NCF1 POR HSPB1 Williams Beuren Syndrom SVAS (Supravalvuläre Aortenstenose); autosomal dominante Cutis laxa Chronische Granulomatose Amenorroe, Kongenitale adrenale Hyperplasie, Antley-Bixler-Syndrom Charcot-Marie-Tooth Typ2 (CMT2F), Distale hereditäre motorische Neuropathie (dHMN) FRA7F+K 7q22.3-7q31.1 SLC26A4 DLD NRCAM Pendred Syndrom E3-deficient maple syrup urine disease (MSUD) Allelvarianten: Autismus FRA7M 7q34-7q35 BRAF PRSS1 CLCN1 Cardio-Fazio-Cutanes-Syndrom (CFC-Syndrom) Hereditäre Pankreatitis Rezessive generalisierte Myotonia congenita (Becker), Dominante Myotonie (Thomsen) FRA10F 10q26.13-10q26.2 MMP21 UROS Asthma Kongenitale erythropoetische Porphyrie (Günther- Erkrankung) FRA14B 14q23.2-14q24.1 MTHFD GPHN ZFYVE26 Schizophrenie Neurologisch bedingte Hyperplexie Autosomal rezessiver spastischer Paraplexie-15 FRA16C 16q22.1-16q22.3 TAT HP Tyrosinämie Typ2 (Richner-Hanhart-Syndrom) Ahaptoglobulinämie/ Hypo- (Morbus Crohn, Anfälligkeit für Parkinson Erkrankung, u.a.) FRA18B 18q21.32 MC4R Autosomal dominante Adipositas Aab. 3.5.2: Auflistung von FS mit zytogenetischer Lage und der Gene, welche bei Mutationen mit Krankheiten assoziiert sein können (nach UCSC 2006). 3 Ergebnisse 65 Des Weiteren liegen einige der neu beschriebenen Mikrodeletionssyndrome im Bereich von FS (FRA1B, FRA1F, FRA1H, FRA2A, FRA2J, FRA5G, FRA7J, FRA7G, FRA11E, FRA11F, FRA11G, FRAXB) (siehe Anhang 16A). 3.5.3 Repeatanalyse Eine Analyse der Repeat-Häufigkeiten in den kartierten FS-Regionen erfolgte mit dem RepeatMasker open-3.2.5 (http://www.repeatmasker.org/). In Tab. 3.5.3 ist eine Zusammenfassung der Repeatanalyse aller bearbeiteten FS, einschließlich ihres GC-Gehaltes und des Gehaltes an Repeatsequenzen (LINE: long interspersed elements; SINE: schort interspersed elements; LTR: Retrotransposons) in % aufgeführt. Im Anhang unter 17A sind die vollständigen Repeatanalysen der einzelnen bearbeiteten FS dargestellt. Tab. 3.5.3: Fortsetzung und Legende auf der nachfolgenden Seite. FS Molekularzytogenet. Lokalisation Mbp: Start/Stopp Größe in Mbp GCGehalt in % Repeat-Gehalt in % LINEs SINEs LTRs FRA1A 1p36.22-1p36.21 12,112-14,890 2,778 44,98 14,40 19,23 10,48 FRA1E 1p21.3 95,578-98,197 2,619 36,67 25,30 7,56 9,05 FRA1F 1q21.1-1q21.2 146,154-148,888 2,734 42,54 12,79 17,40 8,43 FRA1K 1q31.2-1q31.3 190,843-192,577 1,735 36,42 25,16 8,48 10,70 FRA2L* 2p11.2-2q11.2 89,240-97,284 8,045 43,75 8,42 6,11 4,60 FRA2A* 2q11.2 97,244-101,985 4,741 42.61 21.61 14,13 8,34 FRA2F 2q21.3-2q22.1 136,522-139,494 2,972 38,69 23,51 8,23 10,48 FRA2H 2q32.1-2q32.2 183,433-189,305 5,872 35,61 28,16 6,73 12,35 FRA2J 2q37.1-2q37.3 233,994-141,221 7,227 46,72 16,07 10,14 8,40 FRA4D 4p15.1 31,774-32,138 0,364 34,66 17,32 6,55 12,24 FRA4I 4q21 84,003-86,220 2,214 38,92 21,42 14.66 9,49 FRA4F 4q22.1-4q22.2 88,364-94,011 5,647 36,92 24,13 9,95 12,03 FRA4C 4q31.21-4q31.22 144,127-148,075 3,948 38,32 26,68 9,14 9,55 FRA5E 5p15.1-5p14.1 18,466-25,444 6,978 35,27 22,54 7,1 14,54 FRA5D 5q15-5q21.1 93,747-98,229 4,313 37,78 24,74 8,51 8,48 FRA5G* 5q35.1-5q35.2 171,047-171,955 0,908 45,41 16,31 24,34 8,88 FRA6I 6p11.2-6p11.1 57,807-58,574 0,767 37,91 24,46 7,42 9,97 FRA7B 7p22.2-7p22.1 3,527-5,845 2,318 47,75 13,86 26,74 7,23 FRA7C 7p14.1 38,560-39,614 1,054 39,55 16,37 10,57 5,73 FRA7J 7q11.2-7q11.23 67,038-76,558 9,520 45,43 12,04 30,33 7,34 FRA7F+K 7q22.3-7q31.1 106,822-111,830 5,008 37,78 24,74 8,51 8,48 FRA7M 7q34-7q35 139,131-144,234 5,103 41,73 20,36 13,66 8,16 FRA7I 7q36.1-7q36.2 151,567-153,902 2,335 42,54 19.06 16.09 10.26 FRA9D 9q21.33 87,398-87,753 0,355 38,56 24,84 18,42 6,68 FRA10G 10q11.21-10q11.22 45,577-46,174 0,597 41,63 14,61 10,06 7,18 FRA10F 10q26.13-10q26.2 126,244-128,539 2,295 44,26 18,65 13,18 5,45 FRA13C 13q21.2-13q21.32 60,475-64,789 4,314 34,49 25,01 5,73 14,25 3 Ergebnisse 66 FS Molekularzytogenet. Lokalisation Mbp: Start/Stopp Größe in Mbp GCGehalt in % Repeat-Gehalt in % LINEs SINEs LTRs FRA14B 14q23.2-14q24.2 63,629-68,130 4,501 41,22 19,93 16,21 7,39 FRA16C 16q22.1-16q22.3 68,592-72,036 3,444 43,86 16,55 21,33 5,44 FRA18B 18q21.32 56,064-57,340 1,276 35,56 24,05 7,29 8,67 Durchschnitt aller FS 40,25 20,10 12,79 9,01 Tab. 3.5.3: Zusammenstellung aller kartierten bzw. teilkartierten FS (*: als rFS zytogenetisch beschrieben), ihrer molekularzytogenetischer Lage mit Mbp-Ausdehnung und Größe und dem Ergebnis ihrer Repeat-Analyse (GC-Gehalt, LINEs, SINEs, LTRs). Im Ergebnis der Sequenzanalyse ist ersichtlich, dass der GC-Gehalt der einzelnen FS sehr große Unterschiede aufweist. Die FS mit den höchsten GC-Werten sind FRA2J, FRA7B, FRA7J mit durchschnittlich 46-47% und die mit dem niedrigsten Gehalt FRA1E und FRA18B mit ca. 36-37%. Auch der Repeat-Gehalt weist kein einheitliches Muster auf. Große Unterschiede liegen z.B. in den LINEs-Sequenzen vor, von ca. 12% in FRA7J bis 28% in FRA2H. Die FS mit dem niedrigsten SINE-Gehalt ist FRA13C mit 5,7%, dem gegenüber stehen ~30% innerhalb der FRA7J. Berechnet man den Durchschnitt der einzelnen GC- und Repeat-%-Gehalte aller FS, erhält man Werte, die dem Durchschnittsgehalt des Genoms entsprechen (siehe Diskussion 4.4.1.3.1). Eine Übersicht der Sequenzanalyse aller bisher kartierten FS befindet sich im Anhang unter 17A. 4 Diskussion 67 4 Diskussion Die Diskussion ist im Wesentlichen in 4 Abschnitte gegliedert. Zunächst sollen die Vor- und Nachteile der Bruchpunktkartierung m.H. von BACs aufgezeigt werden, gefolgt von Ausführungen hinsichtlich der Häufigkeitsverteilung und der zytogenetischen bzw. molekularzytogenetischen Lagebestimmung der FS. Im 3. Teil werden die Kartierungsergebnisse der FS und die Verbindung zur Hominoiden-Karyotypevolution und Neoplasie-assoziierten Bruchpunkten diskutiert werden, und im letzten Abschnitt werden die Ergebnisse der Datenbankanalysen erläutert. 4.1 Fluoreszenz in situ Hybridisierung (FISH) und „Bacterial artifical chromosomes“ (BACs) Zur Kartierung von zytogenetischen Bruchpunkten eignet sich die Technik der in situ Hybridisierung (Pardue und Gall, 1969) und deren Weiterentwicklung zur Fluoreszenz in situ Hybridisierung (Pinkel et al., 1986). Die Anwendung der FISH-Methode im Rahmen dieser Fragestellung bedurfte einiger Veränderungen im Protokoll (Liehr, 2009). Zunächst wurde der eigentlichen Pepsinvorbehandlung ein Postfixations-Schritt vorangestellt (siehe Material und Methoden 2.4.1.2.1), wodurch eine bessere Bänderung der Chromosomen erreicht wurde (Liehr et al., 2002a). Die weitere Veränderung war in der Vorgehensweise begründet, dass der gleiche OT möglichst häufig hybridisiert werden sollte (bis zu 4x), um den Zeitaufwand des Absuchens des OTs nach Chromosomenbrüchen zu minimieren. Es erfolgte mit jedem neuen BAC-Hybridisierungsschritt eine längere Denaturierungszeit des OT bis max. 5 min (siehe Material und Methoden 2.4.1.3). Auf der Grundlage des „Human Genome Projects“ und der damit verbundenen vollständigen Sequenzierung des menschlichen Genoms ist die Markierung und anschließende Hybridisierung von single-copy-Sequenzen, welche in BACs (Shizuya et al., 1992) kloniert wurden (siehe 2.4), möglich. Diese Technik erlaubt es, spezifische Abschnitte bzw. Sequenzbereiche von Chromosomen zu markieren und dadurch zu identifizieren. Frühere Kartierungen erfolgten bspw. durch das Klonieren von Virus-Integrationsstellen und m.H. von Cosmiden (Mishmar et al., 1998). Dieser Ansatz war vielversprechend, da bekannt ist, dass verschiedene virale Genom-Integrationsstellen in FS-Regionen liegen (Popescu und DiPaolo, 1989; Wilke et al., 1996). Cosmide haben den Vorteil, dass 40-50 kbp große DNAFragmente durch das Vorhandensein der COS-site in die Bakterien-DNA eingeschleust werden können, welche sich nach Ligation wie ein Plasmid verhalten (Mühlhardt, 2002). Damit sind Cosmide sehr viel kleiner als BACs und somit ermöglichen sie eine genauere Sequenzzuordnung bei Kartierungen. Ein Nachteil, besonders bei Kartierungen von Bereichen mit mehreren Mbp-Ausdehnung, ist aber der sehr viel größere Zeitaufwand. Zudem sind Cosmide aufgrund ihrer Größe als zuverlässige FISH-Sonde schwierig handhabbar. Fragile Chromosomenbereiche (FS) sind dadurch gekennzeichnet, dass es in einem bestimmten Sequenzbereich immer wieder zu Bruchereignissen kommt (Sutherland, 1977). Die Kartierung von fragilen Bereichen der Chromosomen erfolgt durch Annäherung jeweils von proximal und distal zum Chromosomenbruch m.H. von BACs, um diese Bruchregion einzugrenzen (Hellman et al., 2002; Rozier et al., 2004 u.a.). Wird kein Chromosomenbruch mehr proximal oder distal zur jeweiligen BAC-Sequenz identifiziert, so kann die dazwischen liegende Sequenz als fragile Region bezeichnet werden und die flankierenden BACs stellen die äußere Begrenzung dar. Ein Interpretations-Problem, welches bei der Auswertung der BAC-Hybridisierung auftritt, ist durch die z.T. große Ausdehnung der FS begründet. Sawinska et al., 2007 veröffentlichten Ergebnisse, bei denen die BAC-Hybridisierungen 4 Diskussion 68 eindeutig die Grenzen der FS aufzeigten und die BACs proximal oder distal hybridisierten, wobei die Größe der kartierten FS mit ca. 0.4 Mbp relativ klein ist (FRA9G). Andere Veröffentlichungen, z.B. durch Callahan und Mitarbeiter am Bsp. der FRA9E (~9,5 Mbp), zeigen, dass die BACs, je nachdem in welchem Sequenzbereich sich der Chromosomenbruch im Verhältnis zur BAC-Lage befindet, widersprüchliche Kartierungs-Ergebnisse aufweisen (Callahan et al., 2003). So kann der gleiche BAC proximal oder auch distal zur FS hybridisieren, was auch in den Hybridisierungen dieser Arbeit beobachtet wurde. Weitere Interpretationsprobleme können durch ungewöhnliche Chromatin-Organisation entstehen (Hellman et al., 2002). Die möglichen Schwierigkeiten bei der Auswertung der Kartierungsergebnisse haben zur Folge, dass bei einer FS-Ausdehnung von mehreren Mbp eine statistische Absicherung essentiell ist (wenn möglich mindestens 5 Hybridisierungen pro BAC im Bp-Bereich). Erhält man bei der Kartierung von FS ein BAC-Spaltsignal, dann liegt der Chromosomenbruch einer FS direkt in der BAC-Sequenz. Bei einer Bruchpunktbestimmung, wie bspw. bei Translokationen oder Inversionen, wird im Idealfall ein solches Spaltsignal erhalten. Dies deutet darauf hin, dass innerhalb der BAC-Sequenz ein Bruchereignis stattgefunden hat. Aufgrund der Größe der BACs, bis ~250 kbp, ist eine exakte Sequenzbestimmung der FS nicht 100%-ig möglich. Diese Methode erlaubt trotzdem eine Gen-Identifizierung und FS-Charakterisierung m.H. diverser Datenbanken (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Omim/; http://genome.ucsc.edu/cgi-bin/hgTracks?org=human; http://projects.tcag.ca/variation/). Ein gewisses Problem, Bezug nehmend auf die anschließende Datenbankanalyse, stellt die teilweise unterschiedliche Kartierung der BACs in den einzelnen Datenbanken dar (Bsp.: RP11-106J23 in 16q22.2: 68,544,071-68,734,616 Mbp (UCSC 2006); 68,592,296-68,734,640 (NCBI 36.3)). In dieser Arbeit wurde, bis auf wenige Ausnahmen, für die Ermittlung der BAC-Sequenz die NCBI-36.3-Datenbank verwendet. Ein weiterer Diskussionspunkt Bezug nehmend auf die BAC-Größe ist das Nicht-detektieren von möglicherweise vorkommenden Mikro-Deletionen innerhalb der FS-Region. Es ist bekannt, dass homozygote Deletionen innerhalb von FS, nachgewiesen z.B. bei FRA3B in den FHIT-Genen, in verschiedenen Tumoren vorliegen (Ong et al., 1997; Corbin et al., 2002). Trotzdem ist bisher auffallend wenig bekannt über Deletionen innerhalb von Aph-induzierten FS. Durkin konnte m.H. eines somatischen Mensch-Maus-Hybridzell-Modellsystems zeigen, dass bei hohen Aph-Konzentrationen (0,6 µM) eine höhere Frequenz von Deletionen von im Durchschnitt 400 kbp beobachtet wurde als bei 0,3 µM (Durkin et al., 2008). Zudem wiesen die Klone mit Mikro-Deletionen eine signifikant reduzierte Frequenz zur Ausbildung von Chromosomenbrüchen in MPP auf. Im Rahmen dieser Arbeit konnte keine Mikro-Deletion in den untersuchten FS-Regionen anhand von BACs detektiert werden. Dies kann an den teilweise geringen Expressionshäufigkeiten der FS liegen, an der Größe der BACs, an der verwendeten geringen Aph-Konzentration oder an der von Durkin beschriebenen reduzierten FS-Expression bei Vorhandensein von Mikro-Deletionen. Zur Klärung der Frage des Vorhandenseins von Deletionen in fragilen chromosomalen Bereichen wurde eine Chromatid- Mikrosezierung von der den Chromatidbruch (4q31: FRA4C und 2q32: FRA2H) umgebenden Region durchgeführt (modifiziert nach Rubtsov et al., 1998; siehe Material und Methoden 2.2.2.1). Aufgrund der geringen DNA-Ausgangsmenge musste eine Amplifizierung mittels DOP-PCR bzw. m.H. des „Whole Genome Amplification Kit“ der Fa. QIAGEN durchgeführt werden. Eine anschließende aCGH mittels 100k-BAC-array-Chip (Baylor College of Medicine/Houston) und SNP-Chip 100K der Fa. Affimetrix war nicht erfolgreich (Ergebnisse nicht gezeigt). Der Grund könnte in der geringen DNA-Ausgangsmenge nach Mikrosezierung liegen. Abschließend ist zu sagen, dass die Fluoreszenz in situ Hybridisierung momentan die Methode der Wahl bei der Kartierung von FS ist, was durch zahlreiche Veröffentlichungen der letzten Jahre belegt wurde (Rozier et al., 2004; Hormozian et al., 2007; Curatolo et al., 2007 u.a.). Mögliche andere Methoden, wie bspw. die aCGH-Technologie oder die 4 Diskussion 69 Sequenzierung zum Nachweis möglicher Deletionen im fragilen Bereich, sind nur bei vorangegangener exakter Kartierung Erfolg versprechend. Zudem muss die Frequenz der Deletion hoch sein, d.h. oberhalb der Nachweisgrenzen der verwendeten Methode. 4.2 Häufigkeitsverteilung der FS Eine gebräuchliche Einteilung der FS hinsichtlich ihres Vorkommens in der Population und ihrer Induzierbarkeit ist in „rare“ FS (rFS) und „common“ FS (cFS). Selbst innerhalb der rFS unterscheiden sich die Häufigkeitsverteilungen in unterschiedlichen Populationsgruppen teilweise sehr stark (Bhasin, 2005). CFS werden als normaler Bestandteil der Chromosomenstruktur und in jedem Individuum vorkommend beschrieben (Glover et al., 1984; Craig-Holmes et al., 1987). Trotzdem unterscheiden sich die cFS sehr stark hinsichtlich ihres Vorkommens in der Population und in Abhängigkeit ihrer Induzierbarkeit (Kuwano et al., 1988; Hecht et al., 1988; Simonic und Gericke, 1996; Denison et al., 2003). Die mit Abstand am häufigsten expremierten FS sind FRA16D (16q23.2) und FRA3B (3p14.2), was auch an den in dieser Arbeit untersuchten 3 Suspensionen (IA, IIA, IIIA) gezeigt werden konnte. Selbst innerhalb der 3 Suspensionen sind die Expressions-Häufigkeiten dieser FS ähnlich. Dagegen werden andere, ebenfalls als cFS bezeichnete fragile chromosomale Regionen auch nach Induktion mit den entsprechenden Chemikalien nicht in allen Individuen expremiert (Sutherland et al., 1998). In dieser Arbeit betraf das z.B. die FRA9G (Sawinska et al., 2007), welche in Suspension IA nicht expremiert wurde, in IIA mit 0,042% und in IIIA mit 0,068%. Weitere FS sind in Tab. 3.1.1.3b im Ergebnisteil aufgeführt. Ein Beispiel für die große Expressionsvariabilität kann an der FRA10F gezeigt werden – in IA mit einer Häufigkeit von 0,190%, in IIA mit 0,166% und in IIIA mit 0,571% ca. dreifach so hoch expremiert. Ob allerdings der kaukasisch-asiatische Ursprung der Suspension IIIA (IA, IIA: kaukasisch) eine Rolle bei der Expressionshäufigkeit spielt oder individuelle Eigenschaften mit für die erhöhte FS-Expression im Vergleich zu den anderen 2 Suspensionen in Frage kommen, kann nicht geklärt werden aus Mangel an Vergleichsindividuen. Einige Autoren diskutieren auch eine individuelle Variabilität der FS-Expression durch eventuell vorhandene DNA-Polymorphismen (Hecht und Sutherland, 1985; Austin et al., 1992). Wenig ist bekannt über Unterschiede der Expressionshäufigkeit zwischen verschiedenen ethnischen Gruppen (Takahashi et al., 1988b). Im Anhang (5A-7A) sind die Expressionshäufigkeiten der FS in den 3 untersuchten Individuen (IA, IIA, IIIA) dargestellt. Daraus ersichtlich sind individuelle Unterschiede. Ein Vergleich mit Literaturdaten gestaltet sich schwierig, da beachtet werden muss, dass bei Häufigkeitsangaben oft mehrere Individuen zusammengefasst werden bzw. unterschiedliche Aph-Konzentrationen vorliegen können oder aber eine bestimmte Patientengruppe untersucht wurde. Aufgrund der großen Expressionsunterschiede innerhalb der cFS befürworten einige Autoren die Einteilung in „high-frequency fragile sites“ (HFFS) und „low-frequency fragile sites“ (LFFS) in Abhängigkeit ihres Vorkommens in über 50% oder unter 50% der Bevölkerung (Hecht, 1986; McAllister und Greenbaum, 1997; Denison et al., 2003). Individuelle Expressionsunterschiede der FS wurden auch in anderen Säugetieren, wie z.B. der Maus, beobachtet (McAllister und Greenbaum, 1997), ebenso wie eine Zelltyp-abhängige Verteilung und Häufigkeit der FS (Kuwano et al., 1990; Murano at al., 1989). Im Rahmen dieser Arbeit werden Regionen in Aph-induzierten humanen Lymphozytensuspensionen dann als fragil bezeichnet und mit in die Nomenklatur aufgenommen, wenn sie mindestens zweimal in einer Suspension oder mindestens einmal in verschiedenen Suspensionen aufgetreten sind, unabhängig von ihrer absoluten Häufigkeit (siehe Abb. 3.1.1.2b im Ergebnisteil und Anhang 4A). Nachfolgend sind in Tab. 4.2.a 4 FS aufgeführt, welche nur in einem Individuum identifiziert wurden, aber mindestens 2x, und nicht in der NCBI 36.3 aufgeführt sind. 4 Diskussion 70 FS Zytogenetische Suspension Lage IA IIA IIIA Referenz FRA2Q 2p14 - - x Eigene Daten FRA11K 11p12 - - x Eigene Daten FRA13H 13q31 - x - Kuwano et al., 1988 FRA16H 16q13 - - x Eigene Daten Tab. 4.2a: Auflistung der FS, welche mindestens 2x identifiziert wurden, aber nur in einer der drei untersuchten Suspensionen und der Status der Veröffentlichung. Auffallend ist hierbei, dass wiederum die Suspension IIIA sich abhebt von den anderen beiden Suspensionen hinsichtlich des Vorkommens von FS. Dies betrifft auch einige andere fragile Regionen, z.B. 1p36, 2p16 u.a. (siehe Anhang 4A-7A). Diese Ergebnisse zeigen, dass individuelle Unterschiede vorliegen. Zudem lassen sie die Vermutung zu, dass hinsichtlich der Häufigkeit in unterschiedlichen ethnischen Gruppen eine relativ große Varianz besteht. 1988 wurde eine veränderte Expressionshäufigkeit der FS in 10q25 zwischen verschiedenen ethnischen Gruppen beschrieben (Takahashi et al., 1988b). Durch die Auswertung von ~25.000 MPP sind 232 verschiedene FS identifiziert worden. In der NCBI 36.3 aufgeführt sind derzeit 129 FS, wobei zum Teil den gleichen zytogenetischen Regionen je nach Art der Induzierbarkeit namentlich mehrere FS zugeordnet sind. In dieser Arbeit sind 67 neue Chromosomenbrüche durch Aph-Induzierung beschrieben, welche in ihrer Expressionshäufigkeit stark variieren von 0,008% (1p13) bis 0,231% (3p26) (siehe Anhang 4A). Die bisher veröffentlichten Aph-induzierten FS liegen in dieser Arbeit mit ihren Häufigkeiten zwischen 0,041% (1p21.2) und 11,471% (3p14), wodurch deutlich wird, dass die neu beschriebenen FS in ihrer Gesamtheit eine niedrigere Expressionrate aufweisen und vermutlich deshalb noch nicht beschrieben wurden. Des Weiteren sind 52 identifiziert, welche bereits durch verschiedene Autoren beschrieben wurden, aber nicht in der NCBI 36.3 veröffentlicht sind (Kuwano et al., 1988; Borgaonkar, 1994; Simonic und Gericke, 1996). Zudem sind nicht alle in den letzten Jahren kartierten und publizierten FS in der NCBI 36.3 aufgeführt. Dies betrifft nicht nur die Veröffentlichungen von 2007 (Fechter et al. 2007b, Helmrich et al., Sawinska et al., Debacker et al., 2007b), sondern auch ältere Beschreibungen von 2004 (Rozier et al.), 1996 (Schuffenhauer et al., Simonic und Gericke), 1994 (Borgaonkar, 1994) bzw. 1988 (Kuwano et al., 1988). Die meisten der neu identifizierten Chromosomenbrüche konnten in allen 3 Suspensionen nachgewiesen werden (Anhang 4A- 7A, Ausnahmen sind in Tab. 3.1.1.3b aufgeführt), was ihre Berechtigung als FS bezeichnet zu werden unterstreicht. Innerhalb der FS existiert die Einteilung der rFS in Folat-sensitive, DistamycinA- und BrdUinduzierbare rFS und innerhalb der cFS sind die Aph-induzierbaren die größte Gruppe, gefolgt von BrdU- und 5-Azacytidine induzierbaren FS. In dieser Arbeit wurden Chromosomenbrüche ausschließlich mit Aph induziert. Trotzdem war es möglich, laut NCBI 36.3 alle beschriebenen FS des 5-Azacytidin-Typs, des BrdU-Typs, des Folsäure-Typs und des Distamycin A-Typs zu identifizieren, welche nicht in zytogenetisch gleichen Banden von Aph-induzierbaren FS lagen, wodurch diese Einteilung hinfällig wird. Innerhalb zytogenetischer Banden, wo cFS und rFS zusammen lokalisiert sind, kann keine Aussage hinsichtlich der Unterscheidbarkeit getroffen werden bzw. ob es sich um die gleiche FS handelt. In Tab. 4.2.b sind die in dieser Arbeit identifizierten FS-Typen (nach NCBI 36.3) und die nicht in dieser Datenbank aufgeführten fragilen Regionen hinsichtlich ihres Vorkommens in den Suspensionen IA, IIA und IIIA aufgelistet. 4 Diskussion 71 Suspension Art der FS/Veröffentlichung IA IIA IIIA NCBI 36.3 - Aph-Typ - BrdU-Typ - 5-Azacytidin-Typ - Folsäure-Typ - Distamycin A-Typ x x x x x x x x (x) x x x x (x) x Borgaonkar, 1994 Simonic und Gericke, 1996 (x) x (x) x (x) (x) Schuffenhauer, 1996 (FRA2L) - x x Rozier, et al., 2004 x x x 2007 publiziert x x x bisher nicht beschriebene FS (x) (x) (x) Tab. 4.2b: FS-Typen (nach Induktion) in NCBI 36.3, veröffentlichte und bisher nicht in die NCBI aufgenommene FS und neu in dieser Arbeit identifizierte FS bezüglich ihres Vorkommens in den Suspensionen IA, IIA, IIIA; Klammer: nicht jede FS des beschriebenen Typs konnte in der jeweiligen Suspension identifiziert werden. In nachfolgender Abb. 4.2 sind 2 Beispiele von FS dargestellt, welche nicht als Aph-Typ eingestuft, jedoch mit Aph induzierbar sind. In nachfolgender Tabelle 4.2c sind Bsp. für nicht als Aph-Typ beschriebene FS aufgeführt, im Vergleich mit Häufigkeitsangaben aus der Literatur. FS Zytogenet Bande Häufigkeiten nach Aph-Induzierung (%) n = 25000 Häufigkeiten nach Literaturangabe (%) Manjunatha Takahashi Rao Tastemir et al., 2002 et al., 1988b et al., 1988 et al., 2006 n = 100 n = ? n = 800 n = 1443 FRA1Q 1q32 0,098 1,68 FRA2A 2q11.2 0,089 1,0 FRA5J 5q12 0,040 0,4 FRA10C 10q21 0,089 1,01 FRA17A 17p12 0,049 0,1 FRAXK Xq26 0,009 0,33 Tab. 4.2c: Auflistung einzelner FS mit zytogenetischer Bandenzuordnung, welche nicht dem Aph-Typ zugeordnet werden, aber dennoch mit Aph induzierbar sind, mit Angabe ihrer Expressionshäufigkeit im Vergleich mit Häufigkeitsangaben aus der Literatur ( Manjunatha et al., 2002: 5-Fluorodeoxyuridin (FUdR)- Induzierung; Takahashi et al., 1988b: Distamycin A-Induzierung; Rao et al., 1988: FUdR-Induzierung; Tastemir et al., 2006: Induzierung m.H. von Folsäure-freiem Medium); n: Anzahl ausgewerteter MPP. Wie aus Tab. 4.2c ersichtlich, bestehen Unterschiede in den FS-Expressionshäufigkeiten in Abhängigkeit der Induzierung und vermutlich auch bedingt durch die Anzahl untersuchter Abb. 4.2: Bsp. von FS vom Folsäure-Typ und BrdU-Typ nach Aph-Induzierung an humanen Lymphozyten (von li. nach re.): FS vom Folsäure- Typ in 8q22.3 (FRA8A) (gleichzeitige FSExpression in 8q22.1 - FRA8B, Aph-Typ). FRA4B in 4q12 als Bsp. für einen BrdU-Typ. 4 Diskussion 72 MPP. Allerdings kann nicht eindeutig gesagt werden, dass nicht als Aph-Typ beschriebene FS nach Induzierung mit Aph immer eine sehr viel geringere Häufigkeit zeigen, auch aufgrund weniger vergleichbarer Daten. Probleme beim Vergleich mit Literaturdaten entstehen bei unterschiedlichen Induzierungsmethoden bzw. den angewendeten Konzentrationen, sowie der häufigen Untersuchung von Patientengruppen und weniger von gesunden Probanden. Des Weiteren wurden in dieser Arbeit bspw. die FS in 4p12 und 6q25 (beide nicht in der NCBI 36.3 aufgeführt) mit Aph induziert und in 2 bzw. 3 der untersuchten Suspensionen (IA, IIA, IIIA) aufgezeigt. Hecht induzierte FS mit verschiedenen Chemikalien (FUdR, BrdU, Aph, 5-Azacytidin) und konnte eine FS-Expression in 4p12 und 6q25 nur mittels BrdU bzw. FUdR, nicht aber durch Einwirkung von Aph, nachweisen (allerdings war die Anzahl an ausgewerteten MPP kleiner als in dieser Arbeit) (Hecht et al., 1988). Eine Erklärung wäre eine geringere Aph-Konzentration bei der Induzierung und/oder ein Nicht-Detektieren aufgrund der geringen Expressionshäufigkeit. Zusammenfassend kann gesagt werden, dass FS unabhängig von der primären Art ihrer Induzierbarkeit in Aph-behandelten Suspensionen vorkommen können und somit auch unabhängig von ihrer Einteilung in rFS und cFS. Die bestehende Einteilung der FS sollte dahingehend überdacht werden, ob nicht unabhängig von ihrer Induzierbarkeit die Gruppeneinteilung nur in Abhängigkeit der Häufigkeitsverteilung erfolgen sollte, ähnlich wie Hecht bereits 1986 vorgeschlagen hat, aber unter Berücksichtigung ethnischer Unterschiede und der absoluten Expressionshäufigkeiten. Es wäre dann auch möglich, eine Doppelbenennung von FS in der gleichen zytogenetischen Bande zu vermeiden und diese als 1 fragile Region mit 2 Kernbruchregionen (chromosomale Bereiche, in welchen es statistisch gesehen zu häufigeren Chromosomenbrüchen kommt als in den umgebenden Regionen) zu bezeichnen. Vorraussetzung wäre natürlich die vorherige Überprüfung der molekularzytogenetischen Kartierung. 4.2.1 Vergleich der Häufigkeiten von FS in verschiedenen Bandenstadien Erstmals wurde in dieser Arbeit die FS-Häufigkeit in verschiedenen Bandenstadien (300-350, 400-500, 550-650, >650; Abb. 4.2.1) untersucht (ISCN 2005). Abb. 4.2.1: Darstellung der Bandenstadien 300-350, 400-450, 550-650 und >650 im invertierten DAPI. Pfeile markieren Bsp. für Chromosomenbrüche. 4 Diskussion 73 Die meisten MPP sind in den Bandenstadien 400-500 und 550-650 beurteilt worden, aufgrund der Häufigkeit und der guten Erkennbarkeit der chromosomalen Banden bzw. Bruchereignisse. Im Bandenstadium 300-350 wurden, im Vergleich zu den anderen Bandenstadien, nur wenige Bruchereignisse (1-3) pro MPP beobachtet (siehe Tab. 3.1.1.1.). Dies kann an der geringen Chromosomengröße liegen, wodurch die FS evtl. nicht sichtbar werden, oder aber, dass sie nicht expremiert werden. Allerdings wurde ein Großteil der veröffentlichten FS und wenige neu Beschriebene, wenn auch in einer wesentlich geringeren Häufigkeit, in diesem geringen Bandenstadium nachgewiesen (siehe Anhang 4A). Die Ursache für die geringere Häufigkeitsverteilung kann aber auch in der Tatsache begründet sein, dass die Auswertbarkeit und Bandenzuordnung erschwert war und somit die anderen Bandestadien bevorzugt wurden. Insgesamt sprechen die Ergebnisse aber dafür, dass die Chromosomenbrüche zwar vorhanden, aufgrund der geringen Auflösung jedoch nicht sichtbar sind. Ein Großteil der neu identifizierten FS wurde in den Bandenstadien 400-500 und 550- 650 entdeckt, was aber auch in der hohen Anzahl an analysierten MPP begründet sein kann. Im Bandenstadium >650 war auffallend, dass zwar im Durchschnitt die Bruchrate/MPP etwas höher war als im Bandenstadium 550-650 (Abb.3.1.1.1b), aber zusätzlich noch viele MPP mit mehr als 12 Chromosomenbrüchen vorlagen (MPP ohne Bruchereignis wurden nicht mit in die Wertung einbezogen). Insgesamt kann festgestellt werden, dass die Bruchrate innerhalb der einzelnen Bandenstadien zwischen den untersuchten Suspensionen IA, IIA, IIIA annährend identisch ist. Die Expressionshäufigkeit der FS in den 3 Suspensionen innerhalb der Bandenstadien ist, unter Vorbehalt individueller Unterschiede, ähnlich (Abb. 3.1.1.3a, Anhang 5A-7A). Ausnahmen hiervon sind unter Kapitel 3.1.1.3 beschrieben. Im Ergebnis lässt sich sagen, dass mit höheren Bandenstadium die Anzahl der sichtbaren Chromosomenbrüche zunimmt. Fraglich ist, ob das mit einer höheren FS-Expression in Verbindung zu bringen ist oder aber durch die höhere Bandenaufspaltung die Chromosomenbrüche erst sichtbar werden. Über den Einfluss der Chromatinstruktur auf die FS-Expression ist wenig bekannt. Einige Autoren postulieren, dass eine ungewöhnliche Chromatinstruktur bzw. Fehler in der Chromatinkondensation mit für die FS-Ausbildung verantwortlich ist (Wang, 2006). Eine Möglichkeit dieser Frage nachzugehen wäre bspw. der Nachweis einer veränderten Histonmodifikation mittels „Immunofluorescence“ im Bereich einer FS. 4.3 Zytogenetische und molekularzytogenetische Lagebestimmung Seit Beginn der ersten Beschreibung von chromosomalen Bruchregionen in den 60-er Jahren (Dekaban, 1965) stellt die Zytogenetik die Hauptmethode bei der Identifizierung der FS dar. In den folgenden 2 Jahrzehnten wurde ein Großteil der heute bekannten und in der NCBI 36.3 gelisteten FS identifiziert (u.a. von Magenis et al., 1970; Sutherland, 1977; Sutherland, 1979a, b, c; Sutherland et al., 1980; Schmid et al., 1980). Die Basis der zytogenetischen FSKartierung bildete die GTG-Bänderung. Bänderungsverfahren erfuhren in den letzten Jahrzehnten einen großen qualitativen Aufschwung, auch bedingt durch qualitativ hochwertigere Chemikalien und eine verbesserte Mikroskoptechnik. In dieser Arbeit wurden nicht auf der GTG-Bänderungsebene, sondern methodisch bedingt mittels invertierten DAPI die Chromosomenbanden beurteilt und die FS-Kartierung vorgenommen. Die DAPI-Färbung bewirkt eine der GTG-Färbung ähnliche Bandenabfolge (Heng und Tsui, 1993) und ist in der molekularen Zytogenetik ein Standartverfahren zur Chromosomengegenfärbung als Vorraussetzung für den Einsatz im Fluoreszenz-mikroskopischen Bereich. Unabdingbar für die molekularzytogenetische Kartierung von FS war die Entwicklung der Methode der 4 Diskussion 74 Fluoreszenz in situ Hybridisierung in den 80-er Jahren. Bereits 1991 wurde die FRAXA in Xq27, assoziiert mit der Ausprägung des FRAX-Syndroms, durch die Verwendung von YACs molekular charakterisiert (Kremer et al., 1991). In den nächsten Jahren erfolgte die Kartierung noch weiterer, hauptsächlich als rFS eingruppierter FS (Knight et al., 1993; Jones et al., 1995 u.a.), aber erst mit dem Abschluss des „Human Genome Projects“ und der Möglichkeit der Genom-weiten Abdeckung der humanen Sequenz unter Verwendung von BACs erfolgte ab 2003/2004 explosionsartig eine Anstieg der FS-Kartierungen bzw. Charakterisierungen. Dass die zytogenetisch sichtbare Bandenzuordnung nicht immer der molekularzytogenetischen Kartierung entspricht, soll anhand der fragilen Region 1p22~p21 aufgezeigt werden. In dieser chromosomalen Region sind 3 FS aufgeführt – FRA1D in 1p22, FRA1E und FRA1M in 1p21. FRA1D ist in der NCBI 36.3 und in zahlreichen Veröffentlichungen, z.B. Tedeschi et al., 1992, aufgeführt. FRA1E ist ebenfalls in der NCBI 36.3 gelistet und wurde 2007 kartiert als in 1p21.2 liegend (Hormozian et al., 2007). FRA1M wurde 1991 von Baker und Sutherland als Folat-sensitive FS in 1p21.3 veröffentlicht (NCBI 36.3; Baker und Sutherland, 1991). In dieser Arbeit wurde der Großteil der zytogenetisch ausgewerteten FS (~3,3%) im Bereich von 1p22.1~21.3 am Übergang von einer GTG-hellen zu einer GTG-dunklen Bande gesehen. Dagegen konnte ein Chromosomenbruch in 1p22 nur in 0,009% der ausgewerteten MPP nachgewiesen werden, und dann in 1p22.3 liegend. Dies steht im deutlichen Widerspruch zu den Häufigkeitsangaben, die z.B. bei Tedeschi et al., 1992 mit 1,90% angegeben werden. Hier liegt die Vermutung nah, dass aufgrund der Lage am Übergang einer GTG-hellen zu einer GTG-dunklen Bande und aufgrund der Beobachtung, dass Chromosomenbrüche sich als helle Bereiche darstellen, es hier zu einer fehlerhaften Kartierung kam und es sich bei der in 1p22 (FRA1D) lokalisierten FS eigentlich um eine in 1p21.3 liegende handelt. Das Bandenstadium spielt ebenfalls eine entscheidende Rolle bei der Beurteilung der Lage von fragilen Regionen. So wurde im Bandenstadium 300-350 die FRA1E in 1p22 gesehen und erst in höheren Bandenstadien (550->650) eindeutig in 1p21.3. Hier ist der Effekt der Bandenaufspaltung nicht außer Acht zu lassen (Lehrer et al., 2004). In dieser Veröffentlichung wird mit der Methode des MCB gezeigt, dass eine Bandenaufspaltung nur aus GTG-dunklen Banden und nie aus GTG-hellen Banden in Abhängigkeit vom Bandenstadium erfolgt. Dies könnte ebenfalls eine mögliche Erklärung für eine widersprüchliche zytogenetische und molekularzytogenetische Kartierung sein. Des Weiteren ist die Lokalisation der FRA1E, von Hormozian und Mitarbeitern als in 1p21.2 beschrieben (Hormozian et al., 2007), nach Datenbankauswertung nun in 1p21.3. Dadurch ist eine Abgrenzung zu FRA1M (1p21.3) nicht möglich, da auch Folat-sensitive FS m.H. von Aph induzierbar sind (siehe Tab. 4A). Es wird die Hypothese aufgestellt, dass FRA1M und FRA1E in 1p21.3 ein und dieselbe fragile Region sind und häufig Chromosomenbrüche, welche zytogenetisch in 1p22 (FRA1D) gesehen wurden, molekularzytogenetisch in 1p21.3 liegen. Es wird empfohlen, FRA1D nur für Bruchereignisse zu verwenden, welche in 1p22.3 auftreten. Nicht nur die FS in 1p21.3 liegt zytogenetisch an der Grenze zwischen GTG-hellen und GTG-dunklen Banden, sondern noch zahlreiche andere fragile Regionen (8,6%) (Tab. 4.3). Auch bei diesen könnte es sich nach molekularzytogenetischer Kartierung herausstellen, dass die FS in der Nachbarbande lokalisiert ist. Tab. 4.3: Fortsetzung und Legende auf der nachfolgenden Seite. FS Zytogenetische Lage DAPI/GTG-Bande hell dunkel am Übergang zur DAPI/GTG-Bande DAPI/GTG-Bande hell dunkel FRA1E 1p21.3 - x 1p22 x dunkel - FRA1P 1q23 x - 1q24 - x FRA2N 2p22 - x 2p23 x - FRA2O 2p21 x - 2p22 - x 4 Diskussion 75 FS Zytogenetische Lage DAPI/GTG-Bande hell dunkel am Übergang zur GTG-Bande DAPI/GTG-Bande hell dunkel FRA2Q 2p14 - x 2p15 x - FRA2T 2q24.1 - x 2p24.2 x - FRA3F 3p25 x - 3p26 - x FRA3K 3q12 x - 3q11.2 - x FRA3P 3q28 - x 3q29 x - FRA4H 4p12 x - 4p13 - x FRA4L 4q34 - x 4q35 x - FRA5O 5q33.1 x - 5q32 - x FRA6M 6q25 x - 6q24.3 - x FRA10I 10p12 - x 10p13 x x FRA11J 11p15.3 x - 11p15.4 - x FRA11L 11p11.2 x - 11p12 - x FRA15D 15q15 x - 15q21.1 - x FRA17E 17q25 x - 17q24.3 - x FRA18E 18q11.2 x - 18q12.1 - x FRA21B 21q22.1 x - 21q21.3 - x Tab. 4.3: Auflistung der FS, welche zytogenetisch an der Grenze von GTG-hellen zu GTG-dunklen Banden lokalisiert sind mit Benennung der Nachbarbande. 4.3.1 Erstellung einer „fragilen Karte“ Auf Grundlage der in dieser Arbeit erfolgten zytogenetischen Kartierung von FS an Aphinduzierten Lymphozyten sowie anhand von Literaturdaten wurde es möglich, eine „fragile Karte“ des gesamten Genoms zu erstellen (Ergebnisse, Abb. 3.1.1.2.b). In Abb. 3.1.1.2b sind alle bisher beschriebenen FS mit ihrer zytogenetischen Lage aufgeführt. Um eine einheitliche und vollständige Benennung zu erreichen, wurden alle bisher nicht mit Buchstaben versehenen FS weiterführend benannt. Somit erfuhren erstmals alle chromosomalen FSRegionen eine einheitliche Bezeichnung. Es kann gezeigt werden, dass in allen Chromosomen, auch in Chromosom 21, wo bisher in der NCBI 36.3 keine FS beschrieben wurde, fragile Regionen vorliegen. Das Y Chromosom wurde in der vorliegenden Arbeit in die Untersuchungen nicht mit einbezogen, da alle 3 verwendeten Suspensionen weiblichen Ursprungs waren (IA, IIA, IIIA). Es wird auch in der Diskussion weitestgehend nicht bewertet. Wie in den Ergebnissen aufgezeigt (3.1.1.2), sind im Chromosom 2 die meisten FS (21) identifiziert worden, aber der Abstand von fragilen Regionen zueinander (in Mbp) ist laut statistischer Berechnung im Chromosom 16 am geringsten. Somit besitzt das Chromosom 16, statistisch gesehen, den höchsten Grad an Fragilität, gefolgt von Chromosom 2. Allerdings ist zu beachten, dass in Chromosom 2 (2p11~q11.2) zwei verschieden induzierbare FS beschrieben sind (Folsäure- und Aph-Typ) und in Chromosom 16 in der Region 16q22.1 ebenfalls jeweils eine FS vom Aph- und Distamycin A-Typ. Die rFS vom Distamycin A-Typ in 16q22.1 (FRA16B) wurde 1997 als eine amplifizierte AT-reiche Minisatellit-Repeat- Sequenz beschrieben (Yu et al., 1997). Die exakte Kartierung aus der Veröffentlichung erfolgte m.H. von YACs und kann nicht mehr exakt nachvollzogen werden. Dadurch ist ein direkter Sequenzvergleich mit der Aph-induzierten und der in dieser Arbeit kartierten FS nicht möglich und es können keine Aussagen über evtl. vorliegende Sequenzüberlappungen getroffen werden. Die Chromosomen mit der geringsten Anzahl an FS in Bezug auf ihre Mbp-Ausdehnung sind die Chromosomen 19, 21, 22 und vermutlich das Y Chromosom. Das Chromosom 19 ist das Gen-dichteste Chromosom. Es kann nur spekuliert werden, warum gerade diese Chromosomen eine relativ geringe Fragilität aufweisen. Zum einen wäre es denkbar, dass Chromosomenbrüche aufgrund der Größe der genannten Chromosomen oder der teilweise 4 Diskussion 76 hellen Banden nach GTG-Bänderung (oder invertierten DAPI) schlechter gesehen werden, oder aber es existieren nur wenige fragile Regionen. In diesem Fall könnte man es als eine Art „Schutzmechanismus“ vor Ereignissen betrachten, welche in Verbindung zu FS gesehen werden, wie z.B. Schwester-Chromatid-Austausch (Glover und Stein, 1987; Lukusa et al., 1991), intrachromosomaler Genamplifikation (Coquelle et al., 1997), Plasmidintegration (Rassool et al., 1991) oder auch verschiedenen Translokations- und Deletionsereignisse (Wang et al., 1997; Krummel et al., 2000; Arlt et al., 2002). Bezug nehmend auf die zytogenetische Lage der FS ist, wie in 3.1.1.2 aufgezeigt, die Mehrheit der fragilen Regionen in DAPI-hellen Banden (GTG-hellen Banden) lokalisiert (~66%). Es wird aber vermutet, dass dieser Anteil höher sein könnte aufgrund der schon erläuterten Bandenaufspaltungsproblematik (siehe 4.3). Die Feststellung, dass FS zum Großteil in GTG-hellen Banden zu finden sind, wurde schon in früheren Untersuchungen beobachtet (Hecht, 1988; Wilke et al., 1996) und führte zu der Vermutung, dass sie assoziiert sind mit aktiven Genregionen und dass sie dadurch bedingt spät replizierend sind. Bei genauerer Betrachtung der „fragilen Karte“ des Genoms (Abb. 3.1.1.2b) ist ersichtlich, dass es in einigen chromosomalen Bereichen auf zytogenetischer Ebene zu einer Anhäufung von FS kommt. Solch eine „cluster“-Bildung stellt sich in den chromosomalen Bereichen von 1p21, 2p16-2p14, 2p11.2-2q11.2, 3q28-3q29, 4q33-4q35, 5q12-5q13, 7q22-7q31, 9q32-9q34, 12q24, 16q21-16q22, 16q23-16q24 und Xq27-Xq28 dar, wobei nicht ausgeschlossen ist, dass nach molekularzytogenetischer Kartierung weitere „cluster“ hinzukommen. Es wird postuliert, dass fragile Bereiche eine größere Ausdehnung haben könnten als bisher angenommen, so dass Kern-Bruchregionen existieren, bei denen es statistisch gesehen häufiger zu Chromosomenbruchereignissen kommt als in den umgebenden Regionen. Dies würde ein komplett neues FS-Benennung- bzw. Beschriftungssystem erforderlich machen. Vorraussetzung für eine Verifizierung wäre die molekularzytogenetische Kartierung möglichst aller FS. In diesem Zusammenhang ist anzumerken, dass es in der Literatur gegensätzliche Lagebeschreibungen von FRAXC gibt. In der NCBI 36.3 und in zahlreichen Veröffentlichungen (z.B. Lukusa und Fryns, 2008) wird die Lage in Xq22.1 angegeben, andere Autoren wie z.B. McAvoy (McAvoy et al., 2008) geben eine Lokalisation in Xp21 an. Wodurch diese unterschiedlichen Angaben entstanden sind, ist nicht bekannt. In dieser Arbeit wurde die Lokalisation in Anlehnung an die NCBI 36.3 und zahlreiche andere Datenbanken in Xq22 angegeben, auch durch den Umstand bedingt, dass kein Bruchereignis in Xp21 identifiziert worden ist. 4.4 Kartierung von chromosomalen Bruchregionen (cFS) an Aphinduzierten Lymphozytensuspensionen (IA, IIA, IIIA) Wie bereits unter 4.1 erwähnt, ist die Methode der Wahl für die Kartierung der FS die Fluoreszenz in situ Hybridisierung m.H. von BACs, wie an zahlreichen Veröffentlichungen gezeigt wurde (Rozier et al., 2004; Hormozian et al., 2007; Curatolo et al., 2007; Fechter et al., 2007b u.a). 21 cFS und 9 rFS sind bisher kartiert und charakterisiert (Stand Okt. 2008; siehe 1.3). In dieser Arbeit wurden insgesamt 21 FS hinsichtlich ihrer molekularzytogenetischen Lage beurteilt. Von 5 FS - FRA2H, FRA2J, FRA4C, FRA7J und FRA10F – war eine exakte Kartierung durch die Verwendung von BACs möglich und von 16 konnte die Lage soweit eingegrenzt werden, dass entweder der distale und/oder proximale Bp bestimmbar war (siehe Tab. 3.2). Von weiteren 17 FS wurde die Lage dahin gehend überprüft, ob evolutionär konservierte Bp in dem Bereich der FS liegen (siehe 3.3.1). Aufgrund der sehr geringen Häufigkeit der Expression von 13 dieser FS waren keine Bp- 4 Diskussion 77 Eingrenzungen bzw. -Bestimmungen möglich, so dass nur Einzelhybridisierungsergebnisse vorliegen. Von 4 der 17 erwähnten FS wurde ebenfalls nur der evolutionäre Aspekt beleuchtet, da einige von diesen während der vorliegenden Arbeit von anderen Arbeitsgruppen kartiert wurden (FRA11F, Reshmi et al., 2007; FRA11E, Bester et al., 2007; FRA6E, Denison et al., 2003; FRA7E, Zlotorynski et al., 2003). Bei der FS-Kartierung wurde bewusst auf eine Trennung der BAC-Hybridisierungsergebnisse zwischen den 3 untersuchten Suspensionen (IA, IIA, IIIA) verzichtet, um mögliche individuelle Unterschiede einfließen zu lassen. Die Kartierung der FRA9E zeigte, dass individuell geringfügige Veränderungen der proximalen oder distalen Grenzen vorkommen können, aber insgesamt die Ausdehnung ähnlich zu sein scheint, welches an 3 Individuen gezeigt wurde (Callahan et al., 2003). Dies wurde auch in dieser Arbeit beobachtet. In den Literaturquellen der meisten kartierten FS ist häufig nicht eindeutig aufgeführt, an wie vielen Personensuspensionen die Kartierungsarbeiten vorgenommen wurden. Probleme bei der Interpretation der Ergebnisse treten besonders bei ausgedehnten fragilen Regionen von mehreren Mbp auf (siehe auch 4.1). Bedingt durch die große Ausdehnung kann es innerhalb einer solchen Region zur gleichzeitigen Entstehung von 2 Chromosomenbrüchen durch die Einwirkung von Aph kommen (Abb. 4.4a). Ein Modell zur FS-Entstehung unter Einwirkung von niedrigen Dosen von Aph besagt, dass FS Regionen unreplizierte, einzelsträngige DNA sind, welche durch eine verzögerte oder gestoppte Replikation entstehen und die Zellzyklus-Kontrollpunkte unterlaufen können (Glover et al., 2005). Solche Phänomene, wie in Abb. 4.4a gezeigt, weisen eindeutig auf eine Größe der fragilen Region von mehreren Mbp, vermutlich mit 2 Kern-Bruchregionen. Kern-Bruchregionen werden definiert als Regionen, in welchen es gehäuft zu Bruchereignissen kommt und umgebenden Regionen, in welchen Chromosomenbrüche seltener vorkommen. So scheint es in 7q21 (FRA7E) Chromosomenbrüche in 7q21.1 und 7q21.2~21.3 zu geben, was die widersprüchlichen Hybridisierungsergebnisse erklären würde. Diese FS wurde 2003 veröffentlicht mit einer Lagekartierung von 81,119-81,710 Mbp (Zlotorynski et al., 2003). Auch in dieser Arbeit hybridisierte ein BAC aus diesem Sequenzbereich innerhalb der FS in 7q21.1, ebenso zeigte aber auch der BAC RP11-380G21 (97,363-97,410 Mbp) Hybridisierungssignale in einem Chromosomenbruch in 7q21.2. Bereits zytogenetisch ist eine Unterscheidung der Lage von Einzel-Chromosomenbrüchen möglich (Abb. 4.4b). Abb. 4.4a: Darstellung von jeweils Zwei- Bruchereignissen innerhalb einer fragilen Region (von li. nach re.): FRA3B in 3p14 mit Chromosomenbrüchen in 3p14.3 und 3p14.1. Chromosomenbrüche innerhalb von FRA4C (4q31) in 4q31.1 und 4q31.3. Abb. 4.4.b: Bsp. für die variable FSExpression von FRA7B in 7p22 (von li. nach re.): Chromosomenbruch im Bereich von 7p22.1~21.3 und in 7p22.2. 4 Diskussion 78 FRA1A in 1p36 wurde mit einer Ausdehnung von ~2,778 Mbp in dieser Arbeit neu kartiert und ist ebenfalls ein Beispiel für eine FS mit einer „Kernbruchzone“. In der Regel traten die Chromosomenbrüche in 1p36.2 auf, teilweise aber auch in 1p36.3, was durch z.T. divergierende BAC-Hybridisierungsergebnisse belegt wird und auf eine möglicherweise größere Ausdehnung der FRA1A hinweist. Die in dieser Arbeit mit der größten Mbp-Ausdehnung identifizierte cFS ist in 7q11.23 lokalisiert (FRA7J) mit 9,520 Mbp. Es konnte gezeigt werden, dass Mbp-Ausdehnungen von cFS von ~10 Mbp (Curatolo et al., 2007; Fechter et al., 2007b; Callahan et al., 2003) keine Einzelfälle sind. Ein Problem, welches bei der Interpretation der Kartierung der FS in 7q36 (FRA7I) auftrat war die Tatsache, dass bereits 2002 durch Ciullo und Mitarbeiter die FRA7I mit in 7q35 liegend kartiert wurde (Ciullo et al., 2002). Diese Untersuchung erfolgte aber größtenteils an einer Fibrosarcoma-Zelllinie und konnte an normalen humanen Aphinduzierten Lymphozyten aufgrund der geringen Expression nur an 3 Chromosomenbrüchen gezeigt werden. In dieser Arbeit wurde kein Bruch in 7q35 (nur in 7q34 und 7q36) nachgewiesen, was die Vermutung zulässt, dass der von 2002 kartierte Chromosomenbruch eventuell Zelllinien-spezifisch war und nicht der eigentlichen FRA7I, in dieser Arbeit in 7q36 lokalisiert, entspricht. Insgesamt, d.h. mit den in der Literatur Veröffentlichten, ist eine molekularzytogenetische Kartierung (auch Teilkartierung) von 40 cFS erfolgt (siehe Anhang 18A). Die Mehrzahl der untersuchten cFS (17) haben eine Mbp-Ausdehnung von ~2-5 Mbp, 11 cFS sind < als ~2 Mbp, 8 besitzen eine Größe zwischen ~5 und ~9 Mbp und 4 wurden mit einer Ausdehnung von mehr als 9 Mbp identifiziert. Die durchschnittliche Größe einer fragilen Region kann mit ~4,243 Mbp angegeben werden, unter Einbeziehung aller kartierten FS. Eine große FS-Ausdehnung bedingt variable BAC-Hybridisierungsergebnisse, so dass es nicht selten ist, dass ein BAC proximal und distal zum Chromosomenbruch hybridisiert (Bsp.: RP11-149P14, FRA1A). 4.4.1 CFS, evolutionär konservierte und Neoplasie-assoziierte chromosomale Bruchpunkte Ist die chromosomale Evolution erklärbar durch ein besseres Verständnis der Dynamik der Säugetiergenomorganisation? Nadeau und Taylor postulierten 1984 ein „random breakage“- Model der genomischen Evolution unter der Annahme, dass chromosomale Bereiche zwischen Spezies konserviert sind und dass chromosomale Veränderungen innerhalb des Genoms zufällig geschehen (Nadeau und Taylor, 1984). Das Vorhandensein einer großen Anzahl von hoch konservierten chromosomalen Sequenzen zwischen den Arten wurde in zahlreichen Arbeiten bestätigt (Nadeau und Sankoff, 1998; Schoen, 2000; Carbone et al., 2006). Bei vergleichenden Genomanalysen innerhalb der Hominoidae konnten viele konservierte Chromosomensequenzen nachgewiesen werden (Dutrillaux, 1979). Genetische Unterschiede innerhalb der Hominidae schließen zytogenetische Umbauten, Unterschiede in der Art und Anzahl der repetitiven DNA bzw. Transposons, das Vorhandensein und die Verteilung von endogenen Retroviren, die Anwesenheit und der Gehalt von Polymorphismen, spezifische Gen-Inaktivierungsereignisse, Gensequenzunterschiede, „Single nucleotide polymorphism“ (SNP) und auch Genexpressionsunterschiede ein (Gagneux und Varki, 2001). Die nachgewiesenen größeren und kleineren chromosomalen strukturellen Veränderungen, wie z.B. Translokationen, Inversionen, Deletionen oder auch Insertionen zwischen dem Menschen und den Menschenaffen (Mrasek et al., 2001, 2003; Weise et al., 2005, 2007; Feuk et al., 2005; Newman et al., 2005; Schmidt et al., 2005; Carbone et al., 2006; Gross et al., 2006) widersprachen der 2. Annahme des „random breakage“-Models. Vielmehr wird auf der Basis neuerer Arbeiten die Hypothese des „fragile breakage“-Models bevorzugt (Pevzner und Tesler, 2003; Peng et al., 2006). Dieses favorisiert die Annahme, dass das Genom von 4 Diskussion 79 Säugern ein Mosaik aus fragilen Regionen mit einer hohen Neigung zu Chromosomenrearrangements und aus stabilen Regionen mit einer geringen Neigung zu chromosomalen Veränderungen darstellt. Diese These wird durch die Ergebnisse dieser Arbeit gestützt, wie die nachfolgenden Ausführungen belegen werden. CFS werden, neben den Primaten (Smeets et al., 1990), in unterschiedlichen Säugetiergruppen expremiert, wie z.B. in Rodentia (Robinson und Elder, 1987), Carnivora (Stone et al., 1993), Cetartiodactyla (Rodriguez et al., 2002) und Ruminantia (Nicodemo et al., 2008). Ein bestehender Zusammenhang zwischen cFS und evolutionär konservierter Bp wurde z.T. auf zytogenetischer Ebene nachgewiesen (Miro et al., 1987; Ruiz-Herrera et al., 2002, 2005a, 2006; Robinson et al., 2006). Die Vermutung liegt nah, dass mehr als 80% der evolutionären Bruchpunkte in Chromosomenbanden lokalisiert sind, die FS expremieren und/oder „Intrachromosomal telomeric sequences“ (ITS) enthalten (Ruiz-Herrera et al., 2005a). An diesem Punkt setzte die vorliegende Arbeit an. Sie hatte zum Ziel, die zytogenetische Übereinstimmung von evolutionär konservierten Bp mit der Lokalisation der FS auf molekularzytogenetischer Ebene zu prüfen, da dieser Beweis innerhalb der Hominidae noch weitestgehend aussteht. Existiert ein sequenzbasierender Zusammenhang zwischen der FSExpression und der Ursache für chromosomale Umbauten während der Evolution der Hominoidae und warum? Ist die Fragilität mit Sequenzeigenschaften erklärbar? Zu Beginn dieser Arbeit waren 11 cFS exakt kartiert (siehe Anhang 18A). Auf der Grundlage neuer Veröffentlichungen aus dem Jahr 2005 (Weise et al., 2005; Feuk et al., 2005; Newman et al., 2005; Schmidt et al., 2005) wurden zunächst gezielt evolutionäre Mikro- und Makrorearrangements ausgewählt, welche zytogenetisch im Bereich noch nicht kartierter FS lagen. Die 2. Vermutung, dass fragile Regionen verantwortlich sind für die Entstehung Neoplasie-assoziierter Bp (Yunis und Soreng, 1984; Jones et al., 1995 u.a.) und somit indirekt auch eine Verbindung zu evolutionären Bp besteht, wurde ebenfalls überprüft. In Tab. 4.4.1 ist beispielhaft die zytogenetische Übereinstimmung von Neoplasie-assoziierten Bruchpunkten bzw. Erkrankungen, FS und evolutionär fixierter Bp aufgezeigt. Tab. 4.4.1: Fortsetzung und Legende auf der nachfolgenden Seite. lfd. Nr. Chr. Bande Neoplasie-assoziierte Bruchpunkte/ Erkrankungen (Mitelman Datenbank) “fragile sites” (NCBIDatenbank) Evolutionär fixierte Bruchpunkte (1= Newman et al., 2005; 2= Schmidt et al., 2005, 3= Feuk et al., 2005; 4= Mrasek et al., 2003, 5= Yunis und Prakash, 1982; 6= Kehrer- Sawatzki et al., 2005b; 7= Gross et al., 2006; 8= Müller et al., 2004; 9=Weise et al., 2005; 10=UCSC 2006) 1 1p36 t(1;3)(p36;q21) in MDS, ANLL FRA1A Deletionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu HLA (4;9) 2 1p22 t(1;8)(p22-p32;q22) in AML, NHL FRA1D Mikrorearrangements in PTR und Pan (10) 3 2p13 t(2;14)(p13;q32) in ALL, CLL del(2)(p13) in AdenoCA FRA2E Deletionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (1) 4 2p11 t(2;14)(p11;q32) in ALL t(2;18)(p11;q21) in Follicular Lymphoma FRA2B Inversionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu GGO (2) Inversionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (1) 5 2q21 t(2;14)(q21;q32), Z.B. in B-Cell-Lymphoma FRA2F Inversionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (3) Bruchpunkt zwischen HSA und HLA (4) 6 2q31 del(2)(q31), z.B. in AML, CLL FRA2G Inversionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (1) 7 2q32 del(2)(q32), z.B. in AML, Burkitt Lymphom FRA2H Deletions- u. Insertionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (1) 8 2q37 add, t(2;13)/ z.B. AML, AdenoCA, Alveolar Rhabdomyosarkom FRA2J c-fra2q37.3 terminales Heterochromatin bei GGO 11 (5) Inversionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (1) 9 4p15 del(4)(p15), z.B. in CLL, AML, Osteosarkoma FRA4D Inversionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (3) Deletionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (1) 10 4q21 t(4;11)(q21;q23), z.B. in ALL, AML t(4;9;22)(q21;q34;q11) in CML FRA4I Inversionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (6) 11 4q22 del(4)(q22) in in AdenoCA FRA4F Inversionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (3) Insertionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (1) 4 Diskussion 80 lfd. Nr. Chr. Bande Neoplasie-assoziierte Bruchpunkte/ Erkrankungen (Mitelman Datenbank) “fragile sites” (NCBIDatenbank) Evolutionär fixierte Bruchpunkte (1= Newman et al., 2005; 2= Schmidt et al., 2005, 3= Feuk et al., 2005; 4= Mrasek et al., 2003, 5= Yunis und Prakash, 1982; 6= Kehrer- Sawatzki et al., 2005b; 7= Gross et al., 2006; 8= Müller et al., 2004; 9=Weise et al., 2005) 12 4q31 t(4;9;22)(q31;q34;q11) in CML del(4)(q31), z.B. in AML, AML, in AdenoCA FRA4C Inversionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (3); Deletionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (1) 13 5p14 add(5)(p14), z.B. in ALL, AML, in AdenoCA FRA5E Inversionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (1;3) 14 5q15 del(5)(q15), z.B. in AML, ALL del(5)(q15q33), z.B. in MDS, Refrakt. Anämie FRA5D Inversionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (7) 15 5q35 t(2;5)(p23;q35) in Anaplastic large cell lympoma FRA5G Insertionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (1) 16 6p11 t(6;9;22)(p11;q34;q11) in CML der(3)t(3;6)(p11;p11) in AdenoCA FRA6I Inversionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (1;3) 17 7p22 add, t(7;22)/ z.B. ALL, MM, CML FRA7B terminales Heterochromatin bei PTR und GGO (5); Inversionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (8) 18 7p14 del(7)(p14) in ALL FRA7C Inversionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (3); Insertionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (1) 19 7q11.2 del(7)(q11) in ALL FRA7J Inversionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PPY/ GGO (8) 20 7q21 del(7)(q21), z.B. in AML, ALL, AdenoCA FRA7E Inversionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu GGO (8) 21 7q22 add, del, t(7;22)/z.B. AML, ALL, AdenoCA, MDS, Leiomyom FRA7F terminales Heterochromatin bei PTR und GGO (5); Inversionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu GGO (8); interkalares Heterochromatin PPA (7) 22 7q34 inv(7)(p15q34), z.B. in ALL, AdenoCA FRA7M Inversionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (3) 23 7q36 t(7;12)(q36;p13) in AML t(7;9;22)(q36;q34;q11) in CML FRA7I Inversionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (3); Deletionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (1) 24 9q22 t(7;9;22)(q36;q34;q11), z.B. AML, MDS FRA9D Inversionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (3) 25 10q11.2 inv(10)(q11q21) in AdenoCA FRA10G Deletions- und Insertionsbruchpunkt HSA im Vgl. zu PTR (1) 26 10q26 t(10;22)(q26;q11) in CML add(10)(q26), z.B. in AdenoCA, CLL, CML FRA10F Inversionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR; (3); Insertionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (1) 27 11q14 t(10;11)(p13;q14), z.B. in ALL, AML, CLL FRA11F Inversions- und Insertionsbruchpunkt HSA im Vgl. zu PTR (1) 28 16q22 inv(16)(p13q22), z.B. in AML, CML del(16)(q22), z.B. in AML, AdenoCA FRA16B Inversionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR; (3); Insertionsbruchpunkt bei HSA im Vgl. zu PTR (1) Tab. 4.4.1: Gegenüberstellung zytogenetische Bande, Neoplasie-assoziierter Bp/Erkrankungen, FS und evol. Bp. Abkürzungen: CML: Chronisch myeloische Leukämie, AML: Akute myeloische Leukämie, CA: Karzinom, ALL: Akute lymphatische Leukämie, MDS: Myelodysplastisches Syndrom, CLL: Chronisch lymphatische Leukämie, HSA: Homo sapiens, PTR: Pan troglotydes, GGO: Gorilla gorilla, PPA: Pan paniscus, PPY: Pongo pygmaeus. Die vermutete Verbindung zwischen FS und chromosomalen Veränderungen in Leukämien wurde in den 80-er Jahren durch einen Vergleich der Lage in den Chromosomenbanden erhärtet (Hecht, 1984). Aber es gab auch kritische Stimmen, welche die auf der zytogenetischen Ebene getroffene Aussage anzweifelten. So war und ist es bspw. nicht erklärbar, warum viele strukturelle Veränderungen, welche in Leukämien und soliden Tumoren gefunden werden, nicht in einer fragilen Chromsomenbande liegen. Neuere Beobachtungen deuten auf einen anderen möglichen Zusammenhang zwischen Leukämien bzw. Tumoren und fragilen Chromosomenabschnitten. Es wurde der Nachweis erbracht, dass in FS-Regionen Deletionen von Tumorsupressor-Genen und Amplifikationen von Proto- Oncogenen vorlagen (Jones et al., 1995; Paige et al., 2000; Coquelle et al., 1997; Hellman et al., 2002; Li et al, in press). Ein endgültiger, Sequenz-basierender Beweis für das Vorliegen oder Nicht-Vorliegen einer Kolokalisation von FS und Neoplasie-assoziierter Bp scheiterte bis dato an der Kartierung einer ausreichenden Anzahl von FS. Daher war ein Bestandteil dieser Arbeit die 4 Diskussion 81 molekularzytogenetische Überprüfung von Neoplasie-assoziierten Bp auf der Basis der zuvor kartierten FS, um evtl. Hinweise auf einen kausalen Zusammenhang für die Entstehung von Chromosomenbrüchen zu erhalten. 4.4.1.1 Vergleich evolutionär konservierter Bp und FS Ein Vergleich der in dieser Arbeit kartierten- bzw. teilkartierten FS mit evolutionären Bp von Makro- und Mikrorearrangements zeigt eine Übereinstimung von ~75% (siehe Tab. 3.3.1). Von den insgesamt 9 untersuchten evolutionären Makrorearrangements (Weise et al., 2005; Schmidt et al., 2005; Kehrer-Sawatzki et al., 2005b; Gross et al., 2006; Müller et al., 2004) zeigen 7 eine Übereinstimmung mit FS, lediglich die evolutionären Bp in 7q22 und in 7p22 liegen proximal zu FRA7K/F bzw. FRA7B. Von den 27 untersuchten evolutionären Mikrorearrangements (Newman et al., 2005; 7: Feuk et al., 2005; UCSC-Datenbank, März 2006) weisen 20 eine Übereinstimmung mit den in diesen Regionen liegenden FS auf. Die molekularzytogenetische Analyse der FS FRA1F, FRA2E, FRA5G (rFS) und FRA7I war aufgrund der geringen Expression dieser FS nur mit BAC-Einzelhybridisierungen möglich, so dass die Aussage der Nicht-Übereinstimmung mit einem evolutionären Bp mit den hier getesteten BACs zwar stimmt, aber nach exakter Kartierung nicht ein endgültiges Ergebnis sein muss. Die verbleibenden FS mit Einzelhybridisierungen zeigen eine Übereinstimmung mit evolutionären Mikrorearrangements. Zahlreiche andere evolutionär konservierte Mikrorearrangements der Hominoidae, welche nicht mit den hier verwendeten BAC-Sonden abgedeckt wurden, liegen im Bereich der in Tab. 3.3.1 aufgelisteten FS. Zusätzliche evolutionären Bp in fragilen chromosomalen Bereichen sind im Anhang unter 19A aufgelistet. In Tab. 4.4.1.1 sind die kartierten, veröffentlichten FS mit der Angabe ihrer evolutionären Bp-Übereinstimmung oder Nicht-Übereinstimmung aufgeführt - ebenso die in dieser Arbeit untersuchten FS, welche mit den verwendeten, einen evolutionären Bp markierenden BAC keine Übereinstimmung aufwiesen, in deren Bereich aber andere evolutionäre Bp liegen. Tab. 4.4.1.1: Fortsetzung und Legende auf der nachfolgenden Seite. FS Zytogenet. Bande Mb start-stop Referenz Evolutionärer Bp Mbp start-stop Referenz FRA1E 1p21.3 95,578-98,197 eigene Daten 97,524-97,530 UCSC 2006 FRA1F 1q21 146,154-148,888 eigene Daten 120,396-146,234 Szamalek et al., 2006b FRA1H 1q41-q42 214,175-224,809 Curatolo et al., 2007 222,143-222,295 UCSC 2006 FRA2G 2q24-q31 169,207-170,180 Limongi et al., 2003 170,018-170,033 UCSC 2006 FRA3B 3p14 59,701-63,862 Becker et al., 2002 61,760-61,770 UCSC 2006 FRA6H 6p22-p21 27,912-37,262 Fechter et al., 2007b 30,069-30,383 UCSC 2006 FRA6F 6q21 111,685-12,526 Morelli et al., 2002 112,030-112,042 UCSC 2006 FRA6E 6q25-q26 160,097-63,638 Denison et al., 2003 162,246-162,287 UCSC 2006 FRA7B 7p22.2-p22.1 3,527-5,845 eigene Daten ~5,800-6,600 Szamalek et al., 2006a FRA7E 7q21 80,295-84,727 Zlotorynski et al., 2003 80,747-80,782 UCSC 2006 FRA7K 7q31 110,439-110,892 Helmrich et al., 2007 - - FRA7G 7q31 112,017-116,226 Hellman et al., 2002 115,742-115,808 UCSC 2006 FRA7H 7q32 129,964-130,384 Mishmar et al., 1998 - - FRA7I ? 7q35 144,399-145,782 Ciullo et al., 2002 145,340-145,373 UCSC 2006 FRA8C 8q24 124,257-128,490 Ferber et al., 2003 - - FRA9G 9p22 17,136-17,489 Sawinska et al., 2007 17,236-17,253 UCSC 2006 FRA9E 9q32 108,394-118,081 Callahan et al., 2003 117,779-117,840 UCSC 2006 4 Diskussion 82 FS Zytogenet. Bande Mb start-stop Referenz Evolutionärer Bp Mbp start-stop Referenz FRA10D 10q22 79,688-79,845 Thorland et al., 2003 75,794-80,931 UCSC 2006 FRA10E 10q25 112,963-113,137 Zlotorynski et al., 2003 - - FRA11E 11p13 31,922-33,985 Bester et al., 2007 33,351-33,384 UCSC 2006 FRA11F 11q14 83,932-91,370 Reshmi et al., 2007 89,308-89,470 UCSC 2006 FRA11G 11q23 113,120-117,669 Fechter et al., 2007a 116,485-116,507 UCSC 2006 FRA13A 13q13 34,444-35,081 Savelyeva et al., 2006 34,795-34,809 UCSC 2006 FRA13E 13q22 72,184-75,284 Fechter et al., 2007b 73,664-73,683 75,705-75,766 UCSC 2006 UCSC 2006 FRA14 14q23 63,629-68,130 eigene Daten 65,509-65,534 UCSC 2006 FRA16D 16q23 75,947-77,682 Mangelsdorf et al., 2000 76,639-76,655 UCSC 2006 FRA18A 18q12 32,376-32,553 Ruiz-Herrera et al., 2004 - - FRA18C 18q22 65,506-65,661 Debacker et al., 2007b 65,151-65,163 UCSC 2006 FRAXB Xp22.3 6,605-7,435 Arlt et al., 2002 7,028-7,042 UCSC 2006 Tab. 4.4.1.1: Auflistung der veröffentlichten FS und einiger in dieser Arbeit kartierter FS (welche mit den in dieser Arbeit verwendeten BACs keine Übereinstimmung mit evolutionären Bp aufwiesen) mit zytogenetischer Bandenzuordnung, Mbp-Ausdehnung und Referenzangabe und deren Vergleich mit evolutionär konservierten Bp (Mikrorearrangements) in Mbp und Referenz. Kursiv-Schrift: nicht exakt im FS-Bereich, sondern in angrenzenden Regionen. Unter Einbeziehung der bereits veröffentlichten kartierten FS und der eigenen Daten kann auf molekularzytogenetischer Ebene eine Übereinstimmung mit evolutionär konservierten Bp in einer Größenordnung von ~76,2% angenommen werden. Einschränkend ist zu sagen, dass in dieser Untersuchung nur evolutionäre Bp der Hominidae berücksichtigt wurden. Ein Vergleich von humanen FS mit evolutionären Bp von anderen Primatenarten zeigte aber ebenfalls eine Korrelation (Ruiz-Herrera et al., 2005b). Nicht alle beurteilten evolutionären Bp weisen eine molekularzytogenetische Übereinstimmung mit FS auf (Tab. 4.4.1.1, FRA7K, FRA7H, FRA10E und FRA18A). Ebenfalls identifiziert wurden evolutionäre Bp, welche nicht direkt in einem fragilen chromosomalen Bereich liegen, sondern nah angrenzend (siehe Tab. 4.4.1.1, FRA10D und FRA13E). Dies deutet darauf hin, dass FS zwar „hotspots“ für evolutionäre chromosomale Rearrangements darstellen, aber die Fragilität nur ein Mechanismus von Vielen ist, welcher chromosomale Umbauten während der Evolution begünstigt. So wird z.B. eine Spezies-spezifische Heterochromatin-Verteilung im Zusammenhang mit der Artbildung diskutiert (Rieseberg und Livingstone, 2003; Mrasek et al., 2001), wie auch Genduplikationen (Zhang, 2003) u.a. Mechanismen. Erläuterungen hinsichtlich des Zusammenhanges von Sequenzeigenschaften der fragilen Regionen und evolutionären Bp erfolgen in Abschnitt 4.4.1.3.1. Zusammenfassend kann gesagt werden, dass mit der vorliegenden Arbeit auf molekularzytogenetischer Ebene der Nachweis der Kolokalisation von FS und evolutionären Bp, welcher auf zytogenetischer Ebene schon in den 80-er Jahren beschrieben wurde, erbracht ist. Gegenteilige Annahmen beruhen auf den Studien verschiedener mathematischer Modelle (Peng et al., 2006). In den folgenden Jahren wird aufgrund neuer FS-Kartierungsdaten eine größere Anzahl an Bp-Überprüfungen möglich sein, auch im Vergleich mit anderen Mammalia-Spezies. 4 Diskussion 83 4.4.1.2 Vergleich Neoplasie-assoziierter Bp und FS Nach der Kartierung der FS erfolgte auf molekularzytogenetischer Ebene ein Vergleich mit Neoplasie-assoziierten Bp in verschiedenen Zelllinien und einem Patienten. Wie bereits erwähnt und in Tab. 4.4.1 aufgeführt, liegen zahlreiche Bp von Leukämien zytogenetisch in der gleichen Chromosomenbande wie evolutionäre Bp und FS. Insgesamt wurden 8 Bp in 5 Zelllinien und einem Patienten untersucht mit dem Ergebnis, dass 6 der untersuchten Translokations-Bp molekularzytogenetisch nicht mit FS übereinstimmen und 2 Bp fraglich sind. Der Abstand der Neoplasie-assoziierten Bp von den molekularzytogenetisch kartierten FS beträgt ~0,6 Mbp im Bereich von 1p36 (FRA1A) bis ~10 Mbp in 7p14~15 (FRA7C). Einschränkend ist anzumerken, dass der Bp in der Patientensuspension 95156 zytogenetisch in der Chromosomenbande 7p14 bestimmt wurde, aber nach BAC-Hybridisierung in 7p15 liegt. In der chromosomalen Bande 7p15 ist in der Literatur keine FS beschrieben und auch in dieser Arbeit wurde kein Chromosomenbruch in der Region beobachtet. Die meisten Studien haben sich bei ihren Untersuchungen hinsichtlich der Korrelation FS und Leukämien/Tumoren auf die FRA3B und FRA16D aufgrund ihrer guten Charakterisierung, ihrer hohen Expressionsrate und dem Vorhandensein von Tumorsupressorgenen fokussiert (Ong et al., 1997; Wang et al., 1999; Guler et al., 2005; Pluciennik et al., 2006; Sbrana et al., 2006 u.a.). Innerhalb beider FS sind homozygote Deletionen beschrieben, die zu einer Inaktivierung der FHIT-Gene (FRA3B) bzw. der WWOX-Gene (FRA16D) in verschiedenen Tumoren führen (Corbin et al., 2002; Mangelsdorf et al., 2000). Deletionsbruchpunkte innerhalb von FS in Tumorzellen scheinen ein relativ häufiges Ereignis zu sein, wogegen nur relativ wenige Translokationen mit FS-Involvierung auf DNA-Ebene beschrieben sind. Auf der molekularzytogenetischen Ebene z.B. liegt der Bp der Translokation t(8;14)(q24;q32), häufig vorkommend bei Burkitt Lymphom (BL), nicht innerhalb der FRA8C (Ferber et al., 2003), aber der Translokations-Bp bei Zervix-Karzinom (HeLa-Zelllinie) in 8q24 (der(22)t(8;22)(q24;p11)). In nachfolgender Tab. 4.4.1.2 sind einige Literaturdaten hinsichtlich Neoplasie-assoziierter Bp (weitere bei Strefford et al., 2007) im Vergleich mit molekularzytogenetisch kartierten FS aufgeführt. Diese Daten, zusammen mit den in dieser Arbeit Erhobenen, weisen auf keinen direkten Zusammenhang von fragilen chromosomalen Regionen und Neoplasie-assoziierten Bp hin. Einige Autoren vermuten, dass die relativ geringe Anzahl an berichteten Translokationen, in welche FS involviert sind, den Prozess der biologischen Selektion in Tumorzellen reflektieren (Arlt et al., 2006). Tab. 4.4.1.2: Fortsetzung und Legende auf der nachfolgenden Seite. FS Mbp start - stop Erkrankung Translokation/ Inversion Mbp start - stopp (Gen) Referenz Kolokalisation FRA2L 89,240-97,284 B-Zell- Lymphom t(2;8)(p11.2q24) 88,978 (IGK) Einerson et al., 2006 nein FRA2A 97,244-101,985 Lymphom ALL t(2;18)(q11.2; q21.33) t(2;21)(q11;q22) 99,710-100,089 (AFF3) 99,530-100,125 (LAF4) Impera et al., 2008 Chinen et al., 2008 ja FRA3B 59,701-63,862 Adenocarcinom t(3;16)(p14;?) 59,710-61,212 (FHIT) Fang et al., 2001 ja FRA4I 84,003-86,360 ALL LBL t(4;11)(q21;q23) t(4;11)(q21;p15) 88,185-88,275 (AF4) 99,402-99,587 (RAP1GDS1) Aplan, 2006 nein nein 4 Diskussion 84 FS Mbp start - stop Erkrankung Translokation/ Inversion Mbp start - stopp (Gen) Referenz Kolokalisation FRA5G 171,047-71,955 PTL t(2;5)(p23;q35) t(5;14)(q35;q32) 170,747-170,770 (NPM) 170,669-170,672 (HOX11L2) Mitelman et al., 2005 Aplan, 2006 nein nein FRA6H 27,912-37,262 ESS der(7)t(6;7) (p21;p15) 33,487-33,492 (PHF1) Micci et al., 2006 ja FRA7C 38,560-39,614 ALL t(7;14)(p14;q32) 38,266-38,280 (TRG) Mitelman et al., 2005 nein FRA7I 151,567-153,902 Kindl. Leukämie der(7)(t(7;12) (q22;p13)del(7) (q22q36) 146,490-147,944 (HLXB9, C7orf3) Tosi et al., 2003 nein FRA7B 3,527-5,845 AML t(7;21)(p22;q22) 6,111-6,161 (USP42) Paulsson et al., 2006 nein FRA8C 124,237-128,490 Cervixkarzinom der(22)t(8;22) (q24;p11) 128,292-128,317 Ferber et al., 2004 ja FRA9D 87,398-87,753 MDS t(9;12)(q22;p12) 92,630-92,698 (Syk) Kuno et al., 2001 nein FRA9G 17,136-17,489 AML t(9;11)(p22;q23) 20,353-20,613 (AF9) Meyer et al., 2006 nein FRA11F 83,932-91,370 AML t(10;11)(p13;q14) 85,363-85,396 (CALM) Sindt et al., 2006 ja FRA16D 76,161-77,682 MM ?t(16;?)(q23;?) 76,691-77,804 Ried et al., 2000 ja FRA16C 68,592-72,036 AML inv(16)(p13;q22) 65,621-65,692 Aplan, 2006 nein Abb. 4.4.1.2: Auflistung einiger FS mit Mbp-Angabe im Vergleich mit Beispielen bei bestimmten Erkrankungen vorkomenden chromosomalen Veränderungen (Translokation, Inversion) mit Mbp- und Gen- Angabe und einer Beurteilung hinsichtlich der molekularzytogenetischen Überenstimmung von Neoplasieassoziierten Bp und FS (fett gedruckt: Chromosomenbereich von Interesse). ALL: Akute Lymphatische Leukämie; PTL: Peripheres T-Zell-Lymphom; AML: Akute Myeloische Leukämie; ESS: Endometriales Stroma- Sarkom; MM: Multiples Myelom; LBL: Lymphoblastisches T-Zell-Lymphom; MDS: Myelodysplastisches Syndrom. Als eine Form der Tumorinstabilität sind intrachromosomale Amplifikationen von großen genomischen Regionen, welche Onkogene beinhalten, beschrieben. Amplifikationen in Verbindung mit Überexpression von Onkogenen sind für verschiedenen Neoplasien veröffentlicht und scheinen eine wichtige Rolle bei der Tumor-Progression zu spielen (Brison, 1993). Amplifikationen durch wiederholte Bruchereignisse innerhalb von FS über den „Breakage-fusion-bridge“-Mechanismus (siehe Einleitung 1.3.2.3) wurden für die METOnkogene im Bereich der FRA7G (7q31.2) in humanen Magenkarzinomen beschrieben (Hellman et al., 2002). Eine der ersten Beschreibungen hinsichtlich homozygoter Deletionen in Tumor-Zelllinien erfolgte im Jahr 2000 in Verbindung mit FRA16D (Mangelsdorf et al., 2000). Mittels aCGH sind in den letzten Jahren viele Amplifikationen und Deletionen in Tumor-Zelllinien nachgewiesen worden (Heidenblad et al., 2004; Tonon et al., 2005; Rozeman et al., 2006; Myllykangas et al., 2007; Myllykangas und Knuutila, 2006; Nakashima et al., 2005; Nymark et al., 2006). Nach Vergleich mit den in der Literatur beschriebenen oder in dieser Arbeit kartierten fragilen Regionen liegt ein Teil dieser chromosomalen Veränderungen im Bereich von FS. So sind bspw. häufige Mikrodeletionen im Bereich von 7q22.3-7q31.1 (FRA7F+K; 106,822-111,830 Mbp) mit einer Größe von ~2,9 4 Diskussion 85 Mbp (104,299-107,091 Mbp) beim Gebährmutter-Leiomyom beschrieben (Vanharanta et al., 2007). Biallelische Deletionen innerhalb der FRA2G in 2q31 wurden in verschiedenen Tumor-Zelllinien nachgewiesen (Limongi et al., 2005). CFS-assoziierte homozygote Deletionen scheinen stabil und frühe Ereignisse in der Tumorgenese zu sein und ein Mechanismus für Geninaktivierung, gezeigt an WWOX-Gen in FRA16D (O’Keefe und Richards, 2005). Deletionen an FS in Tumorzellen könnten einen Hinweis auf Replikationsstress darstellen. Eine interessante Beobachtung in Bezug auf Deletionen in Tumor-Zelllinien im Grenzbereich zu FRAXB (Xp22) stellten Arlt und Mitarbeiter fest (Arlt et al., 2002). Die nachgewiesene Deletion in den Tumorzellen verhinderte nach Behandlung der Zellen mit Aph die Ausbildung von Chromosomenbrüchen in Xp22 und war somit in der Lage, die Fragilität in dieser Chromosomenbande auszuschalten. Amplifikationen sind im Bereich von FRA7M (7q34-7q35) beschrieben. In dieser FS liegt das sog. BRAF-Gen (v-raf murine sarcoma viral oncogene homolog B1), welches in Thyroid-Tumoren amplifiziert ist (Ciampi et al., 2005). Amplifikationen in Pankreas-Karzinom-Zelllinien liegen innerhalb fragiler Regionen von 4p15 (FRA4D), 6p21 (FRA6H), 7q21 (FRA7E), 7q22.3 (FRA7F+K), 11q14 (FRA11F) und 8q24 (FRA8C) (Heidenblad et al., 2004). Eine statistische Überprüfung der Lage von Amplifikations-„hot spots“ und FS zeigte keine signifikante Übereinstimmung (Myllykangas und Knuutila, 2006), allerdings verweisen die Autoren selbst auf eine mangelhafte Interpretationsfähigkeit ihrer Ergebnisse und dass exakte Kartierungsergebnisse von FS Vorraussetzung für eine genaue Einschätzung der Ergebnisse sind. Insgesamt lassen die in dieser Arbeit erhobenen Daten und die nach Literaturrecherche gewonnenen Erkenntnisse den Schluss zu, dass chromosomale fragile Regionen nicht hauptsächlich über Translokationen die Tumorprogression beeinflussen, sondern über molekulare Mechanismen wie Mikrodeletionen oder Amplifikationen indirekt Einfluss nehmen auf Onkogene bzw. Tumorsupressorgene. FS sind nur ein Baustein, welche chromosomale Instabilität begünstigen (siehe Abb. 4.4.1.2). Abb. 4.4.1.2: Nach Reshmi und Collin, 2005: Ursachen chromosomaler Instabilität. 4 Diskussion 86 Zusätzlich zu Amplifikationen, Deletions- und Translokations-Bp sind cFS assoziiert mit viralen Integrationen in Tumorzellen wie z.B. dem humanen Papillomavirus (HPV; Popescu und DiPaolo, 1989; Wilke et al., 1996; Yu et al., 2005) oder dem Hepatitis B-Virus (HBV; Feitelson und Lee, 2007). Die meisten der Beobachtungen bezüglich einer Virus-Integration in FS-Regionen wurden auf zytogenetischer Ebene gemacht, ein Sequenz-basierender Beweis steht noch aus. HBV-Integration kann die Genexpression durch Förderung der genetischen Instabilität (LOH: „Loss of Heterozygoty“; Amplifikation) und/oder durch veränderte Expression der regulatorischen Gene wie z.B. micro RNAs (miRNAs) verändern. Veränderte Expression von miRNAs, welche oft innerhalb oder in der näheren Umgebung von FS liegen, sind in vielen Tumorarten nachgewiesen worden (Calin et al., 2004). Eine Korrelation war bisher aufgrund mangelnder Kartierungsergebnisse von FS auf die zytogenetische Ebene beschränkt. Die von Feitelson (Feitelson und Lee, 2007) identifizierten HBVIntegrationstellen, welche in Zusammenhang gebracht wurden mit FS, zeigten unter Berücksichtigung der Kartierungsdaten dieser Arbeit eine Übereinstimung von 3 der 7 beurteilbaren chromosomalen Regionen (FRA7J, FRA4F, FRA1H). FRA10F, FRA5E, FRA1A und FRA18B sind nach Vergleich mit den hier vorliegenden bzw. nach veröffentlichten Kartierungsarbeiten keine bevorzugten HBV-Integrationstellen, 17 weitere FS konnten aufgrund fehlender Kartierungen nicht beurteilt werden. In Zusammenhang mit der HBV-Integration in dem Bereich von FRA1H in 1q41-1q42.12 ist das CHML-Gen betroffen, welches für das Zell-Überleben eine wichtige Rolle einnimmt (Murakami et al., 2005). In der Integrationsregion 7q11.23 (FRA7J) liegt das NCF1-Gen (Neutrophil cytosolic factor 1), eine NADPH-Oxidase. Mutationen innerhalb des Gens sind assoziiert mit chronischer Granulomatose (OMNIM-Datenbank). HBV-Integration im GRID-Gen (Human glutamate receptor delta-2) sind ebenfalls veröffentlicht (Murakami et al., 2005) und liegen innerhalb der FRA4F in 4q22.3. Insgesamt wird in der Literatur eine große zytogenetische Übereinstimmung von cFS und HBV-Virus-Integration beschrieben. Nach Vergleich dieser mit den Ergebnissen der hier vorliegenden Arbeit scheint es aber keinen direkten Zusammenhang von HBV-Integration, FS und Tumorprogression zu geben. Einige Autoren argumentieren, dass beim Leberkarzinom verschiedene Tumorsupressorgene, welche im Bereich von FS liegen, deletiert sind und dass diese ein Bsp. darstellen für einen sog. „hitand- run“-Mechanismus der genetischen Instabilität (Feitelson und Lee, 2007), wodurch nur wenige Integrationsereignisse in FS persistieren würden. Bezug nehmend auf HPV-Infektionen sind diese bspw. im hohen Maße assoziiert mit der Ausbildung von Cervix-Karzinomen (Wentzensen et al., 2002; Ferber et al., 2003; Thorland et al., 2003). Bei diesen sind ca. 25% der HPV18-Integrationstellen im distalen Bereich von FRA8C (8q24) lokalisiert (Ferber et al., 2004). Des Weiteren wurden von der gleichen Arbeitsgruppe Integrationsstellen von HPV18 innerhalb des FHIT-Gens (FRA3B) identifiziert und nach Vergleich der in dieser Arbeit kartierten FS konnten noch Integrationsbereiche innerhalb von FRA5D und FRA7F+K verzeichnet werden. Eine Zerstörung bzw. Beeinflussung der Gen-Expression wurde durch die HPV18-Integration nachgewiesen, davon betroffen war z.B. das FHIT-Gen in 3p14. Nach der im Rahmen dieser Arbeit vorgenommenen Kartierung der FRA5E in 5p15-5p14 kann eine Übereinstimmung der FS mit der HPV33-Integrationstelle in der UT-DEC-1-Zelllinie (Peitsaro et al., 2002) nachgewiesen werden, welcher bisher unklar war. In der Literatur wird ein hoher Übereinstimmungsgrad von HPV-Integration innerhalb von FS angenommen (Ferber et al., 2003; Thorland et al., 2003), wobei diese Vermutung größtenteils auf zytogenetischer Übereinstimmung beruht bzw. auf Einzelhybridisierungen von BACs. Insgesamt fehlen statistisch gesicherte Daten, auch aufgrund fehlender FS-Kartierungen. Die Auflistung von Wentzensen und Mitarbeiter zeigte insgesamt das Vorkommen von 192 individuellen HPVIntegrationsereignissen, wobei 72 zytogenetisch in 38 verschiedenen FS lokalisiert waren (Wentzensen et al., 2004). Nach Vergleich mit den in dieser Arbeit molekularzytogenetisch 4 Diskussion 87 kartierten und mit bereits veröffentlichten FS konnten 6 innerhalb von FS liegend lokalisiert werden (11 Integrationsstellen lagen molekularzytogenetisch außerhalb von FS-Regionen und ein Großteil konnte aufgrund fehlender FS-Kartierungsergebnisse nicht beurteilt werden). Im Rahmen dieser Arbeit wird die Vermutung geäußert, dass zwar viele Virus-Integrationsstellen zytogenetisch in Bereichen von FS zu liegen, jedoch auf Sequenzebene ist im Vergleich mit bisher kartierten cFS momentan kein signifikanter Anteil innerhalb von FS nachweisbar (ähnlich wie bei Tumor-Bp). 4.4.1.3 Charakteristika von cFS FS sind chromosomale Regionen, welche normalerweise (ohne Replikationsstress) stabil in kultivierten Zellen sind. So konnten in den in dieser Arbeit verwendeten Kontrollsuspensionen (IN, IIN, IIIN) ohne Einwirkung von Aph keine Chromosomenbrüche beobachtet werden. Basierend auf der Aph-Inhibierung der DNA-Polymerasen (Glover et al., 1984) werden Bruchereignisse in Form von cFS als Konsequenz einer Teil-Inhibierung der DNA-Replikation verstanden. Die molekulare Basis für die verzögerte bzw. gestoppte Replikation als Folge von Replikationsstress ist bisher nicht vollständig aufgeklärt. Im Gegensatz zu rFS konnten bei cFS keine Repeat-Expansionen nachgewiesen werden, was aber eine Sequenz-basierende Fragilität dieser FS nicht ausschließt. 4.4.1.3.1 Sequenzeigenschaften DNA-Flexibilität Zahlreiche bisher kartierte FS weisen sog. „flexibility peaks“ auf – Regionen mit einer höheren DNA-Flexibilität als die umgebenden, nicht fragilen Bereiche (Mishmar et al., 1998; Ried et al., 2000; Limongi et al., 2003 u.a). Diese flexiblen Sequenzen sind zusammengesetzt aus unterbrochenen AT-Nukleotid-Abfolgen und zeigen Ähnlichkeit zu AT-reichen Minisatelliten-repeats, welche ein Merkmal von rFS sind (Zlotorynski et al., 2003). In dieser Arbeit wurde auf eine Analyse hinsichtlich der DNA-Flexibilität verzichtet, da das Programm FlexStab (Mishmar et al., 1998) nicht mehr kostenfrei zugänglich ist. Es ist aber zu vermuten, dass aufgrund des ermittelten GC-/AT-Gehaltes (siehe Tab. 4.4.1.3.1a; Anhang 17A, 18A) einige in dieser Arbeit untersuchte FS ebenfalls „flexibility peaks“ aufweisen könnten. Ergebnisse, welche keine erhöhte Flexibilität an cFS in Mensch und Maus zeigen, wurden von Helmrich und Mitarbeitern veröffentlicht (Helmrich et al., 2006). Somit scheint die erhöhte DNA-Flexibilität kein allgemeines Merkmal von cFS zu sein. Nukleinbasen-und Repeat-Gehalt Die meisten der bisher kartierten bzw. charakterisierten FS sind mit einem relativ hohen Anteil an AT-reichen Sequenzen beschrieben (z.B. Arlt et al., 2002; Ried at al., 2000; Hormozian et al., 2007). AT-reiche Regionen gehen spezifische Interaktionen mit Nukleosomen ein (Fox, 1992). Nach erfolgter Sequenzanalyse (RepeatMasker open-3.2.5) der im Rahmen dieser Arbeit kartierten bzw. teilkartierten FS kann ein signifikant niedrigerer GC-Gehalt (< 37%), im Vergleich zu den Durchschnittswerten des menschlichen Genoms (41%; International Human Sequencing Consortium“ (Nature, 2001)), bei 8 im Rahmen dieser Arbeit untersuchten FS nachgewiesen werden (siehe Tab. 4.4.1.3.1a). Ein GC-Gehalt von 37-39% ist bei 7 FS feststellbar (siehe Anhang 18A). In nachfolgender Tabelle sind alle bisher kartierten/teilkartierten FS (aus Veröffentlichungen bzw. im Rahmen dieser Arbeit kartiert) aufgeführt, welche einen GC-Gehalt unter 37% aufweisen (teilweise wurden die in den Veröffentlichungen aufgeführten Werte verwendet). 4 Diskussion 88 FS molekularzytogenetische Lokalisation GC-Gehalt in % (Repeat Masker open-3.2.5) Referenz FRA1E 1p21.3 36,67 (35,4-Literaturdaten) diese Arbeit, (Hormozian et al., 2007) FRA1K 1q31.2-1q31.3 36,42 diese Arbeit FRA2G 2q32.1-2q32.2 35,61 diese Arbeit FRA4D 4p15.1 34,66 diese Arbeit FRA4F 4q22.1-4q22.2 36,92 (36,27) diese Arbeit, (Rozier et al., 2004) FRA5E 5p15.1-5p14.1 35,27 diese Arbeit FRA7E 7q21.11 35,23 Zlotorynski et al., 2003 FRA7K 7q31.1 35,58 Helmrich et al., 2007 FRA7G 7q31.1-7q31.2 36,29 Hellman et al., 2002 FRA7I? 7q35 36,07 Ciullo et al., 2002 FRA9G 9p22.2 36,20 (Literaturdaten) Sawinska et al., 2007 FRA13A 13q13.2-13q13.3 34,81 (Literaturdaten) Savelyeva et al., 2006 FRA13C 13q21.2-13q21.32 34,49 diese Arbeit FRA18B 18q21.32 36,56 diese Arbeit FRA18C 18q22.2 36,48 Debacker et al., 2007b Tab. 4.4.1.3.1a: Angabe bisher kartierter bzw. teilkartierter FS (aus Veröffentlichungen und dieser Arbeit) mit einem GC-Gehalt unter 37% mit Angabe der molekularzytogenetischen Lokalisation, GC-Gehalt und Referenz. ?: unklar, ob wirklich FRA7I kartiert wurde (siehe 4.4). Einen signifikant erhöhten GC-Gehalt (> 44%) gegenüber dem ermittelten Durchschnittswert des menschlichen Genoms haben FRA1A (1p36), FRA2J (2q37), FRA5G (rFS, 5q35), FRA7B (7p22), FRA7J (7q11.23), FRA10F (10q26) und die veröffentlichte FS FRA11G (11q23.3). Diese erhöhten Werte sind aber größtenteils mit der Telomer-nahen Lage der FS erklärbar. CFS mit einem erhöhten GC-Gehalt und mit geringer DNA-Flexibilität wurden ebenfalls von Tsantoulis et al., 2008, beschrieben. Die Repeat-Analysen der untersuchten FS zeigen ebenfalls große Unterschiede, so dass ein bestimmtes Repeat-Motiv nicht für die FSEigenschaften verantwortlich sein kann. Bspw. weisen einige cFS wie FRA2H, FRA4D, FRA13A+C sehr niedrige SINE-Sequenzen auf (zwischen 5 und 7%), andere sind durch einen hohen Gehalt (FRA7B, FRA7J) gekennzeichnet mit bis zu 30% (siehe Anhang 17A und 18A). Nach Vergleich mit den Werten aus der Sequenzanalyse des menschlichen Genoms, herausgegeben vom „International Human Genome Sequencing Consortium“ (2001), ergeben sich nach der Sequenzanalyse aller in dieser Arbeit kartierten bzw. teilkartierten FS im Durchschnitt keine signifikanten Abweichungen vom dem GC- bzw. Repeat-Gehalt, so dass ein erhöhter AT-Gehalt nicht als Merkmal aller FS angenommen werden kann. In nachfolgender Tab. 4.4.1.3.1b sind die GC- und Repeat-Durchschnittswerte (in %) von allen in dieser Arbeit kartierten/teilkartierten FS aufgezeigt im Vergleich mit den Durchschnittswerten des menschlichen Genoms (nach „International Human Sequencing Consortium“ (Nature, 2001)). GC-Gehalt/ Repeat-Gehalt in % GCGehalt LINEs SINEs LTR Durchschnitt aller in dieser Arbeit kartierten/teilkartierten FS 40,25 20,10 12,79 9,01 nach „International Human Sequencing Consortium“ (Nature, 2001) 41,00 20,42 13,14 8,29 Tab. 4.4.1.3.1b: Vergleich der GC- und Repeat-Durchschnittswerte in % von allen in dieser Arbeit kartierten bzw. teilkartierten FS mit den ermittelten Durchschnittswerten des menschlichen Genoms (Nature, 2001). Die große Variationsbreite in der Repeatelement-Zusammensetzung innerhalb der bisher kartierten und charakterisierten FS (siehe Tab. 3.5.3) unterstützt nicht die These einer DNA 4 Diskussion 89 vermittelten Instabilität in den fragilen chromosomalen Regionen. Segmentale Duplikationen (SD) Ein weiteres Merkmal unseres genetischen Materials sind „Segmentale Duplikationen“ (SD), welche sich in den letzten 35 Millionen Jahren der Evolution herausgebildet haben (Samonte und Eichler, 2002) und ca. 5% der genomischen Sequenz ausmachen. SD unterlagen großen strukturellen Veränderungen während eines relativ kurzen evolutionären Zeitraums. Sie sind gekennzeichnet durch große, nahezu identische Kopien genomischer DNA mit einer Größe zwischen 1 und > 200 kbp, enthalten „high-copy number repeats“ und sind hauptsächlich angereichert in Perizentromer- und Subtelomerregionen. Dies konnte auch bei einem Großteil der hier untersuchten FS festgestellt werden wie z.B. bei FAR1A (1p36), FRA1F (1q21), FRA2L (2p11.2), FRA2B (2q13), FRA6I (6p11-6q11), FRA7J (7q11.23), FRA7M (7q34), FRA7I (7q36) und FRA10G (10q11.2) (siehe Anhang 18A). Viele von diesen duplizierten DNA-Bereichen sind in Regionen von chromosomaler und/oder evolutionärer Instabilität lokalisiert, welches ihre mögliche Funktion in dem Prozess der chromosomalen Rearrangements und Duplikationen vermuten lässt und ihre Rolle bei der Erzeugung von neuen Fusionsgenen bzw. der Unterbrechung von Gensequenzen während der chromosomalen Primatenevolution (Samonte und Eichler, 2002; Stankiewicz et al., 2004). Verschiedene Studien konnten zeigen, dass hoch homologe Sequenzen prädisponiert sind für homologe, ungleiche Rekombination, welche zu Deletionenen, Duplikationen, parazentrischen Inversionen und möglicherweise Translokationen führen können. So ist bspw. das Williams- Beuren-Syndrom mit Rearrangements in Verbindung mit SD beschrieben (Osborne et al., 2001), was auch durch den hohen Gehalt an SD innerhalb der FRA7J, welche in diesem chromosomalen Bereich lokalisiert ist, aufgezeigt wird (siehe Anhang 18A). Es wird vermutet, dass aufgrund der hohen Sequenzidentität die SD einen evolutionären Ursprung haben und dass sie Zielstellen sein könnten für chromosomale Rearrangements und somit zur Speziation beitragen könnten (Eichler, 2001; Samonte und Eichler, 2002). Diese Vermutung wird auch durch andere Autoren gestützt, allerdings wiesen diese auch eine hohe de novo- Rate von SD zwischen dem Schimpansen und dem Menschen nach (Cheng et al., 2005). Ein hoher Gehalt an SD im Bereich evolutionärer Bp, die oft invertierte Chromosomensegmente flankieren, wurden von Murphy und Mitarbeitern nachgewiesen (Murphy et al., 2005). Wiederholte Duplikations-getriebene Transposition von DNA während der Hominoiden- Evolution wurde für SD aus dem Bereich des humanen Chromosoms 16p13 (LCR16a) beschrieben (Johnson et al., 2006). In diesem Bereich ist FRA16A lokalisiert - aufgrund fehlender Sequenzierungsdaten ist aber kein Sequenz-basierender Vergleich möglich. Neue Untersuchungen an Chromosom 3 zeigen eine Übereinstimung von SD in Tumor-Bp (TBSDs: „tumor break-prone segmental duplications“) und SD in evolutionären Bp (Darai-Ramqvist et al., 2008). Die Autoren erklären die Instabilität dieser Regionen mit einer verzögerten Replikation durch ungewöhnliche Strukturen wie z.B. SDs, Satelliten-DNA oder Aktivierung retroviraler Elemente während der Evolution und in den Tumor-Zellen. Allerdings liegen die nachgewiesenen SD nicht im Bereich der kartierten und sehr häufig vorkommenden FRA3B in 3p14.2. Im Zusammenhang mit SD sind „olfactory receptor gene cluster“ (OR) beschrieben, welche nach Sequenzanalyse der kartierten FS ebenfalls nur in einer geringen Anzahl (7) nachgewiesen wurden. Ob es einen Zusammenhang zwischen FS, SD und evolutionären Bp gibt und SD eventuell die Fragilität chromosomaler Bereiche beeinflussen können, kann aufgrund unzureichender Datenmengen nicht geklärt werden. Es ist aber anzumerken, dass ein Großteil der bisher kartierten FS keinen oder nur einen geringen Anteil an SD aufweist. Eine Ausnahme bildet ein Großteil der parazentrischen und Telomer-nahen FS, was aber wiederum der durchschnittlichen Verteilung der SD im Genom entspricht. 4 Diskussion 90 Intrachromosomale Telomersequenzen (ITS) Mehr als 80% der evolutionären Bp der Catharrini (Altwelt-Affen) und Platyrrhini (Neuwelt- Affen) sind in chromosomalen Banden lokalisiert, welche FS epremieren oder intrachromosomale Telomersequenzen (ITS) enthalten (Ruiz-Herrera et al., 2005a). ITS (Untergruppe der SD) sind definiert als Hexanucleotid-Sequenz (TTAGGG)n, welche nicht nur in den Telomeren der Vertebraten vorkommt, sondern auch in Nicht-Telomer-Bereichen und könnten somit eine alternative Region für Telomerbildung innerhalb von Chromosomen infolge von intrachromosomalen Rearrangements darstellen (Meyne et al., 1990). Bei Fokussierung auf intrachromosomale Reorganisation können ITS als unstabile Bereiche, in denen Chromosomenbrüche für Inversionen vorkommen können, betrachtet werden (Ruiz- Herrera et al., 2005a). Nergadze und Mitarbeiter stellten die Hypothese auf, dass Primaten- ITS Relikte von ursprünglichen Brüchen innerhalb von FS sind, eher als FS selbst, und dass humane ITS während der Evolution durch Reparatur von DNA-Doppelstrangbrüchen (DSB) über NHEJ („non-homologous end -joining“) entstanden sind (Nergadze et al., 2004; Azzalin et al., 2001). Bezug nehmend auf die in diese Arbeit erhobenen Daten und nach Sequenzanalyse aller bisher kartierten FS kann kein Sequenz-basierender Zusammenhang zwischen ITS und FS festgestellt werden. Lediglich 3 der kartierten bzw. teilkartierten FS, welche nicht Telomernah liegen, weisen ITS-Sequenzen innerhalb der fragilen Region auf (FRA1H in 1q42; FRA3B in 3p14; FRA7E in 7q21) (siehe Anhang 18A) und sind Bereiche evolutionärer Mikrorearrangements (Tab. 4.4.1.1). „copy number variation“ (CNV) Durch Sequenzvergleiche verschiedener Individuen hat sich in den letzten Jahren herausgestellt, dass CNV innerhalb des humanen Genoms ein weit verbreitetes Phänomen sind (Iafrate et al., 2004; Conrad et al., 2006; Redon et al., 2006). Sie sind definiert als Duplikationen, Deletionen oder Insertionen von mehreren kbp, liegen in variabler Kopienzahl vor, können die Gendosis direkt beeinflussen, sind involviert in phenotypische Diversität und scheinen einen prädisponierenden Charakter für verschiedene komplexe Erkrankungen zu haben (Aitman et al., 2006). Nach Sequenzanalyse der FS zeigt sich in allen bisher kartierten/ teilkartierten cFS, einschließlich der bereits Veröffentlichten, ein Vorkommen von CNVs (siehe Anhang 18A). CNVs werden als unstabile „hot spots“ angesehen, welche entlang des humanen Genoms, aber auch des Schimpansengenoms, verteilt sind und teilweise an den gleichen chromosomalen Regionen, aber in unterschiedlicher Kopiezahl vorkommen (Perry et al., 2006). Sie werden teilweise als Ergebnis einer häufigen Nicht-allelischen homologen Rekombination von ancestralen SD vermutet. Einen möglichen Einfluss von CNV auf die FSExpression bzw. Fragilität chromosomaler Regionen ist bisher nicht untersucht worden. Insgesamt kann an den in dieser Arbeit untersuchten FS-Sequenzeigenschaften kein alleiniges Merkmal für die Fragilität in bestimmten chromosomalen Regionen verantwortlich gemacht werden. Die Hypothese, dass cFS-Sequenzen schon von sich aus instabil sind, ergaben Untersuchungen durch Integration der FRA3B-Sequenz in primär nicht fragile Regionen des Genoms (Ragland et al., 2008), ein alleiniges Sequenzmotiv für die Fragilität konnte aber ebenfalls nicht identifiziert werden. Ein Beweis für eine alleinige Sequenz-basierende Fragilität, ohne bspw. den Einfluß von Chromatinorganisation oder der umgebenden Sequenzen, konnten diese Ergebnisse nicht erbringen. 4 Diskussion 91 4.4.1.3.2 Gene in FS und mögliche assoziierte Erkrankungen Aufgrund der z.T. sehr großen Ausdehnung von FS bis zu mehreren Mbp liegen innerhalb einiger bisher kartierter FS zahlreiche große Gene. Die bekanntesten FS-Gene sind das FHITGen in 3p14 (FRA3B) lokalisiert mit einer Größe von ~1,50 Mbp und das WWOX-Gen in 16q23 (FRA16D) mit ~1,11 Mbp. Beide wurden als Tumorsupressorgene identifiziert (Bednarek et al., 2001; Sard et al., 1999). Innerhalb der FRA6E (6q26) liegt das PARK2-Gen (1,37 Mbp) und in 4q22 (FRA4F) das GRID-Gen (1,47 Mbp), in welchen Mutationen und Translokationen beim Menschen und in der Maus nachgewiesen wurden (Rozier et al., 2004). Das Parkin-Gen wurde zuerst als Mutations-target bei Patienten mit autosomal rezessiver juveniler Parkinson-Erkrankung identifiziert (Kitada et al., 1998) und ist involviert in die Neurodegeneration. In weiteren FS liegen ebenfalls große Gene, so in FRA7I (CNTNAP2; 2,3 Mbp), FRAXC (DMD; 2,09 Mbp), FRA2F (LRP1B; 1,9 Mbp), FRA10D (CTNNA3; 1,78 Mbp), FRA1B (DAB1; 1,55 Mbp) und in FRAXC (IL1RAPL1; 1,36 Mbp) (Smith et al., 2006). Innerhalb von FS liegend werden noch weitere große Gene vermutet, so z.B. in FRA2F, FRA7J oder in FRA7I. Aufgrund der in dieser Arbeit erfolgten Kartierung dieser FS kann die Annahme nicht bestätigt werden. In keiner der hier untersuchten FS wurde ein Gen mit einer Ausdehnung > 1Mbp identifiziert, mit Ausnahme des schon bekannten GRID-Gens in FRA4F. Wie in Tabelle 3.5.1 aufgezeigt, liegen zahlreiche Neoplasie-assoziierte Gene innerhalb der in dieser Arbeit untersuchten FS. In FRA2A ist dies z.B. das AFF3-Gen (auch bezeichnet als (L)AF4-Gen), ein zellulärer Transkriptionsfaktor, welcher in Lymphgeweben expremiert wird, u.a. mit Funktionen in der Onkogenese (Ma und Staudt, 1996; nähere Erläuterungen zum Gen im Anhang 15A). Dieses Gen ist in Translokationen involviert, welche bei der kindlichen ALL und beim follikulären Lymphom beschrieben sind (Ma und Staudt, 1996; Chinen et al., 2008; siehe auch Tab. 4.4.1.2) und stellt somit eine der relativ wenigen Translokations-Bp innerhalb von FS dar. Interessanterweise ist genau in diesem Genbereich auch eine Mikrodeletion identifiziert worden (Steichen-Gersdorf et al., 2008; siehe Tab. Anhang 16A), was ebenfalls die Bedeutung dieser fragilen Region unterstreicht. Zahlreiche Untersuchungen zeigten zudem, dass in FS liegende Gene in verschiedenen Tumoren einen unterschiedlich starken Expressionsverlust aufweisen (Pluciennik et al., 2006; Soderberg et al., 2008) und häufig auch Funktionen in der zellulären Stress-Antwort besitzen (Durkin et al., 2008). Ein unterschiedlicher Expressionsgrad ist auch von Genen beschrieben, welche in den hier kartierten FS-Bereichen liegen (UCSC 2006-Datenbank). Dies trifft z.B. auf die Gene CXCR4 (FRA2F), MYEOV2 (FRA2J), EPHA1 (FRA7M), FUT8 (FRA14B) zu. Andere Gene können durch Mutationen Neoplasie-assoziiert sein (MGAT4A in FRA2A, DIRC1 in FRA2H, SPP1 in FRA4F, POU6F2 in FRA7C, POR in FRA7J, DOCK in FRA7F+K, BRAF in FRA7M). Von einigen Genen wiederum werden Funktionen als Tumor- Supressor angenommen, wie z.B. CDH20 im Bereich von FRA18B, BCCIP zusammen mit BRCA2 in FRA10F oder CDC37 in FRA1K liegend. In veröffentlichten FS sind ebenfalls Gene mit Tumorsupressor-Funktion beschrieben, z.B. in FRA3B, FRA16D oder FRA7G (Huebner et al., 1998; Bednarek et al., 2001; Tatarelli et al., 2000). Die genauen Funktionen von zahlreichen Genen sind oft noch nicht bekannt, so dass sich die Zahl der Neoplasieassoziierten Gene innerhalb von FS, auch auf der Grundlage zusätzlicher Kartierungsdaten, erhöhen kann. In diesem Zusammenhang wurde ein neues Tumorsupressorgen, das sog. FATS, identifiziert. FATS steht für „Fragile sites associated tumor supressor gene“, die Namensgebung erfolgte auf der Grundlage der Kartierungsdaten dieser Arbeit. Das Gen ist innerhalb der FRA10F in 10q26 lokalisiert und wurde von der Arbeitsgruppe um Wei-Wen Cai vom „Baylor College of Medicine“/Houston zunächst in der Maus identifiziert (Li et al., in press). Die DNA-Sequenz des Gens ist zwischen Maus und Mensch hoch konserviert, so dass die homologe Region des Maus-Chromosoms 7 dem Chromosomenabschnitt 10q26.13-10q26.2 des Menschen 4 Diskussion 92 entspricht. Die Sequenzanalyse offenbart eine AT-reiche Sequenz mit Ähnlichkeiten zu ATreichen Minisatelliten-repeats von rFS. Die Expression der mRNA des Gens ist in den durch ionisierende Strahlung induzierten Maus-Lymphomen erniedrigt, was auf eine Tumorsupremierende Wirkung von FATS hinweist. Untersuchungen zeigten weiterhin Mikrodeletionen innerhalb des FATS-Gens in humanen Brust- und Lungenkrebs und erniedrigte FATS-Expression auch in verschiedenen humanen Tumoren. Knockdown des Gens führt zu einer Hypersensitivität für DNA-Schäden und zu einer gestörten Zellzykluskontrolle. Somit scheint das innerhalb einer FS liegende Tumor-Supressor-Gen aktiv die Zellzyklus-Kontrolle mit zu beeinflussen. Auch in dieser Arbeit wurden Gene innerhalb von FS liegend identifiziert, welche wichtige Funktionen innerhalb der Zelle besitzen, wie die nachfolgende Tabelle (Tab. 4.4.1.3.2) zeigt. Tab. 4.4.1.3.2: Fortsetzung und Legende auf der nachfolgenden Seite. FS Gen Funktionen der codierenden Proteine innerhalb der Zelle Zellzyklus, Apoptose, Zellproliferation u.ä. andere Funkt. FRA1F H2B MCL1 Transkriptionsregulation, DNA-Reparatur, Chromosomenstabilität Apoptose - - FRA2L IgA DUSP2 NCAPH ARIDA5A - Zellproliferation, -differenzierung Chromosomenkondensation Gewebe-spezifische Genexpression, Zellwachstumsregulation Immunregulation - - - FRA2A ACTR1B ZAP70 MGAT4A MAP4K4 CXCR4 Spindelapparat-Bildung, Chromosomenbewegung u.a. Signaltransduktion Regulation in der Verfügbarkeit von Serum-Proteinen Aktivierung von MAPK8/JNK; Einfluss auf TNF-a-Signalweg - - - - - Immunregulation FRA2H TFPI - Blutgerinnung FRA2J RAB17 HDAC4 Trans-zellulärer Transport Zellzyklus-Progression, Transkriptionale Regulation - - FRA4F DSPP PKD2 SNCA TMSL3 GRID - Zell-Zell/matrix-Interaktionen Präsynaptische Signalleitung - Neurotransmitter-rezeptor Dentin-Bestandt. - - Zytoskelett - FRA4C ANAPC10 SMAD1 POU4F2 Bestandteil des „Anaphase promoting“-Komplexes Signaltransduktion, Zellwachstum, Apoptose Kontrolle der Zellidentität - Immunregulation - FRA5D CHD1 Chromatinstruktur - FRA7B SDK1 SLC29A ACTG1 Zelladhäsion (Neuronen) Plasmamembranprotein (Neuronen) Zellbeweglichkeit, -struktur (gilt auch für ACTB-Gen in FRA7B) - - - FRA7C AMPH POU6F2 Zytoplasmatische Oberfläche von synaptischen Vesikeln Transkriptionsfaktor - - FRA7J FKBP36 BAZ1B ELN POR HSPB1 YWHAG - Chromatin-abhängige Transkriptionsregulation Bestandteil von elastischen Fasern (Elastin) Signaltransduktion Stress-Resistenz, Actin-Organisation Signaltransduktion (RAF1) Immunregulation - - - - - FRA7F+K LAMB1 NRCAM DOCK4 Zelladhäsion, Migration, Signaltransduktion, u.a. Neuron-Neuron-Adhäsion, Zellkommunikation Regulation von Zellkontakten - - - FRA7I XRCC2 Chromosomenstabilität, DNA-Reperatur - 4 Diskussion 93 FS Gen Funktionen der codierenden Proteine innerhalb der Zelle Zellzyklus, Apoptose, Zellproliferation u.ä. andere Funkt. FRA7M TBXAS1 BRAF CASP2 CLCN1 - Signaltransduktion (MAP Kinase/ERK), Zellteilung u.a. Apoptose - Lipid-Synthese, Blutgerinung - - Erregbarkeit der Muskeln FRA10F MMP21 UROS BCCIP Embryogenese, Lymphozytenreifung - Homologe Rekombination bei DNA-Reparatur, Zellzyklus - Hb-Biosynthese - FRA14B RAD51L1 Homologe Rekombination bei DNA-Reparatur, Apoptose - FRA16C SF3B3 Chromatinmodifikation, Transkription, DNA-Reparatur - Tab. 4.4.1.3.2: Auflistung von FS, die Gene mit Zellfunktionen beinhalten (nach UCSC 2006-Datenbank). Abkürzung Hb: Hämoglobin. Wie aus der Tabelle 4.4.1.3.2 ersichtlich, besitzen zahlreiche in FS liegende Gene wichtige regulatorische Funktionen innerhalb des Organismus wie z.B. in der Signaltransduktion, bei der Zellproliferation und Differenzierung, bei der Apoptose, der Chromosomenkondensation, innerhalb des Immunsystems und auch in der DNA-Reparatur. Die große Funktionsbreite der Gene suggeriert eine mögliche ausgedehnte Beeinflussung der Fragilität auf viele Bereiche der Zelle bzw. des gesamten Organismus. Da bei Veränderungen innerhalb einiger Gene (z.B. durch Mutationen), welche in dieser Arbeit als in FS liegend identifiziert wurden, Erkrankungen beschrieben sind (siehe Tab. 3.5.2), könnte man postulieren, dass diese auch mit eine Ursache in der Fragilität haben könnten. Die Vermutung liegt begründet in der höheren Anfälligkeit der fragilen Regionen für Bruchereignisse bzw. DNA-Veränderungen. Eine Verbindung zwischen FS und Erkrankungen werden seit langem diskutiert und wurden mit der Klonierung und Charakterisierung von FRAXA mit dem FMR1-Gen 1991 (Verkerk et al., 1991) und FRAXE 1994 (Knight et al., 1994) bestätigt. Beide rFS sind mit mentaler Retardierung assoziiert und durch eine repeat-Expansion (CCG) gekennzeichnet. Das Fragile X-Syndrom (FRAXA, Xq27.3) ist die bekannteste Erkrankung in Verbindung mit FS und ist charakterisiert durch eine typische Klinik (moderate bis schwere mentale Retardierung, verlängertes Gesicht mit prominenten Ohren) in Verbindung mit Verhaltensauffälligkeiten (Hyperaktivität, autistische Züge). Weitere mit mentaler Retardierung assoziierte rFS sind FRA11B (Jacobsen Syndrom) und FRA12A. CFS, welche eindeutig in Verbindung zu bringen sind mit isoliert vorkommender mentaler Retardierung, sind bisher nicht beschrieben und es konnte auch kein Zusammenhang mit den hier untersuchten FS anhand der Gene festgestellt werden. Dagegen sind neuropsychiatrische Erkrankungen in Verbindung mit FS bekannt und Studien an psychiatrischen Patienten zeigen eine erhöhte FS-Expressionsrate innerhalb dieser Patientengruppe (im Vergleich zur Kontrollgruppe) an (Tastemir et al., 2006). Innerhalb FRA13A sind die Gene NBEA, MAB21L1, DCAMKL1 und MADH9 lokalisiert. Deletionen des NBEA-Gens sind bei Autisten beschrieben (Castermans et al., 2003) und Veränderungen in den anderen Genen stehen in Verbindung mit neuronalen und psychiatrischen Erkrankungen (Potter, 1997; Margolis et al., 1999; Matsumoto et al., 1999). Der Bp einer reziproken Translokation t(9;11)(p24;q23) innerhalb der kartierten FRA11G geht mit einer Zerstörung des DIBD1-Gens einher und kann in Verbindung gebracht werden mit Schizophrenie und dem Gilles de la Tourette-Syndrom (Gericke, 2006). Anzumerken ist, dass in Patienten mit diesem Syndrom eine erhöhte FS-Expression beobachtet wurde (Gericke et al., 1996). Des Weiteren werden Veränderungen innerhalb des PARK2-Gens in FRA6E bei Patienten mit autosomal rezessiver juveniler Parkinsonerkrankung beschrieben (Savelyeva et al., 2006). Ein „6q terminal deletion syndrom“ in direktem Kontext zu FRA6E, verbunden 4 Diskussion 94 mit einer Deletion im fragilen Bereich, wurde von Bertini beschrieben (Bertini et al., 2006), neben dem schon aufgezeigten Zusammenhang zu autosomal rezessiver juveniler Parkinson- Erkrankung. Innerhalb der im Rahmen dieser Arbeit untersuchten FRA4F (4q22) liegt das SNCA-Gen, welches ebenfalls durch Mutationen oder Duplikationen zu dem Krankheitsbild des Parkinson führt (Polymeropoulos et al., 1997; Nishioka et al., 2006). Mit Schizophrenie, aber auch mit erhöhtem Risiko für Magenkrebs gehen Veränderungen im MTHFD-Gen, welches innerhalb der im Rahmen dieser Arbeit kartierten FRA14B liegt (Tab. 3.5.2), einher (Kempisty et al., 2007; Wang et al., 2007). Ebenfalls in FRA14B ist das ZFYVE26-Gen lokalisiert. Mutationen in diesem Gen sind verbunden mit „Autosomal rezessiver spastischer Paraplexie-15“, einer ebenfalls neurodegenerativen Erkrankung (Hanein et al., 2008). Innerhalb der hier kartierten FRA7J (Größe ~9,5 Mbp) in 7q11.23 liegen zahlreiche bekannte Gene, u.a. die WBSCR-Gene für das Williams-Beuren-Syndrom (WBS), das Elastin-Gen (ELN), das NCF1-Gen und das HSPB1-Gen (Tab. 3.5.2). Es ist bekannt, dass Deletionen in den WBS-Genen zur Ausprägung des Krankheitsbildes führen (Meng et al., 1998; Peoples et al., 2000; Osborne und Mervis, 2007). Vergleichende Untersuchungen der Region 7q11.23 in Mensch und Maus offenbarten einen evolutionären Bp im Bereich von „low copy repeats“ (LCR). Die evolutionäre Konserviertheit dieser Region kann durch die Tatsache unterstützt werden, dass ein evolutionärer Bp der Hominidae ebenfalls in dieser fragilen Region 7q11.23 nachgewiesen wurde. Neben Deletionen existieren auch Translokationen, in der dieser Bereich involviert ist (Portera et al., 2006), was wiederum seine Anfälligkeit für chromosomale Veränderungen unterstreicht. Die „Supravalvuläre Aortenstenose“ (SVAS) ist verursacht durch Mutationen im ELN-Gen. Veränderungen im NCF1-Gen sind assoziiert mit „Chronischer Granulomatose“, einer Autoimmunerkrankung (Shamsian et al., 2008). Ein weiteres interessantes Gen ist das HSPB1-Gen, verantwortlich für „Charcot-Marie-Tooth Diseases, Axonal, Type 2F“ (CMT2F). Diese Erkrankung ist eine angeborene Neuropathie, in der Klinik sehr heterogen und Mutationen in zahlreichen Genen wurden identifiziert, u.a. im HSPB1-Gen, auch bekannt unter dem Namen HSP27 (Tang et al., 2005). Ein Gen, welches über den RAS/ERK-Signalweg Einfluss nimmt auf Zelldifferenzierung, Proliferation und Apoptose, ist das BRAF-Gen innerhalb FRA7M in 7q34-7q35 liegend. Das „Cardio-Fazio-Cutane Syndrom“ (C-F-S) ist gekennzeichnet durch „gain-off-function“ Mutationen im BRAF-, KRAS-, MEK1- und MEK2-Gen, alle involviert in den RAS/ERKSignalweg (Niihori et al., 2006; Roberts et al., 2006). Mentale Retardierungen sind im Zusammenhang mit WBS und C-F-S beschrieben und könnten erstmalig einen indirekten Zusammenhang zu cFS aufzeigen. In Tab. 16A im Anhang sind alle bekannten 140 Mikrodeletions-/Mikroduplikations-Syndrome (Stand Oktober 2008) aufgeführt (wobei einige Syndrome in der gleichen zytogenetischen Bande lokalisiert sind). Davon liegen 92 Bp im zytogenetischen Bereich von FS (teilweise von in dieser Arbeit neu Identifizierten und bereits veröffentlichten FS) und molekularzytogenetisch ist eine Übereinstimmung von 13 FS mit den Mikrodeletionssyndromen zu verzeichnen. Einschränkend ist zu sagen, dass aufgrund fehlender Kartierung nicht von allen FS ein Vergleich auf molekularzytogenetischer Ebene möglich war, so dass die Anzahl an Übereinstimmungen möglicherweise höher ist. Eine Veröffentlichung hinsichtlich balancierter chromosomaler Rearrangements in Fällen von Infertilität (Manvelyan et al., 2008) zeigt ebenfalls, allerdings auf zytogenetischer Ebene, einen hohen Grad an Bp-Übereinstimmung mit fragilen Regionen (~61%, unter Einbeziehung der Ergebnisse dieser Arbeit). Eine Überprüfung auf molekularzytogenetischer Ebene erfolgte bisher nicht, wäre aber ein möglicher Ansatzpunkt, ob eine direkte Assoziation zu FS gegeben ist - auch im Hinblick auf evtl. vorhandene Mikrodeletionen im Bp-Bereich. In diesem Zusammenhang ist im November diesen Jahres eine Veröffentlichung erschienen, welche Mikrodeletionen und eine Mikroduplikation im Bereich von 5q35 bei Patienten mit konstitutionellen Aberrationen und klinischen Auffälligkeiten beschreibt (Buysse et al., 2008). In diesem chromosomalen Bereich ist FRA5G lokalisiert, welche im Rahmen dieser 4 Diskussion 95 Arbeit nicht vollständig kartiert werden konnte. Trotzdem kann gesagt werden, dass die Mikrorearrangements vermutlich innerhalb der FRA5G zu finden sind. Wie aus diesen Daten und aus den in Tab. 3.5.2 aufgeführten Ergebnissen hervorgeht, liegen noch zahlreiche andere Gene, die in Verbindung gebracht werden mit diversen Erkrankungen, im molekularzytogenetischen Bereich von FS. Anhand dieser Erhebung kann postuliert werden, dass cFS neben ihrem Einfluss auf Evolution und Tumorprogression auch indirekt die Ausbildung verschiedener Krankheitsbilder in einem stärkeren Maße beeinflussen als bisher angenommen. Dies geschieht aber weniger über interchromosomale Veränderungen, als vielmehr über Mikrodeletionen, Amplifikationen oder der Begünstigung der Ausprägung von Mutationen innerhalb der Gene (ähnlich wie bei Tumor-assoziierten Veränderungen). Bspw. wurde die Möglichkeit einer Genduplikation durch FS-Aktivierung anhand der PIP-Gene (FRA7I) bereits gezeigt (Ciullo et al., 2002). 4.5 Chromosomenbruchsyndrome Es sind zahlreiche Erkrankungen bekannt, deren Ursache in einem fehlerhaften DNAReparaturmechanismus liegen, welcher dann wiederum zu einer gesteigerten Chromosomeninstabilität führt. Beispiele für solche Erkrankungen sind Ataxie Telangiectasie (AT), Bloom Syndrom, Nijmegen Breakage Syndrom, Rothmund-Thompson Syndrom, Xeroderma pigmentosa, Werner-Syndrom und die Fanconi Anämie (FA), welche alle unter dem Begriff „Chromosomenbruchsyndrome“ zusammengefasst werden und die durch ein erhöhtes Malignitätsrisiko gekennzeichnet sind (German, 1969; Neveling et al., 2007). Im Rahmen dieser Promotionsarbeit wurde eine medizinische Doktorarbeit (Frau Christiane Schoder) zu Chromosomenveränderungen bei der Fanconie Anämie, einer autosomal rezessiven Erkrankung (Schroeder et al., 1976) betreut. Ziel war die molekularzytogenetische Überprüfung der Kolokalisation von FS mit Bruchereignissen, welche bei der FA auftreten. Hierzu erfolgte die Untersuchung an einem Großteil der im Rahmen der Promotionsarbeit neu kartierten FS, indem die molekularzytogenetisch identifizierten Bp-BACs der FS auf die FAPatientensuspension hybridisiert wurden (Induzierung erfolgte mit Mitomycin C). Im Endergebnis zeigten die Untersuchungen eine nahezu 90%-ige molekularzytogenetische Übereinstimmung von induzierten Chromosomenbrüchen in FA-Suspensionen mit FS, was einen gemeinsamen molekularen Mechanismus bestätigt. Ein wesentlicher Unterschied war in den Häufigkeitsverteilungen der Chromosomenbrüche zu beobachten. Die am häufigsten Aph-induzierten FS FRA3B und FRA16D (Durkin und Glover, 2007), welche auch in dieser Arbeit mit der höchsten Expressionsrate beobachtbar waren, kamen in den FA-Suspensionen nur selten vor. Wohingegen andere Chromosomenbrüche, wie in 1q21 (FRA1J) eine höhere Expresionsrate in den FA-Suspensionen (3%), als in den Aph-Induzierten aufwiesen (in dieser Arbeit mit 0,12%). Dies kann evtl. mit der andersartigen Methode der Bruch-Induzierbarkeit in Verbindung gebracht werden. Aph ist ein Polymeraseinhibitor (siehe 1.3.2), wogegen Mitomycin C eine DNA-Doppelstrang-vernetzende Substanz ist. Es ist zudem zu beachten, dass in FA-Zellen zusätzlich noch ein DNA-Reparatur-Defekt vorliegt. Anzumerken ist, dass nicht alle identifizierten Brüche FS entsprachen, aber ein Großteil zeigte eine Übereinstimmung, auch mit denen in dieser Arbeit neu identifizierten FS. Ein weiterer Unterschied betraf die Häufigkeit des Auftretens von Reunionsfiguren - in Aph-induzierten Suspensionen sehr selten, in den FA-Suspensionen relativ häufig. Reunionsfiguren entstehen infolge einer gestörten Chromosomenbruch-Reparatur (Patel und Joenje, 2007). Dies ist möglicherweise mit unterschiedlichen Eigenschaften der Chromosomenbrüche oder mit Abweichungen innerhalb des DNA-Reparatur-Mechanismus erklärbar. Insgesamt scheint aber der gleiche Mechanismus, der für die FS-Stabilität verantwortlich ist (siehe 4.6), auch bei der 4 Diskussion 96 FA von Bedeutung zu sein (Arlt et al., 2004; Schwartz et al., 2005; Patel und Joenje, 2001; Howlett et al., 2005). Der molekularzytogenetische Beweis, dass Chromosomenbrüche in einem Chromosomenbruchsyndrom FS entsprechen, unterstreicht deren klinische Bedeutung und die Assoziation mit Neoplasien. 4.6 Fragilität – warum sind chromosomale Bereiche fragil? Wenig ist bekannt über den zellulären Mechanismus, welcher die cFS-Stabilität kontrolliert. Späte Replikation scheint ein Merkmal von rare und common FS zu sein, als erstes entdeckt an der rFS FRAXA (Fragiles X-Syndrom) (Hansen et al., 1993). Für die rFS ist eine mögliche Erklärung die Bildung von Sekundärstrukturen, vermittelt durch die CGG- und AT-repeats, welche den Ablauf an der Replikationsgabel behindern (Hewett et al., 1998). Die Zugabe von Aph führt bei cFS zu einer weiteren signifikanten Verzögerung in der Replikation, u.a. nachgewiesen bei FRA3B (Le Beau et al., 1998). Zum momentanen Zeitpunkt wird ein Modell favorisiert, bei dem davon ausgegangen wird, dass cFS die Replikation in der S-Phase des Zellzyklus initiieren können, aber keine vollständige Replikation erfolgt und somit die chromosomalen Brüche in den Metaphasezellen das Resultat von unreplizierter DNA sind (Palakodeti et al., 2004). Da auch andere Regionen innerhalb des Genoms spät replizierend sind, kann dies nicht als alleinige Ursache für Fragilität angesehen werden. Ein weiteres Untersuchungsfeld hinsichtlich der Fragilität ist der Zellzyklus bzw. die Zellzykluskontrolle. Zellen antworten auf DNA-Schäden mit einer verzögerten Zellteilung, um Reparaturprozesse zu ermöglichen. Eine zentrale Bedeutung haben hierbei die ATM- und ATR-Kinase in Antwort auf Replikationsstress und DNA-Schäden (Glover et al., 2005). ATM wird primär aktiviert bei DNA-Doppelstrangbrüchen (DSB), wohingegen ein ATRSignalweg als Antwort auf verzögerte Replikation, u.a. verursacht durch Aph oder ionisierende Strahlung, angeschaltet wird. Es zeigte sich, dass ATR-defiziente Zellen nach Aph-Induktion eine signifikant höhere Rate an Chromosomenbrüchen aufwiesen als die Kontrollgruppe (Casper et al., 2002), wodurch gezeigt ist, dass ATR für die Erhaltung der FSStabilität während der normalen Zellteilung nötig ist. Nach dem Nachweis des Einflusses des ATR-Signalweges auf die FS-Expression wurden nun auch Proteine untersucht, die modifizierend auf diese wirken. Zum einen ist das BRCA1, wichtig für die Erhaltung der FSStabilität über den G2/M Kontrollpunkt (Arlt et al., 2004), zum anderen SMC1. SMC1 spielt eine wichtige Rolle bei der Chromosomenkondensation, Schwesterchromatid-Kohäsion und DNA-Reparatur und ist ein Ziel der ATM-Phosphorylierung als Antwort auf Aph-Einwirkung (Musio et al., 2005). Der genaue Einfluß von SMC1 auf die Fragilität ist noch nicht geklärt. Ein weiterer wichtiger Pfeiler bei der Erhaltung der FS-Stabilität scheint der FA-Signalweg zu sein, unter Einbeziehung des FANCD2-Proteins (Howlett et al., 2005). Durkin und Mitarbeiter zeigten, dass CHK1 und CHK2 ebenfalls durch niedrige Dosen Aph aktiviert werden und fanden einen signifikanten Effekt von CHK1-Defizienz auf FS-Brüche (Durkin et al., 2006). Eine Störung der „lagging“-Strang-Synthese könnte zur Bildung von unreplizierten Regionen und Sequenz-spezifischen Sekundärstrukturen führen. Eine Inhibierung der „leading“-Strang-Synthese infolge von Replikationsstress führt zu einer Beeinflussung der Vorgänge an der Replikationsgabel, in deren Ergebnis unreplizierte Einzelstrang-DNA die ATP-Signalkaskade aktivieren. DSB können an FS vorkommen, entweder direkt oder als DNA-Reparatur-Konsequenz infolge gestörter Replikation. Homologe Rekombination (HR) spielt eine große Rolle in Antwort auf DSB und verzögerter oder inhibierter Replikationsgabel während der S- und G2- Phase des Zellzyklus. Aph-induzierter Replikationsstress führt zur Aktivierung von Rad41 und DNA-Phosphokinasen (PKcs), den Komponenten von HR und NHEJ (DSB- 4 Diskussion 97 Reparatursignalwege; Schwartz et al., 2005). Neue Untersuchungen zeigen den Einfluss der Werner-Syndrom-Helicase (WRN) auf die FS-Stabilität (Pirzio et al., 2008). Das Gen agiert zusammen mit ATR im Zellzyklus und ein Funktionsverlust, speziell der Helicaseaktivität, führt zu FS-Instabilität mit und ohne Aph-Einwirkung, nachgewiesen an Patienten mit Werner-Syndrom. Aufgrund der Tatsache, dass FS in Metaphaseplatten sichtbar werden, müssen viele Läsionen in der Lage sein, die Zellzykluskontrollpunkte zu umgehen, was letztendlich in eine unvollständige Replikation mündet. Deletionen und Translokationen an FS könnten das Resultat sein von DNA-DSB, verursacht z.B. durch Brüche an Einzelstrang-Regionen. Dadurch könnten Deletionen, die in den Tumorzellen nachgewiesen worden sind, durch Veränderungen in den Zellzykluskontrollpunkten oder/und gestörter Reparaturprozesse entstanden sein (Glover et al., 2005). Es ist aber auch vorstellbar, dass FS nützliche Funktionen haben. So könnten sie durch ihre späte Replikation ein Signal für die Zelle darstellen, dass die Replikation beendet ist (Arlt et al., 2006). Es existieren aber auch Veröffentlichungen, in denen die Fragilität der cFSSequenzen nicht in Zusammenhang gebracht werden mit einer späten Replikation (Ragland et al., 2008). Allgemein sind epigenetische Einflüsse, in Verbindung mit einer verzögerten Replikation und nachfolgenden Chromatinveränderungen, ebenfalls Diskussionspunkte in der Literatur (Poot et al., 2005). Abb. 4.6: Instabilitätsmodell für cFS (nach Glover et al., 2005). 4 Diskussion 98 4.7 Ausblick FS gewinnen eine immer größere Bedeutung in der Erforschung von Krankheiten, wie auch in der Evolutionsbiologie. Es wurde gezeigt, dass in der FS-Expression individuelle Unterschiede existieren. Ist dies in Verbindung zu bringen mit individuellen DNAPolymorphismen in dem FS-Bereich? Gibt es eine angeborene Prävalenz für die Ausprägung bestimmter Chromosomenbrüche, welche über Generationen nachvollziehbar ist? Sind populationsspezifisch statistisch nachweisbare Expressionsunterschiede erkennbar? Diese und ähnliche Fragen sind von essentieller Bedeutung für das Verständnis der Fragilität. Eine Möglichkeit des Nachweises individueller DNA-Polymorhphismen in den FS-Regionen könnte mit der Hybridisierung spezifischer BACs (im Bereich von CNV innerhalb der FS) auf Aph-induzierte Suspension durch Vergleich der Signalintensitäten erreicht werden. Populationsspezifische Unterschiede in der Lage bzw. Ausdehnung der FS könnten durch vergleichende BAC-Hybridisierungen aus den Bp-Regionen geklärt werden. Aufgrund von Kartierungsarbeiten der letzten Jahre sind einige FS gut charakterisiert. Die molekularzytogenetische Kartierung erfolgt aber bisher größtenteils mit BACs, wodurch eine Bestimmung der FS-Grenzen bis auf ca. 100 kbp genau möglich ist. Limitierend ist hier die BAC-Größe. Der nachfolgende Schritt wäre nun eine Subklonierung der BACs, wodurch eine Kartierung bis auf Basenpaar-Niveau möglich wäre. Eventuell könnte ein spezifisches Sequenzmotiv für die Fragilität verantwortlich gemacht werden. Ein großes Problem bei der molekularzytogenetischen Kartierung ist die häufig sehr niedrige Expressionsrate der FS, was eine breit angelegte FS-Charakterisierung zum momentanen Zeitpunkt fast unmöglich macht. Hier könnten technische Verbesserungen, wie z.B. der Metaphase-suchenden bzw. auswertenden Programme (z.B. Metafer/ISIS-Programm der Fa. MetaSystems) große Abhilfe schaffen. Eine andere Möglichkeit wäre eine Kartierung an der Suspension von z.B. Fanconi- Patienten, in denen die Häufigkeitsverteilungen der FS im Verhältnis zu Aph-induzierter Normalsuspension verändert sind. Anschließend müsste eine Bp-Überprüfung an Aphinduzierter Suspension erfolgen. Anhand der bisher charakterisierten FS im Vergleich mit Neoplasie-assoziierten Bp konnte gezeigt werden, dass interchromosomale Rearrangements (Translokationen) relativ selten sind, dagegen scheinen evolutionäre Bp häufiger in fragilen Regionen zu liegen. Eine Assoziation von Genamplifikationen bzw. -deletionen in verschiedenen Tumoren konnte aber nachgewiesen werden. Eine spannende Frage in diesem Zusammenhang ist, ob FS im Interphasekern nachzuweisen sind, bzw. ob mögliche Deletionen/Amplifikationen in den FS-Bereichen sichtbar werden. Ein Ansatzpunkt hierfür wäre die Hybridisierung von BACs aus der am stärksten expremierten FS in 3p14 auf Zellkerne (Interphase-FISH). Der Fokus auf die Histone bzw. Histonveränderungen könnte ebenfalls interessante Hinweise über die Ursachen der Fragilität liefern. Elektronenmikroskopische bildgebende Verfahren, wie z.B. das Rasterelektronenmikroskop (REM) oder das „Atomic force microscope“ (AFM), wären aufgrund ihres Auflösungsvermögens von 0,1-10 nm (Lichtmikroskop ca. 200 nm) in der Lage, eine exakte Darstellung eines Chromosomenbruches aufzuzeigen und ein mögliches Vorhandensein eines DNA-Fadens in der FS-Region darzustellen. Aufgrund der Tatsache, dass innerhalb vieler kartierter FS Krankheits-assoziierte Gene liegen, werden in Zukunft auch auf diesem Forschungsfeld die Aktivitäten, besonders auf molekularer Ebene, erhöht werden. Die zentrale Frage, wie und ob die Fragilität Einfluss nimmt auf die Entstehung von Erkrankungen, wie z.B. für neurodegenerative Erkrankungen identifiziert, wird intensiv untersucht werden müssen, bspw. über Protein-chip-array. Bei der Beantwortung der Fragen - Warum sind chromosomale Bereiche fragil? Wie ist ihr zellregulatorischer Einfluss und sind sie mit verantwortlich für die Ausprägung zahlreicher Erkrankungen? Wie ist ihr evolutionärer Aspekt, auch in Nicht-Primatenarten, zu werten? - stehen wir erst am Anfang. 5 Zusammenfassung 99 5 Zusammenfassung Ziel der vorliegenden Arbeit war die zytogenetisch bestehende chromosomale Kolokalisation von „Fragile sites“ (FS), evolutionär konservierten Bp und Neoplasie-assoziierten Bp mit Hilfe molekularzytogenetischer Methoden zu überprüfen. Neben der Beantwortung der eigentlichen Fragestellung erfolgte die Beurteilung der FSExpressionsrate in unterschiedlichen Individuen und Bandenstadien. Es konnte gezeigt werden, dass die FS-Häufigkeit zwischen den Individuen schwankt, was besonders auf die Niedrig-Expremierten zutrifft, aber kaum auf die FS mit einer hohen Expressionsrate. In dem Bandenstadium 300-350 wurden nur wenige Chromosomenbrüche pro Metaphaseplatte identifiziert, in den anderen Bandenstadien signifikant mehr FS. Anhand der Beurteilung aller expremierter FS konnten, neben den in der NCBI-Datenbank aufgeführten, 61 neue und bereits in diversen Veröffentlichungen aufgeführte FS nachgewiesen werden. Dies ermöglichte erstmals die Erstellung einer „Fragilen Karte“ von Aph-induzierten FS des gesamten Genoms, einschließlich einer einheitlichen Benennung. Bei der vergleichenden molekularzytogenetische Analyse von fragilen Bereichen des Genoms mit bereits auf molekular bzw. molekularzytogenetischer Ebene identifizierten evolutionären und z.T. Neoplasie-assoziierten Bruchpunkten stellte die Kartierung und Charakterisierung von Aph-induzierten FS den zentralen Bestandteil dieser Arbeit dar. Es erfolgte in dieser Arbeit eine vollständige Kartierung von 5 FS, von weiteren 15 war eine proximale oder distale Bp-Bestimmung möglich und an 14 FS erfolgten Einzel-BAC-Hybridisierungen. Somit erhöht sich die Zahl der vollständig kartierten cFS, einschließlich mit den schon Veröffentlichten, auf 26. Es konnte gezeigt werden, dass evolutionär konservierte Bruchpunkte zu einem hohen Anteil innerhalb von fragilen Bereichen des Genoms liegen, im Gegensatz zu Neoplasie-assoziierten chromosomalen Veränderungen (Translokationen, Inversionen). Damit konnte auf molekularzytogenetischer Ebene nachgewiesen werden, dass evolutionär konservierte Bp innerhalb oder im Grenzbereich fragiler chromosomaler Regionen lokalisiert sind. Die nachfolgende Datenbankanalyse konnte die bestehende Vermutung eines hohen AT-Gehaltes als Merkmal aller cFS-Regionen nicht bestätigen. Es zeigte sich ein sehr heterogenes Bild, auch im Bezug auf die Repeat-Analyse. So konnte keine Sequenzeigenschaft ermittelt werden, die für die Fragilität verantwortlich gemacht werden könnte (gilt auch unter Einbeziehung der bereits veröffentlichten FS). Eine Überprüfung der FS hinsichtlich der in ihnen liegenden Gene zeigte zahlreiche Neoplasie-assoziierte Gene. Die Literaturrecherche offenbarte, dass in einem Großteil der Gene in Tumoren/Leukämien ein veränderter Expressionsgrad vorliegt und auch zahlreiche Mutationen beschrieben sind. Dies lässt die These zu, dass fragile Bereiche weniger über interchromosomale Veränderungen, wie Translokationen, als eher über Mikrorearrangements die Tumorprogression beeinflussen. Des Weiteren wurden zahlreiche Krankheits-assoziierte Gene in cFS aufgezeigt, in einem bisher nicht vermuteten Ausmaß. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass eine allein Sequenz-basierende Ursache für die Fragilität unwahrscheinlich ist. Vielmehr scheint es ein komlexes Gefüge unter Einbeziehung der Chromosomenintegrität, zellulärer Mechanismen, der DNA-Sequenz und vermutlich noch zahlreicher unbekannter Komponenten zu sein. Der Einfluss von FS ist nicht auf evolutionäre Prozesse oder Neoplasie-assoziierte Veränderungen beschränkt, sondern dehnt sich auch auf regulatorische Bereiche und die Ausprägung bestimmter Erkrankungen aus, wie die innerhalb fragiler Regionen liegenden Gene zeigen. 6 Literaturverzeichnis I 6 Literaturverzeichnis Aitman TJ, Dong R, Vyse TJ, Norsworthy PJ, Johnson MD, Smith J, Mangion J, Roberton-Lowe C, Marshall AJ, Petretto E, Hodges MD, Bhangal G, Patel SG, Sheehan-Rooney K, Duda M, Cook PR, Evans DJ, Domin J, Flint J, Boyle JJ, Pusey CD, Cook HT. Copy number polymorphism in Fcgr3 predisposes to glomerulonephritis in rats and humans. Nature. 2006 Feb 16;439(7078):851-855. Aldred MA, Aftimos S, Hall C, Waters KS, Thakker RV, Trembath RC, Brueton L. Constitutional deletion of chromosome 20q in two patients affected with albright hereditary osteodystrophy. Am J Med Genet. 2002 Nov 22;113(2):167-172. 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Aqua ad iniectabilia (Braun) Aqua dest. destilliertes Wasser Aph Aphidicolin BAC bacterial artifical chromosome bio Biotin-16-dUTP bp Basenpaar Bp Bruchpunkt BrdU Bromdesoxy-Uridin BS Bandenstadium bspw. beispielsweise C Cytosin °C Grad Celsius CCD-Kamera charge-coupled device-Kamera (= gekühlter, ladungsgekoppelter Bildungssensor) cen/cep Zentromer cFS common fragile sites CNV copy number variation Cy 5 Cyanin 5 DAPI 4’,6’-Diamidino-2-phenylindol DEAC Diethylaminocoumarin-5-dUTP dig Digoxigenin-11-dUTP DMSO Dimethylsulfoxid ((CH3)2SO) DNA Desoxyribonukleinsäure dNTP Desoxynukleotidtriphosphat DOP degenerierter Oligonukleotid-Primer DOP-PCR Polymerase-Kettenreaktion mit degenerierten Oligonukleotid-Primern DS Dextransulfat E.coli Eschericia coli EBV Epstein-Barr-Virus EDTA Ethylendiamintetraessigsäure (Dinatriumsalz) EtOH Ethanol eBp evolutionär konservierter Bruchpunkt FISH Fluoreszenz in situ Hybridisierung FITC Fluoresceinisothiocyanat FHIT fragile histidine triad gene FKS Fötales Kälber Serum FS fragile sites GTG-Bänderung Giemsa Bänderung (G-bands by Trypsin using Giemsa) g Gramm h Stunde H2O Wasser HCL Salzsäure ISCN International system for Human Cytogenetic Nomenclature INDEL Insertionen und Deletionen ITS interstitial telomer sequences k.a. keine Angabe kbp Kilo Basebpaare KH Kreuzhybridisierung LB-Medium Luria-Bertani-Medium LCR low-copy-repeat LINE long interspersed repetitive element LTR long terminal repeat Mbp Megabasenpaare MCB Multicolor-Bänderung mg Miligramm MgCL2 Magnesiumchlorid m.H. mit Hilfe Midi microdissection, Mikrosezierung oder Mikrosezierungsbank 7 Abkürzungen XXVII min Minute ml Mililiter µl Mikroliter nm Nanometer OT Objektträger (Einzahl) OTs Objektträger (Mehrzahl) OR open reading (frame) p kurzer Arm eines Chromosoms PBS phosphate buffered saline (Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung) pcp partial chromosome painting PCR polymerase chain reaction (Polymerase-Kettenreaktion) PHA Phytohämagglutinin q langer Arm eines Chromosoms rFS rare fragile sites RPMI-1640 Wachstumsmedium RT Raumtemperatur SA Strept-Avidin SD segmentale Duplikationen SDS Natriumdodecylsulfat SINE short interspersed elements SO Spectrum Orange-dUTP SSC Natriumchlorid-Tri-Natriumcitrat SSCT sodium saline citrat tween 20 Tab. Tabelle Taq-Polymerase Thermus aquaticus DNA-Polymerase TR Texas Red-12-dUTP Tris Tris(hydroxymethyl)aminomethan (Puffer) tRNA Transferribonukleinsäure u.a. unter anderem ü.N. über Nacht u.s.w. und so weiter UV Ultraviolett wcp whole chromosome painting YAC yeast artifical chromosome z.T. zum Teil 8 Anhang: Erläuterungen XXVIII Erläuterungen zu nachfolgenden Tabellen und Grafiken 1A: Auflistung aller BACs, welche in dieser Arbeit Verwendung fanden, mit Angabe der Startund Stop-Mbp, der zytogenetischen Lokalisation, der verwendeten Hapten-Markierung und der Qualität ……………………………………………………………………………………. XXIX- XLII 2A: Darstellung des prozentualen Anteils der analysierten MPP in verschiedenen Bandenstadien, sowie der Anzahl der Brüche pro MPP ……………………………………………………….. XLIII 3A: Darstellung der Bruchrate in den MPP in verschiedenen Bandenstadien zur Gesamtzahl an MPP in dem jeweiligen Bandenstadium (in %) für die Suspensionen IIA und IIIA ……………. XLIV 4A: Gesamtauflistung aller FS mit zytogenetischer Lokalisation, mit Angabe der Häufigkeiten in verschiedenen Bandenstadien (300-350, 400-500, 550-650, >650), den 3 untersuchten Suspensionen IA, IIA, IIA und der Gesamhäufigkeit der FS-Expression in % …………………. XLV-LIV 5A: Tabelle aller identifizierter FS (mit zytogenetischer Lokalisation) in unterschiedlichen Bandenstadien (300-350, 400-500, 550-650, >650), einschließlich des prozentualen Anteils der Suspension IA ……………………………………………………………………………… LV-LIX 6A: Tabelle aller identifizierter FS (mit zytogenetischer Lokalisation) in unterschiedlichen Bandenstadien (300-350, 400-500, 550-650, >650), einschließlich des prozentualen Anteils der Suspension IIA ……………………………………………………………………………… LX-LXIV 7A: Tabelle aller identifizierter FS (mit zytogenetischer Lokalisation) in unterschiedlichen Bandenstadien (300-350, 400-500, 550-650, >650), einschließlich des prozentualen Anteils der Suspension IIIA ……………………………………………………………………………... LXV-LXIX 8A: Vergleich der Suspensionen (IA, IIA, IIA) hinsichtlich des Vorkommens von FS in den Chromosomen 1-22,X in verschiedenen Bandenstadien und Angabe des %-Anteils zueinander ……… LXX-LXXVI 9A: Einzelhybridisierungsergebnisse der BACs aller bearbeiteten FS mit Angabe der Lage distal, distaler Bp, innerhalb, proximaler BP, proximal zum Chromosomenbruch bzw. Spaltsignal .... LXXVII-LXXXVI 10A: BAC-Hybridisierungsergebnisse von FRA4C von Suspension IA und IIIA im Vergleich ……... LXXXVII 11A: Grafische Darstellung der Ausdehnung der bearbeiteten FS: mittels eines Ausschnittes aus der NCBI 36.3: (gestrichelt: mögliche größere Ausdehnung); von li. nach re.: Ideogramm des humanen Chromosoms mit zytogenetischer Bandenzuordnung; Ausdehnung der FS als rote Linie dargestellt; Ideogramm mit Angabe der zytogenetischen Subbande, Mbp-Ausdehnung mit Anzeige der Bp-BACs; Auschnitt an zytogenetischen Genen in der beschriebenen FS-Region mit Angabe der zytogenetischen Lage ……………………………………………… LXXXVIII-XCV 12A: Gesamtheit der Gene in den bearbeiteten FS-Regionen (mit Mbp-Angabe, zytogenet. Lage) XCVI-CXXVIII 13A: Gene im Bp-bereich der Tumor-ZL/Patientensuspension (mit Mbp-Angabe, zytogenet. Lage) CXXIX-CXXXIII 14A: Benennung der Neoplasie-assoziierten Gene aus Tab. 3.5.1 im Ergebnisteil ………………….. CXXXIV 15A: Ausführliche Beschreibung möglicherweise Krankheits-assoziierter Gene in FS-Bereich (UCSC) CXXXV-CXLVII 16A: Auflistung Mikrodeletions /-duplikationssyndrome (Stand 10/2008) mit Referenzangabe und zytogenetischer bzw. molekularzytogenetischer Vergleich mit FS-Lokalisationen, ebenfalls mit Referenzangabe; rot: Molekularzytogenetische Übereinstimmung von FS und Syndrom … CXLVIII-CLII 17A: Darstellung der vollständigen Sequenzanalyse aller in dieser Arbeit untersuchten FS (einschließlich der exakt Kartierten aus Veröffentlichungen) ………………………………….. CLIII-CLXXX 18A: Auflistung aller bisher molekularzytogenetisch beschriebenen FS mit Angabe der zytogenetischen und molekular- Lage, der FS-Ausdehnung, dem Vorhandensein von ITS/OR, CNV/INDEL, gap, SD, GC- Gehalt, Repeat-Analyse (siehe Abkürzungsverzeichnis) und Referenz. dunkelblau: exakt kartiert; helblau: teilkartiert; weiß: Kartierungen beruhen auf Einzelhybridisierungen ………... CLXXXI-CLXXXV 19A: Zusätzliche evolutionäre Bp (welche nicht im Rahmen dieser Arbeit untersucht wurden) in Bereichen von FS (nach UCSC 2006) ………………………………………………………….. CLXXXVI-CXCII 8 Anhang: Tab. 1A XXIX 1A Gesamttabelle aller verwendeter BAC’s Mbp-start Mbp-stop AC/AL zytogenet. Lage BAC Markierung/Qualität 44642088 44862577 AL353801.13 10q11.2 RP11-285G1 dig ++ 44990687 45157159 AL512324.14 10q11.2 RP11-432I13 bio +(+) 45356706 45535898 AL445201.14 10q11.2 RP11-358L16 dig ++(+) 45544340 45576860 AL731535.6 10q11.2 RP11-534N5 dig ++ 45576861 45746970 AC012044.15 10q11.2 RP11-175I17 dig +++ 45896971 45941121 AL831769.8 10q11.2 RP11-343H22 bio ++ 46004351 46174280 AL450334.15 10q11.2 RP11-556L1 bio ++ / +++ 46487307 46562342 AL390716.27 10q11.2 RP11-314P12 dig (+) 53912334 54101583 AC074327.6 10q11.2 RP11-556E13 dig ++ 58489425 58571632 AC026393.11 10q11.2 RP11-308N23 dig ++ 121577828 121765053 AC027672.12 10q26.11 RP11-198M6 dig ++(+) 122469430 122626379 AL391425.25 10q26.12 RP11-323P17 bio* +(+) 123214091 123388488 AC009988.12 10q26.13 RP11-62L18 dig + 123388489 123408484 AC026395.11 10q26.13 RP11-45D20 bio ++ 123642549 123764470 AL731566.7 10q26.13 RP11-500G22 dig ++(+) 123764471 123939147 AC063960.10 10q26.13 RP11-105F10 dig +++ 123939148 124083531 AL135793.13 10q26.13 RP11-296H2 dig +++ 124083532 124120437 BX842243.1 10q26.13 RP11-436O19 dig* +(+) 124268654 124444805 AL603764.27 10q26.13 RP11-481L19 bio +(+) 124592597 124787891 AC073585.8 10q26.13 RP11-564D11 bio +/ dig + 124592597 124787891 AC073585.8 10q26.13 RP11-564D11 dig ++ 124799045 124978916 AC012391.10 10q26.13 RP11-162A23 bio ++ 124978917 125057758 AL589864.14 10q26.13 RP13-63P20 bio +++/ dig ++ 125059753 125259149 AL160290.15 10q26.13 RP11-338O1 dig +++ 125059753 125259149 AL160290.15 10q26.13 RP11-338O1 bio +(+) 125059753 125259149 AL160290.15 10q26.13 RP11-338O1 dig +/ dig(Nick):++(+) 125381493 125576300 AC009987.17 10q26.13 RP11-391M7 bio +(+) 125712219 125859462 AL683842.11 10q26.13 RP11-47G11 dig +/ dig(Nick):+(+) 125909463 126009423 AL606510.10 10q26.13 RP11-435D11 bio ++(+)/ dig+++ 126009424 126190394 AL445237.16 10q26.13 RP13-238F13 dig +(+) 126243970 126364639 AL513190.13 10q26.13 RP11-12J10 dig ++ 126373560 126566464 AC068896.9 10q26.13 RP11-464O2 - 127171872 127273359 AL805915.9 10q26.13 RP11-118H17 dig ++(+) 127445890 127599588 AL360176.22 10q26.2 RP11-124H7 bio ++ 127776693 127882581 AC022015.6 10q26.2 RP11-153O5 bio ++ 128076478 128246854 AQ418241.1 10q26.2 RP11-179O22 dig ++(+) 128411774 128539324 AL512272.15 10q26.2 RP11-310M21 bio ++(+) 128800515 128966887 AL390920.22 10q26.2 RP11-384P18 bio ++ 129935086 130095129 AL390763.13 10q26.2 RP11-264E18 bio ++ 31922313 32052548 AL035078.32 11p13 RP1-17K7 dig +(+) 33841462 33985492 AC132216.7 11p13 RP13-786C16 dig +(+) 34538621 34690046 AC087783.10 11p13 RP11-350D17 dig ++ 34779198 34907142 AC107928.3 11p13 RP11-412L22 bio +(+) 34990031 35140463 AL356215.11 11p13 RP4-607I7 bio + 35146317 35275574 AL133330.14 11p13 RP1-68D18 dig ++ 35275575 35410883 AC090625.5 11p13 RP4-683L5 dig ++ 35410884 35517440 AL354921.12 11p13 RP5-840O13 bio +(+) 35657387 35811029 AC092767.1 11p13 RP11-115P8 bio ++ 36670243 36852544 AC068281.3 11p13 RP11-194C13 dig ++ 8 Anhang: Tab. 1A XXX Mbp-start Mbp-stop AC/AL zytogenet. Lage BAC Markierung/Qualität 37673711 37747022 AC061997.12 11p12 RP11-324K6 dig + 38630151 38739753 AC027157.7 11p12 RP11-64I17 bio ++ 39611607 39721347 AC027806.8 11p12 RP11-328C11 bio +/ dig + 41858282 42006659 AC104570.3 11p12 RP11-148I19 bio +/ dig + 86270178 86422826 AP001528.4 11q14.2 RP11-736K20 dig ++(+) 86422827 86596937 AP002967.2 11q14.2 RP11-648O15 bio ++ 86666041 86836411 AP000811.4 11q14.2 RP11-777F6 bio ++(+) 86920457 87028461 AP001784.5 11q14.2 RP11-137O10 bio +(+)/ dig +(+) 87158646 87317430 AP000676.6 11q14.2 RP11-665E10 bio ++(+) 87317431 87363871 AP003388.2 11q14.2 RP11-768C19 bio ++ 87490589 87560203 AP001642.4 11q14.2 RP11-685B24 bio +/ dig +(+) 87775950 87965442 AP003120.4 11q14.2 RP11-657K20 dig +(+) 87965443 88142619 AP006215.1 11q14.3 RP11-729P6 bio +(+) 87965443 88142619 AP006215.1 11q14.3 RP11-729P6 dig ++(+) 88202449 88337153 AP001828.5 11q14.3 RP11-243E18 dig ++ 88548676 88679994 AP000720.4 11q14.3 RP11-796A5 bio ++ 88680082 88847587 RP11-97D10 11q14.3 RP11-97D10 dig +(+) 88843206 89023814 RP11-643G5 11q14.3 RP11-643G5 bio +(+) 89156680 89232095 AP004833.2 11q14.3 RP11-358N4 bio ++ 89213539 89446671 AC060830.7 11q14.3 RP11-529A4 dig ++(+) 89286313 89446995 AP004607.4 11q14.3 RP11-529A4 dig +++ 89446996 89466693 AP000827.6 11q14.3 RP11-716D19 dig + 89573976 89737519 AP002364.4 11q14.3 RP11-121L10 dig +(+) 89573976 89737519 AP002364.4 11q14.3 RP11-121L10 bio + 45869747 45984270 AL138686.14 13q14.3 RP11-189B4 Bio (+) 58618242 58784577 AL159156.15 13q21.2 RP11-524F1 bio (+) 60474591 60620617 AL391838.9 13q21.2~31 RP11-307O11 dig +++ 62267119 62426941 AC068977.3 13q21.31 RP11-809O8 dig ++ 62681765 62844117 AQ377638.1 13q21.31 RP11-151G10 bio +(+) 63409676 63481486 AL391838.9 13q21.31 RP11-520F9 dig ++ [+] 64741934 64788659 AL139088.11 13q21.32 RP11-129M14 bio (+) 65400827 65415270 AL163543.7 13q21.32 RP11-424E21 dig +(+) 68205157 68256830 AL359072.12 13q21.33 RP11-370A2 dig +(+) 69221640 69315439 AL356384.9 13q21.33 RP11-436I5 ??? dig + 70276042 70440953 - 13q21.33 RP11-590I16 dig ++ 63629431 63768476 AL355094.3 14q23.2 RP11-676P5 dig +++ 63768477 63911296 AL161756.6 14q23.2 RP11-712C19 dig ++(+) 63791426 63974809 AQ283282.1 AQ283285.1 14q23.2 RP11-90M8 bio ++ 63894891 64079836 AQ742882.1 AQ739766.1 14q23.2~23.3 RP11-1058L12 bio ++ 65670471 65823545 AL157997.5 14q23 RP11-50H7 bio ++ 67944394 68130025 AQ531281.1 14q24.1 RP11-350H11 bio (+) 68592296 68734640 AC009022.10 16q22.1 RP11-106J23 bio ++ 69585833 69728695 AC138625.1 16q22.2 RP11-23E19 bio ++(+) 69728696 69863102 AC099495.2 16q22.2~q22.3 RP11-1145B23 dig +(+) 69793281 69959208 - 16q22.2~q22.3 RP11-157E19 dig ++ 69991371 70168705 AC010547.9 16q22.3 RP11-510M2 dig ++(+) 71883293 72036034 AC009033.10 16q22.3 RP11-140I24 dig ++ 73978305 74134472 AC009163.6 16q22.3 RP11-77K12 bio ++ 71883293 72036034 AC009033.10 16q22.3 RP11-140I24 bio ++(+) 49051223 49212728 AC034268.4 17q22 RP11-312B18 bio +(+) 8 Anhang: Tab. 1A XXXI Mbp-start Mbp-stop AC/AL zytogenet. Lage BAC Markierung/Qualität 50115699 50268101 AC005951.1 17q22 RP11-372K20 bio ++ 50654234 50836281 AC007638.8 17q22 RP11-515O17 dig +(+) 50836282 50970627 AC006269.13 17q22 RP11-515E23 dig ++(+) 51087410 51209447 AC009837.13 17q22 RP11-550K23 bio ++ 51247162 51441477 AC090618.11 17q22 RP11-763E3 bio ++ 51247162 51441477 AC090618.11 17q22 RP11-763E3 bio 51441478 51561906 AC011073.8 17q22 RP11-51E18 bio ++ 51561907 51736563 AC006925.6 17q22 RP11-81I9 bio + / bio(Nick):+(+) 51736564 51905016 AC006600.4 17q22 RP11-502F1 dig +++ 51736564 51905016 AC006600.4 17q22 RP11-502F1 bio ++(+) 51905017 52088162 AC015724.9 17q22 RP11-45J24 dig +++ 52088163 52172785 AC005553.1 17q22 RP11-112J9 bio + (+) 52271252 52363266 AC015912.16 17q22 RP11-670E13 dig ++ 56063594 56151591 AC090621.10 18q21.32 RP11-396N11 dig +(+) 56874759 57034661 AC007911.8 18q21.32 RP11-520K18 bio +(+) 57146745 57340442 - 18q21.33 RP11-15C15 dig ++(+) 88091971 88254874 AQ345064.1 1p22.3~q22.2 RP11-125P20 dig +(+) 105212353 105374552 AL591888.4 1p21.1 RP11-333H8 dig ++ 105581703 105707417 AC114497.1 1p21.1 RP11-568G23 dig + + / bio +(+) 83496488 83678494 AC116099.2 1p31.1 RP11-338F23 dig ++ 83741371 83901345 AC098654.2 1p31.1 RP11-475O6 dig +(+) 83963986 84107575 AL035706.10 1p31.1 RP5-836J3 dig + +(+) 83963986 84107575 AL035706.10 1p31.1 RP5-836J3 bio +(+) 89592805 89676513 AL691464.4 1p22.2 RP4-644F6 bio ++(+) 94639244 94733145 AC118469.2 1p21.3 RP11-366L18 bio +(+) 95507970 95508562 B76328.1 1p21.3 RP11-14O19 dig +(+) 95756204 95929262 AC096538.2 AQ374464.1 1p21.3 RP11-146P11 bio + 96868195 97055472 AL357150.7 1p21.3 RP11-122C9 dig +(+) 97224653 97345220 AC091608.2 1p21.3 RP11-97O14 bio ++ 97522550 97580041 BX908805.1 1p21.3 RP11-526F14 bio ++ 97580042 97592541 AL645494.6 1p21.3 RP11-295L3 bio +(+) 97776003 97894512 AL356457.25 1p21.3 RP11-145D11 dig ++ 97894513 98003512 AC138135.2 1p21.3 RP11-128G13 dig (+) 98003513 98196760 AC114878.2 1p21.3 RP11-272L13 bio +(+) 98681330 98839801 B81782.1 B81781.1 1p21.3 RP11-17C2 dig +(+) 1117132 1227290 AL162741.44 1p36.33 RP5-902P8 bio + (+) 7061893 146992 Z97635.10 1p36.31~p36.23 RP3-438L4 bio + 7653186 7719107 AL359881.28 1p36.23 RP11-338N10 - 12353173 12405918 AL109757.14 1p36.22 RP4-636F13 dig ++ 10964422 11158005 AQ813960.1 AQ792829.1 1p36.22 RP11-829B14 dig + 12112130 12285530 BZ749064.1 BZ749063.1 1p36.22 RP11-188F7 bio ++ 12351173 12405918 AL109757.14 1p36.22 RP4-636F13 dig +(+) 12526801 12583490 AL645761.8 1p36.22 RP11-514N2 bio ++ 12778691 12897788 AL022101.1 1p36.22 RP5-845O21 bio / dig + (+) 13117878 13302468 AL365443 1p36.21 RP11-219C24 dig ++(+) 13913016 13920200 AL583942.12 1p36.21 RP11-178K15 dig +++ 14529066 14613810 AL359873.11 1p36.21 RP4-704D23 dig +(+) 14690901 14781334 AL358793.14 1p36.21 RP11-19M4 bio ++(+) 14781335 14889991 AL034395.6 1p36.21 RP1-243L18 dig ++ 14812419 14958908 AL031732.8 1p36.21 RP3-410I8 bio ++ 8 Anhang: Tab. 1A XXXII Mbp-start Mbp-stop AC/AL zytogenet. 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Lage BAC Markierung/Qualität 181648066 181740276 AC068196.4 2q31.3 RP11-685J19 bio + [+] 181740277 181817088 AC107211.5 2q31.3 RP11-268N9 dig / bio + (+) 181817089 181987669 AC013473.8 2q31.3 RP11-504G5 bio +++ 181987670 182174888 AC020595.7 2q31.3 RP11-358M9 dig ++ 181987670 182174888 AC020595.7 2q31.3 RP11-358M9 bio ++(+) 182174889 182327194 AC013733.10 2q31.3 RP11-553I15 bio ++ 182402972 182578483 AC009962.11 2q31.3 RP11-366L5 dig ++ 182688341 182836554 AC011291.8 2q31.3~q32.1 RP11-67G7 bio +(+) 182954118 183143980 AC010888.12 2q32.1 RP11-418N16 bio ++ 183145945 183309874 AC073951.5 2q32.1 RP11-38H6 bio ++ 183145945 183309874 AC073951.5 2q32.1 RP11-38H6 dig* ++ 183432595 183528538 AC108514.3 2q32.1 RP11-234L7 dig ++(+) 183528539 183720735 AC064871.6 2q32.1 RP11-598C21 bio +++ 183528539 183720735 AC064871.6 2q32.1 RP11-598C21 dig +(+) 183754268 183954147 AC021851.5 2q32.1 RP11-438L19 dig ++ 184076718 184266953 AC074182.6 2q32.1 RP11-553G13 bio ++(+) 184270555 184429688 AC079161.5 2q32.1 RP11-416B10 dig ++ 184772234 184929569 AC020584.9 2q32.1 RP11-70G18 dig ++ 184929570 185083839 AC096646.1 2q32.1 RP11-2F5 bio ++ 185140061 185332568 AC096667.1 2q32.1 RP11-363K21 bio* ++/ dig + 185332569 185426984 AC112720.2 2q32.1 RP11-696L6 bio ++ 185426985 185586296 AC010747.10 2q32.1 RP11-555H9 dig ++ 185586297 185759890 AC023108.4 2q32.1 RP11-121I13 bio ++ 185759891 185936292 AC009306.5 2q32.1 RP11-290K24 dig +(+) 185796102 186001223 - 2q32.1 RP11-29E4 dig +(+) 185936293 186078086 AC009315.5 2q32.1 RP11-466K9 bio +(+) 186322693 186424355 AC008174.2 2q32.1 RP11-400O18 dig + 186490013 186670227 AC097500.3 2q32.1 RP11-335G13 dig ++ 186788458 186879568 AC093038.4 2q32.1 RP13-541C6 bio ++ 186879569 187041024 AC017071.9 2q32.1 RP11-410E4 dig ++ 187153995 187347629 AC017101.10 2q32.1 RP11-556A11 bio ++(+) 187412388 187617316 AC018735.12 2q32.1 RP11-372A6 dig +(+) 187617317 187718048 AC131954.1 2q32.1 RP11-761I13 bio ++ 187718049 187774981 AC112699.3 2q32.1 RP11-725F20 dig +(+) 187774982 187920493 AC074020.4 2q32.1 RP11-341A4 dig + (+) 187774982 187920493 AC074020.4 2q32.1 RP11-341A4 bio +(+) 187920494 188112827 AC007319.2 2q32.1 RP11-432D12 dig +(+) 188197232 188357186 AC068718.6 2q32.1 RP11-123G24 dig +(+) 188416243 188597929 AC064864.4 2q32.1 RP11-407M6 bio ++ 188950329 189055326 AC108493.6 2q32.1 RP11-174N13 Dig +++ 189055327 189129091 AC125490.5 2q32.1~q32.2 RP11-710I20 bio +(+) 189141387 189305462 AC092598.2 2q32.2 RP11-114B11 bio +(+) 190280560 190364670 AC013468.12 2q32.2 RP11-455J20 dig ++ 190818584 191002765 AC013698.3 2q32.2 RP11-22C10 bio + 233993547 234100957 AC019221.4 2q37.1 RP11-534J17 dig +(+) 234593055 234701565 AC006037.2 2q37.1 RP11-263G22 dig ++(+) 234593055 234701565 AC006037.2 2q37.1 RP11-263G22 bio ++ 235279395 235394318 AC104394.4 2q37.1~q37.2 RP13-977E11 bio ++(+) 235394319 235625880 AC010148.13 2q37.2 RP11-367B19 dig ++ / +++ 235625881 235757388 AC114814.5 2q37.2 RP11-1345D17 bio +++ 235987110 236175494 AC012305.7 2q37.2 RP11-84G18 dig +(+) 8 Anhang: Tab. 1A XXXV Mbp-start Mbp-stop AC/AL zytogenet. Lage BAC Markierung/Qualität 236175495 236272863 AC073989.6 2q37.2 RP11-473L20 bio +(+) 236542633 236705639 AC019047.7 2q37.2 RP11-83N2 dig ++ 237040070 237218852 AC079611.6 2q37.3 RP11-260J21 dig +(+) 237040070 237218852 AC079611.6 2q37.3 RP11-260J21 dig + / dig (Nick):+ 237317584 237486246 AC011286.7 2q37.3 RP11-4H21 bio ++(+) 237609302 237685031 AC105760.3 2q37.3 RP11-346I14 bio ++(+) 237685032 237816335 AC107079.6 2q37.3 RP11-585E12 dig ++ [+] 237685032 237816335 AC107079.6 2q37.3 RP11-585E12 dig +++ 240903986 241063385 AC110619.3 2q37.3 RP11-649N20 bio ++ 241063386 241221496 AC124862.4 2q37.3 RP11-27M15 bio +(+) 31112360 31218105 AC020734.6 4p15.1 RP11-665I14 dig ++(+) 31129787 31286263 AQ635070.1 4p15.1 RP11-478O20 bio ++ 31500912 31663999 AC097654.2 4p15.1 RP11-280K20 dig +(+) 31773679 31887013 AC093811.3 4p15.1 RP11-355H11 bio +(+) 32081735 32138109 AC108009.5 4p15.1 RP13-486L17 dig +(+) 32290384 32454342 AC116611.4 4p15.1 RP13-581D7 bio + 32527753 32671334 AC116630.4 4p15.1 RP11-395J1 dig ++ 32671335 32839312 AC017013.8 4p15.1 RP11-141P6 bio +(+) 34578240 34723424 AC020589.4 4p15.1 RP11-143G24 bio ++ (+) 83262657 83346965 AC095049.3 4q21.22 RP11-263F19 bio ++ 84002783 84188142 AC021105.13 4q21.22 RP11-163O17 bio +(+) 85470881 85518711 AC104063.3 4q21.23 RP11-42A4 dig ++ 85690662 85871431 AC104082.3 4q21.23 RP11-570L13 bio ++ 85871432 86026217 AC095046.3 4q21.23 RP11-147K21 dig +(+) 86036022 86219993 AC108021.3 4q21.23 RP11-8N8 bio +++ 86431148 86591297 AC093877.3 4q21.23 RP11-637G19 bio ++(+) 86591298 86719281 AC115620.3 4q21.23 RP11-305K4 dig ++ 86832208 87039723 AC097108.5 4q21.23~21.3 RP11-745K4 bio + / dig ++ 88179571 88235234 AC093779.3 4q21.3 RP11-168E22 dig ++ 88364167 88548368 AC108516.5 4q22.1 RP11-529H2 bio +(+) 88909478 89095101 AC093768.3 4q22.1 RP11-113G13 bio +(+) 90427214 90599408 AC093862.3 4q22 .1 RP11-549C16 dig ++ 90755173 90922656 AC097478.2 4q22.1 RP11-115D19 bio (+) 91642142 91753754 AC097524.2 4q22.1 RP11-604B8 dig +++ 91753755 91900370 AC093729.2 4q22.1 RP11-11N6 dig +++ 91900371 92106205 AC019188.6 4q22.1 RP11-309H6 dig +(+) 92106206 92209597 AC093793.2 4q22.1 RP11-272O16 bio ++ 92365140 92528862 AC074124.4 4q22.1 RP11-763F8 bio ++ / dig ++ 92531695 92683430 AC079301.6 4q22.1 RP11-184F13 dig ++(+) 92683431 92802446 AC110774.3 4q22.1 RP11-254A24 bio + / dig ++ 93061821 93234746 AC093847.3 4q22.1 RP11-484F3 bio ++ 93421437 93529296 AC112695.3 4q22.1 RP11-9B6 dig ++ 93630849 93631363 - 4q22.1 RP11-44P19 dig ++ 93729975 93902994 AC022317.8 4q22.1~22.2 RP11-104A24 dig ++ 93902995 94010580 AC095059.3 4q22.2 RP11-428L21 bio +(+) 94662870 94836378 AC093733.2 4q22.2 RP11-16I17 bio + 97073538 97124201 AC095054.3 4q22.3 RP11-354C17 dig + 137882963 138014414 AC108491.4 4q28.3 RP11-138I17 bio: 9p13+(+) 137882963 138014414 AC108491.4 4q28.3 RP11-138I17 dig ++ 138014415 138174314 AC096729.3 4q28.3 RP11-63M2 dig +(+) 138445740 138620766 AC097514.3 4q28.3 RP11-425J20 dig ++ 8 Anhang: Tab. 1A XXXVI Mbp-start Mbp-stop AC/AL zytogenet. Lage BAC Markierung/Qualität 142401187 142585401 AC097504.3 4q31.21 RP11-362F19 bio (+) 144127231 144293824 AC104596.4 4q31.21 RP11-54P19 dig +++ 144367994 144531240 AC097658.2 4q31.21 RP11-364L4 dig ++ 144531241 144667006 AC104685.2 4q31.21 RP11-58H15 dig ++ 144681592 144875611 AC139713.1 4q31.21 RP11-481K16 bio +(+) 144975400 145022771 AC109812.5 4q31.21~31.22 RP13-578N3 bio ++ 145022772 145192129 AC093890.3 4q31.22 RP11-673E1 bio ++ / + 145242164 145425678 AC107223.5 4q31.22 RP11-1289C17 bio ++ 145425679 145542853 AC111001.4 4q31.22 RP13-933J18 dig ++ 146173627 146360090 AC096757.3 4q31.22 RP11-543H9 bio ++(+) 146364474 146523298 AC079228.7 4q31.22 RP11-142A22 dig ++(+) 146558547 146722475 AC093796.3 4q31.22 RP11-301H24 dig +(+) 146722476 146848810 AC093864.3 4q31.22 RP11-557J10 dig ++ 146848811 146929832 AC107212.5 4q31.22 RP11-292M9 bio ++ 147087802 147231301 AC108206.3 4q31.22 RP11-203B7 dig ++ 147231302 147393124 AC097372.3 4q31.22 RP11-6L6 bio ++ 147393125 147555402 AC093863.3 4q31.22 RP11-552I10 bio ++ 20283584 20429523 AC094103.2 5p14.3 RP11-420O16 dig +++ 20429524 20595578 AC109474.2 5p14.3 RP11-414I19 dig ++ 20429524 20595578 AC109474.2 5p14.3 RP11-414I19 bio ++ 20429524 20595578 AC109474.2 5p14.3 RP11-414I19 bio + 20707835 20867335 AC138938.2 5p14.3 RP11-697E23 bio +(+) 21134213 21243848 AC140172.3 5p14.3 RP11-811J10 dig +(+) 21134213 21243848 AC140172.3 5p14.3 RP11-811J10 dig +++ 21243849 21371517 AC093274.4 5p14.3 RP11-374A4 bio +++ 21243849 21371517 AC093274.4 5p14.3 RP11-374A4 bio ++(+) 21371518 21565392 AC138951.2 5p14.3 RP11-823P9 bio (+) 21371518 21565392 AC138951.2 5p14.3 RP11-823P9 bio ++ 21565393 21748947 AC091946.5 5p14.3 RP11-360I2 dig +++ 21565393 21748947 AC091946.5 5p14.3 RP11-360I2 dig ++ 21907033 22021910 AC138940.3 5p14.3 RP11-704G19 dig + (+) 22309902 22468866 - 5p14.3 RP11-26L18 dig ++ 22368600 22448402 AC093263.3 5p14.3 RP11-259G23 bio ++ 22460426 22625067 - 5p14.3 RP11-44L10 Dig ++ 22559073 22717913 - 5p14.3 RP11-8O18 bio ++ 25205696 25333181 AC099499.2 5p14.1 RP11-192H6 bio +(+) 25333182 25444390 AC106754.3 5p14.1 RP11-184E9 dig ++ 17433650 17583651 AC106774.2 5p15.1 RP11-321E2 bio ++ 17465560 17588527 - 5p15.1 RP11-88L18 bio ++ 18465884 18604727 AC113389.2 5p15.1~14.3 RP11-35A11 bio + 18465884 18604727 AC113389.2 5p15.1~14.3 RP11-35A11 dig +(+) 85861582 85988261 AC108110.3 5q14.3 RP11-265O6 bio ++ 86078211 86254274 - 5q14.3 RP11-925D10 dig +++ 86341428 86472399 AC109492.2 5q14.3 RP11-72L22 bio + 86641839 86810773 AQ610032.1 5q14.3 RP11-661M23 bio / dig + (+) 86840622 86874513 AC117524.2 5q14.3 RP11-114E19 dig ++ 86913133 87114125 - 5q14.3 RP11-90C20 bio ++ 87299067 87443969 AC114971.2 5q14.3 RP11-3H15 dig +(+) 87676680 87711395 AC114978.2 5q14.3 RP11-512I16 dig + 9364000 9364000 AQ564356.1 5q15 RP11-936K7 bio (+) 92977169 93178597 BH614817.1 5q15 RP11-519A9 bio +(+) 8 Anhang: Tab. 1A XXXVII Mbp-start Mbp-stop AC/AL zytogenet. Lage BAC Markierung/Qualität BH634707.1 93540086 93709268 - 5q15 RP11-39B14 bio ++ 93746809 93916228 - 5q15 RP11-33A7 bio +(+) / dig +(+) 94432233 94581789 AQ267432.1 5q15 RP11-75K6 bio (+) 94530000 94660000 AC008471.7 5q15 CTC-366N20 dig ++ 95408595 95531516 AC104123.2 5q15 RP11-417I14 bio + (+) 95531517 95652575 AC099509.2 5q15 RP11-254I22 dig ++(+) 95776539 95852946 AC108107.2 5q15 RP11-217L10 bio +(+) 95842118 96007448 AC021432.3 5q15 RP11-526D16 dig + + 95852947 95926487 AC104125.3 5q15 RP11-432G16 dig ++(+) 96187896 96277380 AC009126.2 5q15 RP11-496M2 dig +++ 96710345 96857102 AC106748.3 5q15 RP11-155G15 dig ++ 96885442 97034114 AC093258.2 5q15 RP11-1E3 bio ++ 97034115 97155903 AC112203.2 5q15 RP11-72K17 bio +++ 97209105 97350516 AC109480.3 5q15 RP11-455B3 bio ++ 97460904 97575845 AC116347.2 5q21.1 RP11-274E7 dig ++ 97862325 98042806 - 5q21.1 RP11-456O12 bio +(+) 98042953 98229344 - 5q21.1 RP11-384D8 dig ++(+)/+(+) 98400158 98480296 AC117526.2 5q21.1 RP11-120B6 dig ++ 98659430 98695076 AC092363.3 5q21.1 RP11-395N10 bio ++ 98728966 98729568 - 5q21.1 RP11-102H6 dig ++(+)/++ 98789690 98917493 AC114324.2 5q21.1 RP11-93O17 bio ++ 98836841 99018981 AQ623998.1 5q21.1 RP11-954D2 dig ++,bio++ 98917494 98932388 AC113384.2 5q21.1 RP11-346H15 bio +(+) 98954141 98954709 - 5q21.1 RP11-195A20 bio ++ 99663844 99834078 AC113385.2 5q21.1 RP11-346J10 dig + 99850207 100001708 AC010382.4 5q21.1 CTD-2068C11 dig ++ 100047236 100219423 AC117530.2 5q21.1 RP11-294P1 dig ++(+) 100269572 100270378 - 5q21.1 RP11-109H23 bio ++(+) 100407086 100613279 AC051636.3 5q21.1 RP11-679B13 dig ++ 100615587 100788621 - 5q21.1 RP11-26N10 bio ++(+) 100715359 100890303 AC113395.2 5q21.1 RP11-418P19 bio* ++ 100890110 101033643 AC022853.4 5q21.1 RP11-304B20 bio +(+) 100991087 101181927 AC022271.4 5q21.1 RP11-560F8 dig +++ 101278304 101417426 - 5q21.1 RP11-1152B5 bio ++ 101563993 101564903 - 5q21.1 RP11-1115G10 dig +(+) 171046969 171107625 AC022440.7 5q35.1 RP11-20O22 bio +++ 171715788 171955339 AC011407.6 5q35.1 CTB-54I1 dig +++ 173341964 173448145 AC113423.2 5q35.2 RP11-619L12 dig ++ 173781621 173875516 AC108104.2 5q35.2 RP11-198P15 bio +(+) 173800867 173985901 AC026552.3 5q35.2 RP11-489P1 bio +(+) 173985900 174153222 AQ200704.1 AQ200708.1 5q35.2 RP11-47J7 dig ++(+) 174509436 174643724 AC008699.6 5q35.2 CTB-73D21 dig +++ 175158863 175176805 AC010241.5 5q35.2 CTC-355H1 dig + 175524668 175685532 AC139493.3 5q35.2 RP11-844P9 bio +++ 175853404 175892322 AC010316.7 5q35.2 CTB-87L24 bio ++ 176797649 176987719 - 5q35.3 RP11-564G9 bio +(+) 179375746 179524360 AC122713.2 5q35.3 RP11-39H3 dig + (+) 57806570 58006226 AL512427.10 6p11.2 RP11-325M4 dig ++(+) 58058430 58195618 AL356672.9 6p11.2 RP11-452D24 bio ++ 8 Anhang: Tab. 1A XXXVIII Mbp-start Mbp-stop AC/AL zytogenet. 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Lage BAC Markierung/Qualität 39178445 39334631 AC092174.5 7p14.1 RP13-522B14 dig +++ 39334632 39496098 AC005483.1 7p14.1 RP4-806A17 dig +(+) 39496099 39613662 AC011290.3 7p14.1 RP11-64I2 bio +(+) 39496099 39613662 AC011290.3 7p14.1 RP11-64I2 bio ++ 39496099 39613662 AC011290.3 7p14.1 RP11-64I2 bio ++ 40442823 40626764 AC004988.2 7p14.1 RP5-1178G13 dig +(+) 40643764 40644372 - 7p14.1 RP11-597H13 Bio (+) 41208833 41345287 AC004843.1 7p14.1 RP4-612F12 bio ++ 42647635 42807132 AC027269.5 7p14.1 RP11-100C21 dig ++ 3526556 3613402 AC079231.6 7p22.2 RP11-348A21 dig +(+) 3526556 3613402 AC079231.6 7p22 RP11-348A21 dig +++ 4922919 5100308 AQ082164.1 7p22.1 RP11-54H10 bio ++(+) 4933257 5107654 AC092032.5 7p22.1 RP11-730B22 bio +++ 5427168 5510299 AC092171.4 7p22.1 RP11-1275H24 dig ++ 5704716 5845078 AC008167.5 7p22.1 RP11-172O13 bio ++ 5845079 5969699 AC004983.3 7p22.1 RP5-1163J12 dig ++(+) 5881560 6054693 AQ615560.1 AQ615691.1 7p22.1 RP11-721P20 dig +++ 5969700 6049509 AC005995.3 7p22.1 RP1-42M2 dig +(+) 6049510 6200436 AC004895.2 7p22.1 RP4-810E6 dig +(+) 6233987 6446613 AC009412.6 7p22.1 RP11-425P5 dig + 6233987 6446613 AC009412.6 7p22.1 RP11-425P5 bio ++ 6581688 6620916 AC079742.6 7p22.1 CTD-2275G13 dig +(+)/+++ 6620917 6792883 AC073343.6 7p22.1 RP11-611L7 bio +(+) 6872516 7088026 AQ505610.1 7p22.1 RP11-299B12 bio (+) 7176436 7292189 AC005532.2 7p22.1 RP4-733B9 dig + 7307412 7460417 AC006356.3 7p21.3 RP5-1111L2 dig ++(+) 7492851 7622677 AC004982.1 7p21.3 RP5-1159O4 bio (+) 65647490 65782333 AC006001.2 7q11.21 RP4-756H11 bio +(+) 67038294 67162936 AC092637.2 7q11.2 RP11-358M3 dig ++ 67546008 67703979 AC069284.9 7q11.2 RP11-156A14 bio ++ 69104871 69248748 AC006317.3 7q11.2 RP4-715F13 bio ++ 70687209 70842912 AC073330.6 7q11.22 RP11-409J21 dig ++ 71204869 71272715 AQ678844.1 7q11.22 RP4-635O5 bio +(+) 71741262 71741911 AQ678844.1 7q11.2 RP11-982E3 dig (+) 72025974 72128347 AQ374085 7q11.23 RP11-159N6 bio ++(+) / dig ++(+) 71832689 71963124 AQ374085 7q11.2.3 RP11-159N6 dig (+) 71970679 72156415 AC005488.2 7q11.2.3 RP11-313P13 bio +(+) 72073657 74308553 AC105418.5 7q11.2.3 RP11-450O3 dig ++(+) 73335222 73458181 - 7q11.23 RP11-422O1 dig ++ 73732788 74222988 AC004883.3 7q11.2 RP4-771P4 dig ++(+) 73732788 74200459 AC004883.3 7q11.23 RP4-771P4 bio ++ 74066219 74254837 AC124781.4 7q11.23 RP11-219M8 dig ++(+) 74603661 74690693 AC118138.2 7q11.23 RP11-451K15 bio ++ 74881545 75055352 - 7q11.23 RP11-1144P13 dig ++ 75055521 75239510 - 7q11.23 RP11-845K6 dig ++ 75227955 75334262 AC005102.1 7q11.23 CTA-356E1 dig ++(+) 75256729 75257159 - 7q11.23 RP11-1121N22 bio +(+) 75360764 75361345 - 7q11.23 RP11-812L15 bio +(+) 75382855 75560185 - 7q11.23 RP11-113H2 bio ++ 75423511 75519609 AC006330.5 7q11.2.3 RP11-229D13 dig +++ 8 Anhang: Tab. 1A XL Mbp-start Mbp-stop AC/AL zytogenet. Lage BAC Markierung/Qualität 75599390 75781738 - 7q11.23 RP11-103H19 bio +(+) 75599390 75781738 - 7q11.23 RP11-103H19 bio +(+) 75622230 75622856 - 7q11.23 RP11-977O17 dig ++ 75670009 75822650 - 7q11.23 RP11-1123I12 dig ++ 75805258 75806085 - 7q11.23 RP11-347O6 bio + 75818830 75968234 AC005522.2 7q11.23 RP5-1129E22 dig ++(+) 76027857 76319869 AQ461546.1 7q11.23 RP11-792O17 bio ++(+) 76396610 76558095 AQ550152.1 7q11.23 RP11-419A13 bio ++ 76490656 76687315 AC007000.2 7q11.23 RP11-467H10 dig ++(+) 76490665 76687275 AQ630965.1 7q11.23 RP11-467H10 bio ++ 76687316 76745661 AC098851.5 7q11.23 RP13-574L22 bio ++ 76821089 76971420 AC004921.1 7q11.23 RP5-899E9 dig +++ 76971221 77115186 AC006451.5 7q11.23 RP4-562A11 bio +(+) 80387900 80527955 AC004972.2 7q21.11 RP5-1136A10 dig +(+) 81356768 81501226 AC006145.2 7q21.11 RP4-560O14 bio (+) 81501227 81558313 AC008283.3 7q21.11 RP11-575G1 bio +(+) 85371138 85485764 AC004413.2 7q21.11 RP4-650P9 dig +(+) 96800895 96907086 AC007316.4 7q21.3 RP11-356B17 bio +(+) 96907129 97079365 - 7q21.3 RP11-104K7 bio ++(+) 97206171 97206774 - 7q21.3 RP11-756B4 dig +++ 97362822 97410111 AC079781.7 7q21.3 RP11-380G21 dig++ 97642718 97757224 AC091654.4 7q21.3 RP11-177C9 bio ++ 97779493 97933687 AC093799.2 7q21.3 RP11-307C18 bio ++ 99507489 99640252 AC073842.5 7q22.1 RP11-506M12 dig ++ 99925039 100036725 AC069281.6 7q22.1 RP11-44M6 bio + 101305935 101346478 AC092788.3 7q22.1 RP11-333G13 dig ++ 102065130 102200407 AC105052.3 7q22.1 RP11-577H5 dig +(+) 102083629 102241299 AQ733310.1 7q22.1 RP11-1134K14 dig +(+) 106822201 106994710 CTB-20D2 7q22.3 CTB-20D2 dig ++ 107059044 107059659 RP11-1143A13 7q22.3 RP11-1143A13 dig + / dig (Nick):+(+) 107093352 107094140 RP11-99B3 7q22.3 RP11-99B3 bio + 107093352 107094140 RP11-99B3 7q22.3 RP11-99B3 bio (+) 107126876 107307938 AQ488093.1 7q22.3 RP11-266C11 dig ++ 107305452 107472899 - 7q31.1 RP11-77E2 bio ++ 107429108 107433634 AC078853.9 7q31.1 RP11-443I10 dig ++(+) 108002467 108056449 AC005487.2 7q31.1 RP11-5N18 dig ++ 108377134 108535824 - 7q31.1 RP11-136I10 bio +(+) 108538546 108687003 - 7q31.1 RP11-159I15 dig ++ 108884648 109038857 AC073071.2 7q31.1 RP11-238I13 bio + 109038858 109192157 AC073387.4 7q31.1 RP11-10E6 bio ++ 109192158 109316792 AC073139.6 7q31.1 RP11-718D16 bio +++ / dig +(+) 109469960 109643604 AC073114.2 7q31.1 RP11-570H18 dig ++ 110439395 110632191 - 7q31.1 RP11-413B2 bio ++ 110588244 110743349 - 7q31.1 RP11-109N17 dig ++ / bio ++ 110866834 110973079 AC005166.1 7q31.1 RP5-905M6 bio + 110973080 111007307 AC092613.2 7q31.1 RP11-189E18 dig +(+) 111025120 111025535 - 7q31.1 RP11-814G12 dig (+) 111045088 111045679 - 7q31.1 RP11-605O24 bio ++ 111157275 111310761 - 7q31.1 RP11-97O21 bio ++ 111217172 111372623 - 7q31.1 RP11-642F15 bio + 111273231 111460746 - 7q31.1 RP11-382I12 dig (+) 8 Anhang: Tab. 1A XLI Mbp-start Mbp-stop AC/AL zytogenet. Lage BAC Markierung/Qualität 111368455 111369349 - 7q31.1 RP11-1110E9 dig ++ 111424246 111424916 - 7q31.1 RP11-807L7 dig +++ 111424246 111424916 AQ523329.1 7q31.1 RP11-807L7 dig ++(+) 111426904 111594377 - 7q31.1 RP11-92J13 bio ++ 111444696 111482842 AC087539.5 7q31.1 RP11-95C23 bio +(+) 111637981 111676127 AC087539.5 7q31.1 RP11-95C23 bio +(+) 111829456 111830134 - 7q31.1 RP11-274I17 dig ++ 112279363 112435024 AC018464.9 7q31.1 RP11-328M22 bio (+) 139131004 139298793 AQ489006.1 AQ489009.1 7q34 RP11-265A15 dig +(+) 140392201 140521623 AC006362.2 7q34 RP5-1173P7 bio ++ 140802351 140911725 AC073878.7 7q34 RP11-744I24 bio ++ 140911726 140979677 AC099547.4 7q34 RP11-237G17 bio ++ 141204319 141375096 AC073647.9 7q34 RP11-707F14 bio ++ / dig ++(+) 141384390 141553757 AC091742.5 7q34 RP11-1220K2 bio ++(+) 142112512 142113217 - 7q34 RP11-453P21 dig (+) 141943447 142112367 - 7q34 RP11-453N21 dig ++ 142124902 142316803 AQ343100.1 7q34 RP11-114L10 bio ++ 142488747 142590533 AC093659.4 7q34 RP11-468M15 dig ++ 142787852 142857896 AC092214.3 7q34 RP11-811J9 dig +++ 142857897 143028830 AC073264.5 7q35 RP11-298A10 bio +++ / dig++ 143102265 143209337 AC099548.6 7q35 RP11-307I2 bio +++ 143246098 143373452 AC004853.1 7q35 RP4-669B10 dig / bio+++ 143478408 143606241 AC004889.1 7q35 RP4-798C17 bio ++(+) 143478408 143606241 AC004889.1 7q35 RP4-798C17 bio ++ 143606242 143672651 AC074386.6 7q35 RP11-464H1 bio ++ (+) 144027648 144143399 AC004743.1 7q35 RP4-807C15 dig / bio ++ 144143400 144233517 AC074384.7 7q35 RP11-374N8 dig +(+) 144233518 144359002 AC073310.7 7q35 RP11-49G5 bio ++(+) 148626419 148748977 AC004941.2 7q36.1 RP5-979P20 dig +++ 149072728 149199088 AC004877.1 7q36.1 RP4-751H13 bio ++ (+) 149520443 149577796 AC006008.2 7q36.1 RP5-820A21 dig +++ 149707947 149820949 AC073111.8 7q36.1 RP11-511P7 bio ++ 150169754 150294430 AC006343.3 7q36.1 RP4-548K24 dig ++(+) 150533515 150569213 AC021097.5 7q36.1 RP4-548D19 bio ++(+) 151567450 151714055 AC104692.1 7q36.1 RP11-208G20 dig ++ 151567450 151714055 AC104692.1 7q36.1 RP11-208G20 dig +++ 152089700 152229649 AC072057.8 7q36.1 RP11-312C1 bio ++ 152089700 152229649 AC072057.8 7q36.1 RP11-312C1 bio ++ 153750370 153901567 AC024730.7 7q36.2 RP11-422E4 bio ++(+) 155193647 155346385 AC078834.5 7q36.3 RP11-69O3 dig +(+) 120711366 120863874 AQ008993.1 8q24.1 RP11-22A24 bio ++ 123525928 123697987 - 8q24.1 RP11-96B2 bio +(+) 128118319 128291914 AC020688.7 8q24.1 RP11-255B23 bio ++ 130571980 130578066 AC011652.8 8q24.1 RP11-17E16 dig ++ 135975000 136155000 - 8q24.2 RP11-21H16 dig ++ 136472355 136653421 AC040914.5 8q24.2 RP11-343P9 dig ++ 137211742 137352264 AC023781.5 8q24.2 RP11-149P24 dig ++ 137773472 137919464 B81866.1 8q24.2 RP11-17M8 bio ++ 137806686 137979653 AC021621.9 8q24.2 RP11-356M23 dig + 84667734 84783005 AL359202.16 9q21.32 RP11-541F16 dig ++ 8 Anhang: Tab. 1A XLII Mbp-start Mbp-stop AC/AL zytogenet. Lage BAC Markierung/Qualität 85292903 85375534 AL450026.10 9q21.32 RP11-439A18 dig ++ 85375535 85544238 AL354920.21 9q21.32 RP11-522I20 bio ++ 85793423 85821473 AL732446.4 9q21.32 RP11-346I8 dig + 86158135 86288330 AZ521547.1 9q21.33 RP11-133I2 bio + 86180525 86337480 AL157886.13 9q21.33 RP11-59M22 dig +(+) 87076588 87248611 AL583827.7 9q21.33 RP11-172F7 dig (+) 87397997 87570799 AL157882.5 9q21.33 RP11-202I11 bio +(+) 87570800 87752563 AL353743.22 9q21.33 RP11-213G2 dig +++ 89708733 89914027 AL353572.13 9q22.1 RP11-350E12 dig ++ 91979927 92182700 AL389888.8 9q22.2 RP11-389K14 bio +(+) 96924648 97106182 - 9q22.32 RP11-10K22 dig ++ 8 Anhang: Abb. 2A XLIII 2A Darstellung des prozentualen Anteils der analysierten MPP in verschiedenen Bandenstadien (300-350, 400-500, 550-650, >650) in allen 3 untersuchten Suspensionen. Bruchrate/MPP/Bandenstadium in % (Suspension IA) 0 2 4 6 8 10 12 14 16 300-350 400-500 550-650 >650 Bandenstadium % Anzahl Brüche/MPP: 1 Anzahl Brüche/MPP: 2 Anzahl Brüche/MPP: 3 Anzahl Brüche/MPP: 4 Anzahl Brüche/MPP: 5 Anzahl Brüche/MPP: 6 Anzahl Brüche/MPP: 7 Anzahl Brüche/MPP: 8 Anzahl Brüche/MPP: 9 Anzahl Brüche/MPP: 10 Anzahl Brüche/MPP: 11 Anzahl Brüche/MPP: 12 Anzahl Brüche/MPP: mehr als 12 Summe der MPP/Bandenstadium in % (Suspension IA) 11% 59% 29% 1% 300-350 400-500 550-650 >650 Bruchrate/MPP/Bandenstadium(Suspension IIA) 0 2 4 6 8 10 12 14 300-350 400-500 550-650 >650 Bandenstadium % Anzahl Brüche/MPP: 1 Anzahl Brüche/MPP: 2 Anzahl Brüche/MPP: 3 Anzahl Brüche/MPP: 4 Anzahl Brüche/MPP: 5 Anzahl Brüche/MPP: 6 Anzahl Brüche/MPP: 7 Anzahl Brüche/MPP: 8 Anzahl Brüche/MPP: 9 Anzahl Brüche/MPP: 10 Anzahl Brüche/MPP: 11 Anzahl Brüche/MPP: 12 Anzahl Brüche/MPP: mehr als 12 Summe der MPP/Bandenstadium in % (Suspension IIA) 12% 49% 32% 7% 300-350 400-500 550-650 >650 Bruchrate/MPP/Bandenstadium in % (Suspension IIIA) 0 2 4 6 8 10 12 300-350 400-500 550-650 >650 Bandenstadium % Anzahl Brüche/MPP: 1 Anzahl Brüche/MPP: 2 Anzahl Brüche/MPP: 3 Anzahl Brüche/MPP: 4 Anzahl Brüche/MPP: 5 Anzahl Brüche/MPP: 6 Anzahl Brüche/MPP: 7 Anzahl Brüche/MPP: 8 Anzahl Brüche/MPP: 9 Anzahl Brüche/MPP: 10 Anzahl Brüche/MPP: 11 Anzahl Brüche/MPP: 12 Anzahl Brüche/MPP: mehr als 12 Summe der PP/Bandenstadium in % (Suspension IIIA) 24% 56% 20% 0% 300-350 400-500 550-650 >650 8 Anhang: Abb. 3A XLIV 3A Darstellung der Bruchrate in MPP in verschiedenen Bandenstadien zur Gesamtzahl an MPP in dem jeweiligen Bandenstadium in Prozent für die Suspension IIA und IIIA. Bandenstadium 300-350 (Suspension IIA) 0 5 10 15 20 25 30 35 40 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 mehr als 12 Bruchrate/MPP MPP in % 300-350 Bandenstadium 400-500 (Suspension IIA) 0 5 10 15 20 25 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 mehr als 12 Bruchrate/MPP MPP in % 400-500 Bandenstadium 550-650 (Suspension IIA) 0 5 10 15 20 25 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 mehr als 12 Bruchrate/MPP MPP in % 550-650 Bandenstadium >650 (Suspension IIA) 0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 mehr als 12 Bruchrate/MPP MPP in % >650 Bandenstadium 300-350 (Suspension IIIA) 0 5 10 15 20 25 30 35 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 mehr als 12 Bruchrate/MPP MPP in % 300-350 Bandenstadium 400-500 (Suspension IIIA) 0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 mehr als 12 Bruchrate/MPP MPP in % 400-500 Bandenstadium 550-650 (Suspension IIIA) 0 2 4 6 8 10 12 14 16 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 mehr als 12 Bruchrate/MPP MPP in % 550-650 Bandenstadium >650 (Suspension IIIA) 0 2 4 6 8 10 12 14 16 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 mehr als 12 Bruchrate/MPP MPP in % >650 8 Anhang: Tab. 4A XLV Anzahl der cFS/Bandenstadium BS 300-350 insg./ BS BS 400-500 insg./ BS BS 550-650 insg./ BS BS >650 insg./ BS Häufigk. insg. für alle BS Häufigk. (%) pro Gesamtanzahl an Brüchen cFS (Aph. induziert) zytogenet. Lokalisation IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS alle BS alle BS FRA1A 1p36 10 2 2 14 25 17 7 49 21 15 6 42 2 2 1 5 110 0,488 FRA1 1p34 0 1 1 0 0 1 0,004 FRA1B 1p32 25 5 1 31 81 55 38 174 51 37 26 114 7 5 5 17 336 1,491 FRA1C 1p31.2 0 0 0 0 0 0,000 FRA1L 1p31 9 3 1 13 18 28 8 54 8 20 9 37 2 1 1 4 108 0,479 FRA1D 1p22 0 0 1 1 1 1 2 0,009 FRA1M 1p21.3 55 7 13 75 178 118 75 371 73 116 83 272 10 12 11 33 751 3,333 FRA1E 1p21.2 0 5 2 1 8 2 3 1 6 1 1 15 0,067 FRA1N 1p13 2 2 8 1 9 1 1 2 0 13 0,058 FRA1O 1p11/q11 4 3 4 11 20 23 9 52 8 15 9 32 1 3 4 99 0,439 FRA1J 1q12 2 2 8 5 1 14 3 6 9 1 1 2 27 0,120 FRA1F 1q21 1 1 4 7 5 16 1 3 1 5 0 22 0,098 FRA1P 1q23 1 1 2 3 3 1 1 2 1 1 8 0,036 FRA1G 1q25.1 17 2 2 21 39 25 26 90 14 26 19 59 2 4 4 10 180 0,799 FRA1K 1q31 5 5 7 2 4 13 4 7 1 12 1 1 31 0,138 FRA1Q 1q32 1 1 9 5 4 18 1 2 3 0 22 0,098 FRA1R 1q41 2 2 4 3 4 7 4 1 1 6 1 1 2 19 0,084 FRA1H 1q42 1 1 2 6 3 1 10 9 5 1 15 1 1 2 29 0,129 FRA1S 1q43 0 1 1 2 1 1 0 3 0,013 FRA1I 1q44 16 10 2 28 84 97 52 233 39 115 74 228 2 9 18 29 518 2,299 FRA2M 2p25 2 2 7 4 1 12 2 6 3 11 1 1 26 0,115 FRA2C 2p24.2 19 7 4 30 65 99 25 189 24 50 27 101 8 7 6 21 341 1,513 FRA2N 2p22~23 1 1 7 5 2 14 3 4 2 9 0 24 0,107 FRA2O 2p21 1 1 1 1 2 1 3 1 5 1 1 9 0,040 FRA2D 2p16.2 38 11 6 55 158 93 27 278 53 80 39 172 4 6 9 19 524 2,325 FRA2P 2p15 0 4 4 2 2 4 3 3 11 0,049 4A Tabelle der FS-Häufigkeiten in den verschiedenen Bandenstadien bzw. Suspensionen IA, IIA, IIA, einschließlich der Gesamthäufigkeiten der einzelnen FS. Fortsetzung auf nachfolgender Seite. 8 Anhang: Tab. 4A XLVI Anzahl der cFS/Bandenstadium BS 300-350 insg./ BS BS 400-500 insg./ BS BS 550-650 insg./ BS BS >650 insg./ BS Häufigk. insg. für alle BS Häufigk. (%) pro Gesamtanzahl an Brüchen cFS (Aph. induziert) zytogenet. Lokalisation IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS alle BS alle BS FRA2Q 2p14 0 4 4 2 2 0 6 0,027 FRA2E 2p13 3 2 5 14 11 5 30 5 6 5 16 1 1 2 53 0,235 FRA2L 2p11.2 0 3 4 7 1 4 5 1 1 13 0,058 FRA2R 2p11/2q11 3 2 2 7 11 6 2 19 6 5 2 13 1 1 40 0,178 FRA2A 2q11.2 0 11 4 15 1 4 5 0 20 0,089 FRA2B 2q13 0 4 3 3 10 1 1 3 5 0 15 0,067 FRA2 2q14.2~14.3 0 0 1 1 0 1 0,004 FRA2F 2q21.3 12 4 1 17 49 60 24 133 19 33 16 68 3 3 6 224 0,994 FRA2K 2q22.3 15 5 2 22 33 22 11 66 13 17 20 50 2 1 3 141 0,626 FRA2S 2q23 4 1 5 8 4 3 15 2 1 3 0 23 0,102 FRA2T 2q24 1 1 1 4 5 4 1 5 1 1 12 0,053 FRA2G 2q31 8 1 2 11 16 8 4 28 11 11 2 24 1 1 4 6 69 0,306 FRA2H 2q32.1 69 29 17 115 223 182 74 479 73 139 49 261 10 9 6 25 880 3,905 FRA2I 2q33 27 11 6 44 75 104 27 206 28 73 25 126 5 1 6 12 388 1,722 FRA2U 2q35 1 1 2 5 7 12 3 3 2 8 1 1 23 0,102 FRA2J 2q37.3 9 2 5 16 39 22 9 70 24 18 9 51 3 4 4 11 148 0,657 FRA3E 3p26 3 1 4 13 13 8 34 5 14 12 31 1 1 2 71 0,315 FRA3F 3p25 4 2 3 9 7 9 10 26 6 3 4 13 2 2 1 5 53 0,235 FRA3A 3p24.2 21 10 2 33 137 35 19 191 24 29 11 64 8 2 1 11 299 1,327 FRA3G 3p22 0 0 1 2 3 1 1 4 0,018 FRA3H 3p21 2 1 3 10 5 15 2 9 3 14 2 2 34 0,151 FRA3B 3p14.2 202 71 53 326 682 751 256 1689 289 544 233 1066 36 24 48 108 3189 14,153 FRA3I 3p13 2 1 3 11 7 4 22 4 5 3 12 1 1 2 39 0,173 FRA3J 3p/q11 0 1 5 3 9 4 3 7 0 16 0,071 FRA3K 3q12 0 1 2 3 1 1 2 0 5 0,022 FRA3L 3q13.3 6 1 4 11 13 28 12 53 14 24 6 44 1 2 2 5 113 0,501 4A Tabelle der FS-Häufigkeiten in den verschiedenen Bandenstadien bzw. Suspensionen IA, IIA, IIA, einschließlich der Gesamthäufigkeiten der einzelnen FS. Fortsetzung auf nachfolgender Seite. 8 Anhang: Tab. 4A XLVII Anzahl der cFS/Bandenstadium BS 300-350 insg./ BS BS 400-500 insg./ BS BS 550-650 insg./ BS BS >650 insg./ BS Häufigk. insg. für alle BS Häufigk. (%) pro Gesamtanzahl an Brüchen cFS (Aph. induziert) zytogenet. Lokalisation IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS alle BS alle BS FRA3M 3q21 0 5 5 2 3 5 0 10 0,044 FRA3N 3q22 0 3 2 1 6 2 3 5 1 1 12 0,053 FRA3 3q23 0 0 1 1 0 1 0,004 FRA3D 3q25 3 3 2 8 43 15 10 68 12 22 9 43 2 1 1 4 123 0,546 FRA3O 3q26 0 0 0 0 0 0,000 FRA3C 3q27 12 8 4 24 50 45 14 109 24 45 24 93 5 4 4 13 239 1,061 FRA3P 3q28~29 1 1 2 3 1 1 5 2 2 1 1 10 0,044 FRA3Q 3q29 0 2 1 3 1 1 0 4 0,018 FRA4A 4p16.1 8 1 4 13 35 32 8 75 8 20 12 40 3 3 4 10 138 0,612 FRA4D 4p15 1 2 3 8 5 13 3 2 2 7 1 1 2 25 0,111 FRA4G 4p14 0 2 2 1 1 2 0 4 0,018 FRA4H 4p12 1 1 1 2 3 2 2 0 6 0,027 FRA4B 4q12 1 1 2 9 5 4 18 3 5 2 10 1 1 2 32 0,142 FRA4I 4q21 4 1 2 7 23 4 17 44 10 4 13 27 1 2 3 81 0,359 FRA4F 4q22 27 5 6 38 35 34 11 80 11 17 6 34 1 1 2 154 0,683 FRA4J 4q23 0 0 0 0 0 0,000 FRA4E 4q27 14 4 3 21 25 14 8 47 6 6 4 16 2 2 86 0,382 FRA4C 4q31.1 34 25 6 65 95 135 41 271 19 92 28 139 2 8 5 15 490 2,175 FRA4 4q32 0 0 1 1 0 1 0,004 FRA4K 4q33 1 1 3 1 4 3 3 0 8 0,036 FRA4L 4q34~35 0 1 1 2 3 3 0 5 0,022 FRA4M 4q35 1 1 2 2 1 3 1 1 1 3 1 1 9 0,040 FRA5H 5p15 2 2 8 7 2 17 3 6 1 10 0 29 0,129 FRA5E 5p14 7 3 1 11 6 22 6 34 4 7 4 15 1 3 2 6 66 0,293 FRA5A 5p13 2 2 1 5 13 8 6 27 1 7 3 11 0 43 0,191 FRA5I 5p11/5q11 7 2 1 10 19 11 7 37 9 12 6 27 1 1 1 3 77 0,342 4A Tabelle der FS-Häufigkeiten in den verschiedenen Bandenstadien bzw. Suspensionen IA, IIA, IIA, einschließlich der Gesamthäufigkeiten der einzelnen FS. Fortsetzung auf nachfolgender Seite. 8 Anhang: Tab. 4A XLVIII Anzahl der cFS/Bandenstadium BS 300-350 insg./ BS BS 400-500 insg./ BS BS 550-650 insg./ BS BS >650 insg./ BS Häufigk. insg. für alle BS Häufigk. (%) pro Gesamtanzahl an Brüchen cFS (Aph. induziert) zytogenet. Lokalisation IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS alle BS alle BS FRA5J 5q12 0 3 1 1 5 2 1 3 1 1 9 0,040 FRA5K 5q13 1 1 6 3 9 6 3 9 0 19 0,084 FRA5L 5q14 0 4 3 2 9 1 6 1 8 1 1 18 0,080 FRA5D 5q15 13 11 10 34 33 59 24 116 13 20 5 38 0 188 0,834 FRA5F 5q21 5 2 3 10 24 15 23 62 8 12 18 38 1 1 4 6 116 0,515 FRA5M 5q22 0 5 1 1 7 1 1 2 0 9 0,040 FRA5N 5q23 1 1 1 1 2 2 1 3 1 1 7 0,031 FRA5C 5q31.1 2 2 1 5 19 19 8 46 4 19 6 29 1 2 1 4 84 0,373 FRA5O 5q33 0 1 1 1 1 2 1 1 4 0,018 FRA5P 5q34 0 4 1 1 6 4 1 5 0 11 0,049 FRA5G 5q35 1 1 2 6 6 3 15 1 4 3 8 2 2 27 0,120 FRA6B 6p25.1 7 5 5 17 30 41 32 103 12 36 42 90 3 2 7 12 222 0,985 FRA6A 6p23 0 0 2 2 0 2 0,009 FRA6C 6p22.2 0 2 1 1 4 1 4 5 10 0 14 0,062 FRA6H 6p21.1 1 1 1 4 3 8 1 7 5 13 0 22 0,098 FRA6I 6p11/q11 1 2 1 4 7 4 4 15 6 7 2 15 1 1 1 3 37 0,164 FRA6D 6q13 2 1 3 1 1 1 2 3 0 7 0,031 FRA6G 6q15 3 2 5 5 3 2 10 2 3 4 9 2 2 26 0,115 FRA6J 6q16.3 3 3 9 2 11 3 2 5 0 19 0,084 FRA6F 6q21 15 7 2 24 30 27 11 68 7 22 7 36 8 1 9 137 0,608 FRA6K 6q22 1 2 3 8 8 7 23 4 8 10 22 2 2 4 52 0,231 FRA6L 6q23 1 1 2 4 10 8 2 20 4 1 1 6 1 1 31 0,138 FRA6M 6q25 1 1 2 4 6 4 4 14 2 4 1 7 2 1 3 28 0,124 FRA6E 6q26 50 21 5 76 155 153 19 327 56 128 25 209 10 4 10 24 636 2,823 FRA7B 7p22 3 2 1 6 41 21 8 70 16 30 37 83 3 3 15 21 180 0,799 FRA7L 7p21 2 2 3 1 1 5 0 0 7 0,031 4A Tabelle der FS-Häufigkeiten in den verschiedenen Bandenstadien bzw. Suspensionen IA, IIA, IIA, einschließlich der Gesamthäufigkeiten der einzelnen FS. Fortsetzung auf nachfolgender Seite. 8 Anhang: Tab. 4A XLIX Anzahl der cFS/Bandenstadium BS 300-350 insg./ BS BS 400-500 insg./ BS BS 550-650 insg./ BS BS >650 insg./ BS Häufigk. insg. für alle BS Häufigk. (%) pro Gesamtanzahl an Brüchen cFS (Aph. induziert) zytogenet. Lokalisation IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS alle BS alle BS FRA7C 7p14.2 7 3 2 12 26 33 13 72 10 21 4 35 1 1 1 3 122 0,541 FRA7D 7p13 2 2 4 35 23 10 68 15 27 6 48 3 1 4 124 0,550 FRA7A 7p11.2 1 1 3 1 4 4 2 6 2 2 13 0,058 FRA7J 7q11(.23) 19 8 2 29 41 49 22 112 10 26 6 42 1 3 4 187 0,830 FRA7E 7q21.2 6 1 2 9 45 11 8 64 23 7 7 37 1 2 3 113 0,501 FRA7F 7q22 1 1 2 7 5 4 16 4 1 1 6 0 24 0,107 FRA7K+(F) 7q22~31.1 36 21 13 70 111 160 81 352 42 100 49 191 7 9 6 22 635 2,818 FRA7G 7q31.2 2 1 3 4 4 8 4 3 5 12 1 1 2 25 0,111 FRA7H 7q32.3 20 11 5 36 104 91 73 268 33 104 67 204 7 8 12 27 535 2,374 FRA7M 7q34 7 2 2 11 26 7 17 50 21 11 14 46 2 1 3 110 0,488 FRA7I 7q36 1 1 6 5 2 13 1 3 1 5 0 19 0,084 FRA8G 8p23 1 1 4 3 7 2 4 1 7 0 15 0,067 FRA8H 8p21 1 1 3 1 2 6 1 1 2 0 9 0,040 FRA8I 8p11/q11 1 1 8 5 9 22 4 7 3 14 4 4 41 0,182 FRA8F 8q13 0 0 1 1 0 1 0,004 FRA8J 8q21.3 0 3 3 2 2 4 0 7 0,031 FRA8B 8q22.1 20 1 1 22 52 27 30 109 23 34 14 71 6 6 208 0,923 FRA8A 8q22.3 0 2 1 3 1 1 0 4 0,018 FRA8C 8q24.1 9 3 3 15 28 30 20 78 23 27 23 73 4 2 8 14 180 0,799 FRA8D 8q24.3 3 3 10 2 4 16 3 8 8 19 2 1 3 41 0,182 FRA9H 9p24 0 2 1 3 2 2 4 0 7 0,031 FRA9G 9p22 1 1 4 1 5 2 1 3 0 9 0,040 FRA9A 9p21 1 1 4 7 3 14 2 5 7 1 1 23 0,102 FRA9I 9p13 0 1 1 1 1 2 0 3 0,013 FRA9F 9q12 6 2 8 13 22 11 46 14 18 9 41 4 2 1 7 102 0,453 FRA9J 9q13 0 0 0 0 0 0,000 4A Tabelle der FS-Häufigkeiten in den verschiedenen Bandenstadien bzw. Suspensionen IA, IIA, IIA, einschließlich der Gesamthäufigkeiten der einzelnen FS. Fortsetzung auf nachfolgender Seite. 8 Anhang: Tab. 4A L Anzahl der cFS/Bandenstadium BS 300-350 insg./ BS BS 400-500 insg./ BS BS 550-650 insg./ BS BS >650 insg./ BS Häufigk. insg. für alle BS Häufigk. (%) pro Gesamtanzahl an Brüchen cFS (Aph. induziert) zytogenet. Lokalisation IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS alle BS alle BS FRA9K 9q21 1 1 2 2 4 3 9 1 2 3 6 0 17 0,075 FRA9D 9q22.1 4 1 1 6 11 15 4 30 3 12 1 16 0 52 0,231 FRA9L 9q31 2 2 1 1 2 2 1 1 4 0 8 0,036 FRA9B 9q32 22 5 3 30 93 65 24 182 44 49 28 121 5 3 8 341 1,513 FRA9M 9q33 1 1 2 2 4 2 2 4 0 9 0,040 FRA9N 9q34 1 1 2 2 5 4 11 3 2 4 9 1 1 23 0,102 FRA10H 10p15 2 1 1 4 4 4 4 12 1 1 3 5 1 1 22 0,098 FRA10I 10p12~13 2 1 1 4 14 1 3 18 2 2 4 1 1 27 0,120 FRA10J 10p11.2 2 2 10 2 1 13 3 4 2 9 0 24 0,107 FRA10G 10q11.2 1 1 9 9 1 19 4 6 2 12 0 32 0,142 FRA10C 10q21 0 7 4 2 13 1 5 6 1 1 20 0,089 FRA10D 10q22.1 7 3 1 11 23 16 5 44 5 6 3 14 0 69 0,306 FRA10A 10q23.3 1 2 3 7 3 2 12 8 2 2 12 1 1 28 0,124 FRA10K 10q24.2 2 2 7 5 12 5 3 8 0 22 0,098 FRA10E 10q25.2 1 1 10 7 8 25 6 7 2 15 2 2 43 0,191 FRA10F 10q26.1 5 1 1 7 32 11 4 47 20 10 3 33 2 1 2 5 92 0,408 FRA11J 11p15.3~p15.4 1 1 1 3 4 1 1 1 3 0 8 0,036 FRA11C 11p15.1 6 5 11 23 25 13 61 10 22 3 35 2 1 5 8 115 0,510 FRA11D 11p14.2 17 5 1 23 53 40 13 106 22 34 14 70 4 1 5 10 209 0,928 FRA11E 11p13 6 3 4 13 28 32 7 67 17 29 8 54 3 3 6 140 0,621 FRA11K 11p12 0 2 2 0 0 2 0,009 FRA11L 11p11.2 0 2 1 1 4 1 1 2 0 6 0,027 FRA11M 11p11/q11 1 1 2 8 7 2 17 7 3 2 12 2 2 4 35 0,155 FRA11H 11q13.3 1 1 2 2 7 9 2 2 2 6 0 17 0,075 FRA11F 11q14.2 24 12 9 45 122 64 30 216 38 55 31 124 7 6 1 14 399 1,771 FRA11N 11q21 0 1 5 1 7 1 8 9 1 1 17 0,075 4A Tabelle der FS-Häufigkeiten in den verschiedenen Bandenstadien bzw. Suspensionen IA, IIA, IIA, einschließlich der Gesamthäufigkeiten der einzelnen FS. Fortsetzung auf nachfolgender Seite. 8 Anhang: Tab. 4A LI Anzahl der cFS/Bandenstadium BS 300-350 insg./ BS BS 400-500 insg./ BS BS 550-650 insg./ BS BS >650 insg./ BS Häufigk. insg. für alle BS Häufigk. (%) pro Gesamtanzahl an Brüchen cFS (Aph. induziert) zytogenet. Lokalisation IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS alle BS alle BS FRA11O 11q22 1 1 3 1 4 2 2 4 0 9 0,040 FRA11G 11q23.3 1 1 1 3 4 5 9 4 2 2 8 1 1 2 22 0,098 FRA12F 12p13 1 1 1 2 3 1 1 2 0 6 0,027 FRA12G 12p12 0 2 4 6 2 1 3 1 1 10 0,044 FRA12H 12p11.2 1 1 2 1 2 3 0 0 5 0,022 FRA12I 12p11/q11 1 1 2 6 8 1 4 5 2 2 16 0,071 FRA12A 12q13.1 1 1 1 4 3 8 1 2 4 7 1 1 17 0,075 FRA12J 12q14 0 0 1 2 3 1 1 4 0,018 FRA12K 12q15 1 1 2 2 3 3 2 1 3 9 0,040 FRA12B 12q21.3 7 1 8 26 8 6 40 13 10 6 29 2 1 2 5 82 0,364 FRA12L 12q23.1 3 3 7 2 9 3 6 5 14 0 26 0,115 FRA12E 12q24 4 1 3 8 12 14 11 37 6 6 6 18 1 1 2 65 0,288 FRA13F 13q12 0 0 0 0 0 0,000 FRA13A 13q13.2 15 7 2 24 63 45 23 131 28 32 19 79 2 1 2 5 239 1,061 FRA13G 13q14 1 1 2 3 1 4 1 1 2 0 8 0,036 FRA13C 13q21.2 1 1 6 2 6 14 4 5 2 11 2 2 28 0,124 FRA13E 13q22 1 1 4 4 2 10 2 6 2 10 0 21 0,093 FRA13H 13q31 0 2 2 1 1 0 3 0,013 FRA13D 13q32 1 2 3 6 10 3 19 4 7 3 14 1 3 4 40 0,178 FRA13I 13q34 3 1 4 10 4 3 17 9 6 7 22 1 1 1 3 46 0,204 FRA14D 14q11.2 0 1 1 1 1 2 0 3 0,013 FRA14E 14q13* 1 1 9 6 4 19 5 8 4 17 1 1 2 39 0,173 FRA14A 14q21.2 3 1 4 9 4 3 16 3 4 3 10 1 1 31 0,138 FRA14F 14q22 0 7 3 3 13 1 3 4 1 1 2 19 0,084 FRA14B 14q23 6 5 4 15 39 54 45 138 23 87 35 145 4 7 13 24 322 1,429 FRA14C 14q24.1 4 3 3 10 12 20 18 50 8 9 8 25 1 1 86 0,382 4A Tabelle der FS-Häufigkeiten in den verschiedenen Bandenstadien bzw. Suspensionen IA, IIA, IIA, einschließlich der Gesamthäufigkeiten der einzelnen FS. Fortsetzung auf nachfolgender Seite. 8 Anhang: Tab. 4A LII Anzahl der cFS/Bandenstadium BS 300-350 insg./ BS BS 400-500 insg./ BS BS 550-650 insg./ BS BS >650 insg./ BS Häufigk. insg. für alle BS Häufigk. (%) pro Gesamtanzahl an Brüchen cFS (Aph. induziert) zytogenet. Lokalisation IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS alle BS alle BS FRA14G 14q24.3 0 1 1 1 1 0 2 0,009 FRA14H 14q32* 1 1 4 3 7 1 1 0 9 0,040 FRA15C 15q11.2 0 1 1 2 1 1 0 3 0,013 FRA15B 15q13 1 1 2 6 2 8 1 1 1 1 12 0,053 FRA15D 15q15 2 2 4 9 2 15 2 1 3 0 20 0,089 FRA15E 15q21 0 1 2 3 1 1 2 0 5 0,022 FRA15A 15q22 1 1 5 2 5 12 1 1 2 1 2 3 18 0,080 FRA15 15q24 0 1 1 0 0 1 0,004 FRA15F 15q25 0 2 2 1 1 1 3 0 5 0,022 FRA15G 15q26 0 1 1 1 1 2 0 3 0,013 FRA16A 16p13.11 0 2 1 3 1 4 1 6 1 2 3 12 0,053 FRA16E 16p12.1 1 1 1 1 2 1 1 1 1 2 6 0,027 FRA16F 16p11/16q11 0 3 4 3 10 2 1 1 4 1 1 15 0,067 FRA16G 16q12* 0 1 1 2 2 2 1 1 5 0,022 FRA16H 16q13 0 2 2 0 0 2 0,009 FRA16I 16q21 0 1 1 1 1 0 2 0,009 FRA16C 16q22.1 4 5 9 14 18 17 49 9 23 15 47 1 3 1 5 110 0,488 FRA16D 16q23.2 78 36 18 132 283 443 110 836 133 381 146 660 17 26 36 79 1707 7,576 FRA16J 16q24 0 3 3 6 1 2 3 2 1 3 12 0,053 FRA17A 17p12 0 2 4 6 2 2 1 5 0 11 0,049 FRA17C 17p11/17q11 0 1 2 3 1 4 5 0 8 0,036 FRA17D 17q21 0 1 1 0 0 1 0,004 FRA17B 17q23.1 0 4 4 1 9 2 2 1 5 1 1 2 16 0,071 FRA17E 17q24~25* 3 3 10 12 4 26 5 9 8 22 1 2 3 54 0,240 FRA18D 18p11.3* 0 3 3 1 7 5 1 6 1 1 14 0,062 FRA18E 18q11.2 0 1 1 1 3 1 2 3 1 1 2 8 0,036 4A Tabelle der FS-Häufigkeiten in den verschiedenen Bandenstadien bzw. Suspensionen IA, IIA, IIA, einschließlich der Gesamthäufigkeiten der einzelnen FS. Fortsetzung auf nachfolgender Seite. 8 Anhang: Tab. 4A LIII Anzahl der cFS/Bandenstadium BS 300-350 insg./ BS BS 400-500 insg./ BS BS 550-650 insg./ BS BS >650 insg./ BS Häufigk. insg. für alle BS Häufigk. (%) pro Gesamtanzahl an Brüchen cFS (Aph. induziert) zytogenet. Lokalisation IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS alle BS alle BS FRA18A 18q12.2 2 1 5 8 29 18 3 50 18 23 8 49 0 107 0,475 FRA18B 18q21.3 3 2 1 6 7 7 6 20 3 8 4 15 0 41 0,182 FRA18C 18q22 1 1 2 2 2 1 5 3 1 4 8 0 15 0,067 FRA18F 18q23 2 2 1 2 2 5 1 2 3 1 1 11 0,049 FRA19B 19p13.1 0 1 3 4 2 2 4 0 8 0,036 FRA19C 19p11/q11 0 1 1 1 1 1 1 3 0,013 FRA19A 19q13 0 3 3 1 7 2 2 4 1 1 12 0,053 FRA20C 20p13 0 2 7 4 13 9 1 10 1 1 24 0,107 FRA20B 20p12.2 1 1 7 10 8 25 4 13 10 27 2 2 55 0,244 FRA20A 20p11.23 0 4 1 5 1 1 0 6 0,027 FRA20D 20q11.2* 0 1 2 3 1 1 2 0 5 0,022 FRA20E 20q13.1* 1 1 3 4 2 9 3 5 1 9 3 1 4 23 0,102 FRA20 20q13.3 0 0 1 1 0 1 0,004 FRA21 21q11.2 0 1 1 0 0 1 0,004 FRA21A 21q21* 0 1 1 2 1 2 3 0 5 0,022 FRA21B 21q22.1 1 1 3 1 1 5 1 3 4 1 1 11 0,049 FRA22B 22q12.2 2 2 4 12 10 4 26 5 13 11 29 3 3 62 0,275 FRA22A 22q13.2 3 3 17 10 4 31 5 28 5 38 1 1 2 74 0,328 FRAXB Xp22.31 70 24 30 124 261 267 130 658 93 201 116 410 13 13 20 46 1238 5,494 FRAXG Xp11.2* 0 1 1 1 1 0 2 0,009 FRAXH Xp11/q11 1 1 7 5 12 4 9 2 15 1 2 3 31 0,138 FRAXI Xq13* 2 2 11 6 2 19 2 8 4 14 1 1 2 37 0,164 FRAXC Xq22.1 31 13 8 52 109 90 40 239 40 83 44 167 6 3 11 20 478 2,121 FRAXJ Xq25 1 1 3 1 4 1 2 1 4 1 1 10 0,044 FRAXK Xq26* 0 1 1 2 0 0 2 0,009 FRAXD Xq27.2 2 1 1 4 7 17 2 26 2 14 16 1 1 47 0,209 4A Tabelle der FS-Häufigkeiten in den verschiedenen Bandenstadien bzw. Suspensionen IA, IIA, IIA, einschließlich der Gesamthäufigkeiten der einzelnen FS. Fortsetzung auf nachfolgender Seite. 8 Anhang: Tab. 4A LIV Anzahl der cFS/Bandenstadium BS 300-350 insg./ BS BS 400-500 insg./ BS BS 550-650 insg./ BS BS >650 insg./ BS Häufigk. insg. für alle BS Häufigk. (%) pro Gesamtanzahl an Brüchen cFS (Aph. induziert) zytogenet. Lokalisation IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS IIIA IA IIA BS alle BS alle BS FRAXE Xq28 0 1 1 1 1 1 1 2 4 0,018 FRAYA Yq12 nicht beurteilt Summe an FS insgesamt: 1344 516 358 2218 4978 4625 2032 11635 2059 3806 1871 7736 282 260 406 948 22537 Gesamtanzahl an MPP: 25.000 5-Azacytidin- Typ BrdU-Typ Distamycin ATyp Folsäure-Typ Borgaonkar, 1994 Kuwano et al., 1988 Simonic und Gericke, 1996 (*: als sporadisch auftretend beschrieben) neue bisher nicht beschriebene FS Aphinduziert (NCBI 36.3) Legende: Aph: Aphidicolin; BrdU: Bromdesoxy-Uridin; BS: Bandenstadium; IA, IIA, IIIA: Lymphozytensuspension Aphidicolin-induziert Proband I, II, III; cFS: „common fragile site“; MPP: Metaphase(platte); fett gedruckte Schrift der Benennung von FS (sind nicht in der NCBI 36.3 aufgeführt, aber mit dieser Buchstabenbenennung veröffentlicht), FRA2L (Schuffenhauer et al., 1996), FRA4F (Rozier et al., 2004), FRA6H (Fechter et al., 2007b), FRA7K (Helmrich et al., 2007), FRA9G (Sawinska et al., 2007), FRA15B (Karadeniz et al., 2003), FRA18C (Debacker et al., 2007); keine Buchstaben-Benennung: Einzelzellaberration. 4A Tabelle der FS-Häufigkeiten in den verschiedenen Bandenstadien bzw. Suspensionen IA, IIA, IIA, einschließlich der Gesamthäufigkeiten der einzelnen FS. 8 Anhang: Tab. 5A LV 5A Tabelle aller identifizierten FS in unterschiedlichen Bandenstadien (BS) in der Suspension IA, einschließlich des prozentualen Anteils. IA FS Zytogenet. Bande BS 300- 350 % BS 400-500 % BS 550-650 % BS >650 % Brüche insg. % FRA1A 1p36 2 0,017 17 0,140 15 0,124 2 0,017 36 0,297 FRA1 1p34 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0,000 FRA1B 1p32 5 0,041 55 0,454 37 0,305 5 0,041 102 0,842 FRA1C 1p31.2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA1L 1p31 3 0,025 28 0,231 20 0,165 1 0,008 52 0,429 FRA1D 1p22 0 0 0 0 1 0,008 0 0 1 0,008 FRA1M 1p21.3 7 0,058 118 0,974 116 0,957 12 0,099 253 2,088 FRA1E 1p21.2 0 0 2 0,017 3 0,025 0 0 5 0,041 FRA1N 1p13 0 0 1 0,008 0 0 0 0 1 0,008 FRA1O 1p11/q11 3 0,025 23 0,190 15 0,124 1 0,008 42 0,347 FRA1J 1q12 0 0 5 0,041 6 0,050 1 0,008 12 0,099 FRA1F 1q21 1 0,008 7 0,058 3 0,025 0 0 11 0,091 FRA1P 1q23 0 0 0 0 0 0 1 0,008 1 0,008 FRA1G 1q25.1 2 0,017 25 0,206 26 0,215 4 0,033 57 0,470 FRA1K 1q31 0 0 2 0,017 7 0,058 1 0,008 10 0,083 FRA1Q 1q32 0 0 5 0,041 2 0,017 0 0 7 0,058 FRA1R 1q41 2 0,017 4 0,033 1 0,008 0 0 7 0,058 FRA1H 1q42 1 0,008 3 0,025 5 0,041 1 0,008 10 0,083 FRA1S 1q43 0 0 1 0,008 0 0 0 0 1 0,008 FRA1I 1q44 10 0,083 97 0,801 115 0,949 9 0,074 231 1,906 FRA2M 2p25 0 0 4 0,033 6 0,050 0 0 10 0,083 FRA2C 2p24.2 7 0,058 99 0,817 50 0,413 7 0,058 163 1,345 FRA2N 2p22~23 0 0 5 0,041 4 0,033 0 0 9 0,074 FRA2O 2p21 1 0,008 1 0,008 3 0,025 0 0 5 0,041 FRA2D 2p16.2 11 0,091 93 0,768 80 0,660 6 0,050 190 1,568 FRA2P 2p15 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA2O 2p14 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA2E 2p13 2 0,017 11 0,091 6 0,050 1 0,008 20 0,165 FRA2L 2p11.2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA2R 2p11/2q11 2 0,017 6 0,050 5 0,041 0 0 13 0,107 FRA2A 2q11.2 0 0 0 4 0,033 0 0 4 0,033 FRA2B 2q13 0 0 3 0,025 1 0,008 0 0 4 0,033 FRA2 2q14.2~14. 3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA2F 2q21.3 4 0,033 60 0,495 33 0,272 3 0,025 100 0,825 FRA2K 2q22.3 5 0,041 22 0,182 17 0,140 0 0 44 0,363 FRA2U 2q23 0 0 4 0,033 1 0,008 0 0 5 0,041 FRA2T 2q24 0 0 4 0,033 4 0,033 0 0 8 0,066 FRA2G 2q31 1 0,008 8 0,066 11 0,091 1 0,008 21 0,173 FRA2H 2q32.1 29 0,239 182 1,502 139 1,147 9 0,074 359 2,963 FRA2I 2q33 11 0,091 104 0,858 73 0,602 1 0,008 189 1,560 FRA2U 2q35 1 0,008 7 0,058 3 0,025 0 0 11 0,091 FRA2J 2q37.3 2 0,017 22 0,182 18 0,149 4 0,033 46 0,380 FRA3E 3p26 0 0 13 0,107 14 0,116 1 0,008 28 0,231 FRA3F 3p25 2 0,017 9 0,074 3 0,025 2 0,017 16 0,132 FRA3A 3p24.2 10 0,083 35 0,289 29 0,239 2 0,017 76 0,627 FRA3G 3p22 0 0 0 0 1 0,008 0 0 1 0,008 FRA3H 3p21 1 0,008 10 0,083 9 0,074 0 0 20 0,165 Fortsetzung auf nachfolgender Seite. 8 Anhang: Tab. 5A LVI IA FS Zytogenet. Bande BS 300- 350 % BS 400-500 % BS 550-650 % BS >650 % Brüche insg. % FRA3B 3p14.2 71 0,586 751 6,198 544 4,490 24 0,198 1390 11,471 FRA3I 3p13 1 0,008 7 0,058 5 0,041 0 0 13 0,107 FRA3J 3p/q11 0 0 5 0,041 3 0,025 0 0 8 0,066 FRA3K 3q12 0 0 1 0,008 1 0,008 0 0 2 0,017 FRA3L 3q13.3 1 0,008 28 0,231 24 0,198 2 0,017 55 0,454 FRA3M 3q21 0 0 0 0 3 0,025 0 0 3 0,025 FRA3N 3q22 0 0 2 0,017 3 0,025 0 0 5 0,041 FRA3 3q23 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0,000 FRA3D 3q25 3 0,025 15 0,124 22 0,182 1 0,008 41 0,338 FRA3C 3q27 8 0,066 45 0,371 45 0,371 4 0,033 102 0,842 FRA3P 3q28~29 1 0,008 1 0,008 0 0 0 0 2 0,017 FRA3Q 3q29 0 0 0 0 1 0,008 0 0 1 0,008 FRA4A 4p16.1 1 0,008 32 0,264 20 0,165 3 0,025 56 0,462 FRA4D 4p15 2 0,017 5 0,041 2 0,017 1 0,008 10 0,083 FRA4G 4p14 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA4H 4p12 0 0 2 0,017 2 0,017 0 0 4 0,033 FRA4B 4q12 1 0,008 5 0,041 5 0,041 0 0 11 0,091 FRA4I 4q21 1 0,008 4 0,033 4 0,033 1 0,008 10 0,083 FRA4F 4q22 5 0,041 34 0,281 17 0,140 1 0,008 57 0,470 FRA4E 4q27 4 0,033 14 0,116 6 0,050 2 0,017 26 0,215 FRA4C 4q31.1 25 0,206 135 1,114 92 0,759 8 0,066 260 2,146 FRA4 4q32 0 0 0 0 1 0,008 0 0 1 0,008 FRA4K 4q33 0 0 1 0,008 0 0 0 0 1 0,008 FRA4L 4q34~35 0 0 1 0,008 3 0,025 0 0 4 0,033 FRA4M 4q35 0 0 1 0,008 1 0,008 0 0 2 0,017 FRA5H 5p15 0 0 7 0,058 6 0,050 0 0 13 0,107 FRA5E 5p14 3 0,025 22 0,182 7 0,058 3 0,025 35 0,289 FRA5A 5p13 2 0,017 8 0,066 7 0,058 0 17 0,140 FRA5I 5p11/5q11 2 0,017 11 0,091 12 0,099 1 0,008 26 0,215 FRA5J 5q12 0 0 1 0,008 0 0 0 0 1 0,008 FRA5K 5q13 1 0,008 6 0,050 6 0,050 0 0 13 0,107 FRA5L 5q14 0 0 3 0,025 6 0,050 1 0,008 10 0,083 FRA5D 5q15 11 0,091 59 0,487 20 0,165 0 90 0,743 FRA5F 5q21 2 0,017 15 0,124 12 0,099 1 0,008 30 0,248 FRA5M 5q22 0 0 1 0,008 0 0 0 0 1 0,008 FRA5N 5q23 0 0 1 0,008 1 0,008 0 0 2 0,017 FRA5C 5q31.1 2 0,017 19 0,157 19 0,157 2 0,017 42 0,347 FRA5O 5q33 0 0 0 0 1 0,008 0 0 1 0,008 FRA5P 5q34 0 0 1 0,008 1 0,008 0 0 2 0,017 FRA5G 5q35 1 0,008 6 0,050 4 0,033 2 0,017 13 0,107 FRA6B 6p25.1 5 0,041 41 0,338 36 0,297 2 0,017 84 0,693 FRA6A 6p23 0 0 0 0 2 0,017 0 0 2 0,017 FRA6C 6p22.2 0 0 1 0,008 4 0,033 0 0 5 0,041 FRA6H 6p21.1 0 0 4 0,033 7 0,058 0 0 11 0,091 FRA6I 6p11/q11 2 0,017 4 0,033 7 0,058 1 0,008 14 0,116 FRA6D 6q13 1 0,008 1 0,008 2 0,017 0 0 4 0,033 FRA6G 6q15 0 0 3 0,025 3 0,025 0 0 6 0,050 FRA6J 6q16.3 0 0 2 0,017 0 0 0 0 2 0,017 FRA6F 6q21 7 0,058 27 0,223 22 0,182 0 0 56 0,462 FRA6K 6q22 2 0,017 8 0,066 8 0,066 0 0 18 0,149 Fortsetzung auf nachfolgender Seite. 8 Anhang: Tab. 5A LVII IA FS Zytogenet. Bande BS 300- 350 % BS 400-500 % BS 550-650 % BS >650 % Brüche insg. % FRA6L 6q23 1 0,008 8 0,066 1 0,008 0 0 10 0,083 FRA6M 6q25 1 0,008 4 0,033 4 0,033 2 0,017 11 0,091 FRA6E 6q26 21 0,173 153 1,263 128 1,056 4 0,033 306 2,525 FRA7B 7p22 2 0,017 21 0,173 30 0,248 3 0,025 56 0,462 FRA7L 7p21 0 0 1 0,008 0 0 0 0 1 0,008 FRA7C 7p14.2 3 0,025 33 0,272 21 0,173 1 0,008 58 0,479 FRA7D 7p13 2 0,017 23 0,190 27 0,223 3 0,025 55 0,454 FRA7A 7p11.2 0 0 1 0,008 0 0 2 0,017 3 0,025 FRA7J 7q11(.23) 8 0,066 49 0,404 26 0,215 0 0 83 0,685 FRA7E 7q21.2 1 0,008 11 0,091 7 0,058 2 0,017 21 0,173 FRA7F 7q22 0 0 5 0,041 1 0,008 0 0 6 0,050 FRA7K+(F) 7q22~31.1 21 0,173 160 1,320 100 0,825 9 0,074 290 2,393 FRA7G 7q31.2 0 0 4 0,033 3 0,025 1 0,008 8 0,066 FRA7H 7q32.3 11 0,091 91 0,751 104 0,858 8 0,066 214 1,766 FRA7M 7q34 2 0,017 7 0,058 11 0,091 0 0 20 0,165 FRA7I 7q36 0 0 5 0,041 3 0,025 0 0 8 0,066 FRA8G 8p23 0 0 3 0,025 4 0,033 0 0 7 0,058 FRA8H 8p21 0 0 1 0,008 1 0,008 0 0 2 0,017 FRA8I 8p11/q11 1 0,008 5 0,041 7 0,058 0 0 13 0,107 FRA8F 8q13 0 0 0 0 1 0,008 0 0 1 0,008 FRA8J 8q21.3 0 0 0 0 2 0,017 0 0 2 0,017 FRA8B 8q22.1 1 0,008 27 0,223 34 0,281 0 0 62 0,512 FRA8A 8q22.3 0 0 0 0 1 0,008 0 0 1 0,008 FRA8C 8q24.1 3 0,025 30 0,248 27 0,223 2 0,017 62 0,512 FRA8D 8q24.3 0 0 2 0,017 8 0,066 1 0,008 11 0,091 FRA9H 9p24 0 0 2 0,017 2 0,017 0 0 4 0,033 FRA9G 9p22 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA9A 9p21 1 0,008 7 0,058 5 0,041 0 0 13 0,107 FRA9I 9p13 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0,000 FRA9F 9q12 0 0 22 0,182 18 0,149 2 0,017 42 0,347 FRA9K 9q21 1 0,008 4 0,033 2 0,017 0 0 7 0,058 FRA9D 9q22.1 1 0,008 15 0,124 12 0,099 0 0 28 0,231 FRA9L 9q31 0 0 0 0 1 0,008 0 0 1 0,008 FRA9B 9q32 5 0,041 65 0,536 49 0,404 0 0 119 0,982 FRA9M 9q33 0 0 0 0 2 0,017 0 0 2 0,017 FRA9N 9q34 1 0,008 5 0,041 2 0,017 1 0,008 9 0,074 FRA10H 10p15 1 0,008 4 0,033 1 0,008 0 0 6 0,050 FRA10I 10p12~13 1 0,008 1 0,008 2 0,017 0 0 4 0,033 FRA10J 10p11.2 0 0 2 0,017 4 0,033 0 0 6 0,050 FRA10G 10q11.2 1 0,008 9 0,074 6 0,050 0 0 16 0,132 FRA10C 10q21 0 0 4 0,033 5 0,041 0 0 9 0,074 FRA10D 10q22.1 3 0,025 16 0,132 6 0,050 0 0 25 0,206 FRA10A 10q23.3 0 0 3 0,025 2 0,017 0 0 5 0,041 FRA10K 10q24.2 0 0 5 0,041 3 0,025 0 0 8 0,066 FRA10E 10q25.2 0 0 7 0,058 7 0,058 0 0 14 0,116 FRA10F 10q26.1 1 0,008 11 0,091 10 0,083 1 0,008 23 0,190 FRA11J 11p15.3~p 15.4 0 0 3 0,025 1 0,008 0 0 4 0,033 FRA11C 11p15.1 5 0,041 25 0,206 22 0,182 1 0,008 53 0,437 FRA11D 11p14.2 5 0,041 40 0,330 34 0,281 1 0,008 80 0,660 FRA11E 11p13 3 0,025 32 0,264 29 0,239 3 0,025 67 0,553 Fortsetzung auf nachfolgender Seite. 8 Anhang: Tab. 5A LVIII IA FS Zytogenet. Bande BS 300- 350 % BS 400-500 % BS 550-650 % BS >650 % Brüche insg. % FRA11K 11p12 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA11L 11p11.2 0 0 1 0,008 1 0,008 0 0 2 0,017 FRA11M 11p11/q11 0 0 7 0,058 3 0,025 0 0 10 0,083 FRA11H 11q13.3 1 0,008 7 0,058 2 0,017 0 0 10 0,083 FRA11F 11q14.2 12 0,099 64 0,528 55 0,454 6 0,050 137 1,131 FRA11N 11q21 0 0 5 0,041 8 0,066 1 0,008 14 0,116 FRA11O 11q22 0 0 0 0 2 0,017 0 0 2 0,017 FRA11G 11q23.3 1 0,008 5 0,041 2 0,017 1 0,008 9 0,074 FRA12F 12p13 0 0 2 0,017 0 0 0 0 2 0,017 FRA12G 12p12 0 0 4 0,033 0 0 0 0 4 0,033 FRA12H 12p11.2 1 0,008 1 0,008 0 0 0 0 2 0,017 FRA12I 12p/q11 0 0 6 0,050 4 0,033 0 0 10 0,083 FRA12A 12q13.1 0 0 4 0,033 2 0,017 0 0 6 0,050 FRA12J 12q14 0 0 0 0 1 0,008 0 0 1 0,008 FRA12K 12q15 1 0,008 0 0 3 0,025 1 0,008 5 0,041 FRA12B 12q21.3 0 0 8 0,066 10 0,083 1 0,008 19 0,157 FRA12L 12q23.1 0 0 0 0 6 0,050 0 0 6 0,050 FRA12E 12q24 1 0,008 14 0,116 6 0,050 0 0 21 0,173 FRA13A 13q13.2 7 0,058 45 0,371 32 0,264 1 0,008 85 0,701 FRA13G 13q14 0 0 1 0,008 1 0,008 0 0 2 0,017 FRA13C 13q21.2 0 0 2 0,017 5 0,041 0 0 7 0,058 FRA13E 13q22 1 0,008 4 0,033 6 0,050 0 0 11 0,091 FRA13G 13q31 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA13D 13q32 0 0 10 0,083 7 0,058 1 0,008 18 0,149 FRA13I 13q34 0 0 4 0,033 6 0,050 1 0,008 11 0,091 FRA14D 14q11.2 0 0 1 0,008 1 0,008 0 0 2 0,017 FRA14E 14q13 0 0 6 0,050 8 0,066 0 0 14 0,116 FRA14A 14q21.2 0 0 4 0,033 4 0,033 0 0 8 0,066 FRA14F 14q22 0 0 3 0,025 1 0,008 0 0 4 0,033 FRA14B 14q23 5 0,041 54 0,446 87 0,718 7 0,058 153 1,263 FRA14C 14q24.1 3 0,025 20 0,165 9 0,074 0 0 32 0,264 FRA14G 14q24.3 0 0 0 0 1 0,008 0 0 1 0,008 FRA14H 14q32 1 0,008 0 0 1 0,008 0 0 2 0,017 FRA15C 15q11.2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA15B 15q13 1 0,008 2 0,017 1 0,008 0 0 4 0,033 FRA15D 15q15 0 0 9 0,074 2 0,017 0 0 11 0,091 FRA15 15q21 0 0 1 0,008 1 0,008 0 0 2 0,017 FRA15A 15q22 1 0,008 2 0,017 0 0 0 0 3 0,025 FRA15E 15q24 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA15F 15q25 0 0 0 0 1 0,008 0 0 1 0,008 FRA15G 15q26 0 0 1 0,008 1 0,008 0 0 2 0,017 FRA16A 16p13.11 0 0 2 0,017 4 0,033 1 0,008 7 0,058 FRA16E 16p12.1 0 0 1 0,008 1 0,008 1 0,008 3 0,025 FRA16F 16p11/16q 11 0 0 4 0,033 1 0,008 0 0 5 0,041 FRA16G 16q12 0 0 1 0,008 2 0,017 1 0,008 4 0,033 FRA16H 16q13 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA16I 16q21.3 0 0 0 0 1 1 0 0 1 0,008 FRA16C 16q22.1 5 0,041 18 0,149 23 0,190 3 0,025 49 0,404 FRA16D 16q23.2 36 0,297 443 3,656 381 3,144 26 0,215 886 7,312 FRA16J 16q24 0 0 3 0,025 1 0,008 2 0,017 6 0,050 Fortsetzung auf nachfolgender Seite. 8 Anhang: Tab. 5A LIX IA FS Zytogenet. Bande BS 300- 350 % BS 400-500 % BS 550-650 % BS >650 % Brüche insg. % FRA17A 17p12 0 0 0 0 2 0,017 0 0 2 0,017 FRA17C 17p11/17q 11 0 0 2 0,017 4 0,033 0 0 6 0,050 FRA17D 17q21 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA17B 17q23.1 0 0 4 0,033 2 0,017 1 0,008 7 0,058 FRA17E 17q24~25 0 0 12 0,099 9 0,074 2 0,017 23 0,190 FRA18D 18p11.3 0 0 3 0,025 5 0,041 0 0 8 0,066 FRA18E 18q11.2 0 0 1 0,008 2 0,017 1 0,008 4 0,033 FRA18A 18q12.2 1 0,008 18 0,149 23 0,190 0 0 42 0,347 FRA18B 18q21.3 2 0,017 7 0,058 8 0,066 0 0 17 0,140 FRA18C 18q22 0 0 2 0,017 1 0,008 0 0 3 0,025 FRA18F 18q23 0 0 2 0,017 2 0,017 0 0 4 0,033 FRA19B 19p13.1 0 0 3 0,025 0 0 0 0 3 0,025 FRA19C 19p/q11 0 0 0 0 1 0,008 0 0 1 0,008 FRA19A 19q13 0 0 3 0,025 2 0,017 0 0 5 0,041 FRA20C 20p13 0 0 7 0,058 9 0,074 0 0 16 0,132 FRA20B 20p12.2 0 0 10 0,083 13 0,107 0 0 23 0,190 FRA20A 20p11.23 0 0 4 0,033 0 0 0 0 4 0,033 FRA20D 20q11.2 0 0 2 0,017 1 0,008 0 0 3 0,025 FRA20E 20q13.1 0 0 4 0,033 5 0,041 0 0 9 0,074 FRA20 20q13.3 0 0 0 0 1 0,008 0 0 1 0,008 FRA21 21q11.2 0 0 1 0,008 0 0 0 0 1 0,008 FRA21A 21q21 0 0 1 0,008 2 0,017 0 0 3 0,025 FRA21B 21q22.1 0 0 1 0,008 1 0,008 1 0,008 3 0,025 FRA22B 22q12.2 0 0 10 0,083 13 0,107 0 0 23 0,190 FRA22A 22q13.2 0 0 10 0,083 28 0,231 0 0 38 0,314 FRAXB Xp22.31 24 0,198 267 2,204 201 1,659 13 0,107 505 4,168 FRAXG Xp11.2 0 0 0 0 1 0,008 0 0 1 0,008 FRAXH Xp11/q11 1 0,008 5 0,041 9 0,074 2 0,017 17 0,140 FRAXI Xq13 0 0 6 0,050 8 0,066 0 0 14 0,116 FRAXC Xq22.1 13 0,107 90 0,743 83 0,685 3 0,025 189 1,560 FRAXJ Xq25 0 0 1 0,008 2 0,017 0 0 3 0,025 FRAXK Xq26 0 0 1 0,008 0 0 0 0 1 0,008 FRAXD Xq27.2 1 0,008 17 0,140 14 0,116 0 0 32 0,264 FRAXE Xq28 0 0 1 0,008 1 0,008 1 0,008 3 0,025 Summe 516 4625 3806 260 9207 Mittelwert 2 0,018 20 0,165 16 0,140 1 0,009 Standadabweichung 7 0,054 65 0,532 50 0,414 3 0,025 8 Anhang: Tab. 6A LX 6A Tabelle aller identifizierten FS in unterschiedlichen Bandenstadien (BS) in der Suspension IIA, einschließlich des prozentualen Anteils. IIA FS Zytogenet. Bande BS 300-350 % BS 400-500 % BS 550-650 % BS >650 % Brüche insg. % FRA1A 1p36 2 0,041 7 0,144 6 0,124 1 0,021 15 0,312 FRA1 1p34 0 0 1 0,021 0 0 0 0 1 0,021 FRA1B 1p32 1 0,021 38 0,783 26 0,536 5 0,103 66 1,351 FRA1C 1p31.2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0,000 FRA1L 1p31 1 0,021 8 0,165 9 0,185 1 0,021 18 0,375 FRA1D 1p22 0 0,000 0 0,000 0 0 0 0 0 0 FRA1M 1p21.3 13 0,268 75 1,546 83 1,711 11 0,227 173 3,560 FRA1E 1p21.2 0 0 1 0,021 1 0,021 0 0 2 0,042 FRA1N 1p13 0 0 0 0 1 0,021 0 0 1 0,021 FRA1O 1p11/q11 4 0,082 9 0,185 9 0,185 3 0,062 22 0,457 FRA1J 1q12 0 0 1 0,021 0 0 1 0,021 1 0,021 FRA1F 1q21 0 0 5 0,103 1 0,021 0 0 6 0,124 FRA1P 1q23 1 0,021 0 0 1 0,021 0 0 2 0,042 FRA1G 1q25.1 2 0,041 26 0,536 19 0,392 4 0,082 47 0,977 FRA1K 1q31 0 0 4 0,082 1 0,021 0 0 5 0,103 FRA1Q 1q32 0 0 4 0,082 0 0 0 0 4 0,082 FRA1R 1q41 0 0 0 0 1 0,021 1 0,021 1 0,021 FRA1H 1q42 0 0 1 0,021 1 0,021 0 0 2 0,042 FRA1S 1q43 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA1I 1q44 2 0,041 52 1,072 74 1,525 18 0,371 130 2,670 FRA2M 2p25 2 0,041 1 0,021 3 0,062 1 0,021 6 0,125 FRA2C 2p24.2 4 0,082 25 0,515 27 0,556 6 0,124 57 1,166 FRA2N 2p22~23 0 0 2 0,041 2 0,041 0 0 4 0,083 FRA2O 2p21 0 0 0 0 1 0,021 0 0 1 0,021 FRA2D 2p16.2 6 0,124 27 0,556 39 0,804 9 0,185 73 1,500 FRA2P 2p15 0 0 0 0 2 0,041 0 0 2 0,042 FRA2Q 2p14 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA2E 2p13 0 0 5 0,103 5 0,103 1 0,021 10 0,208 FRA2L 2p11.2 0 0 4 0,082 4 0,082 1 0,021 8 0,167 FRA2R 2p11/2q11 2 0,041 2 0,041 2 0,041 1 0,021 6 0,125 FRA2A 2q11.2 0 0 4 0,082 0 0 0 0 4 0,082 FRA2B 2q13 0 0 3 0,062 3 0,062 0 0 6 0,125 FRA2 2q14.2~14.3 0 0 0 0 1 0,021 0 0 1 0,021 FRA2F 2q21.3 1 0,021 24 0,495 16 0,330 3 0,062 41 0,852 FRA2K 2q22.3 2 0,041 11 0,227 20 0,412 1 0,021 33 0,689 FRA2S 2q23 1 0,021 3 0,062 0 0 0 0 4 0,082 FRA2T 2q24 0 0 0 0 1 0,021 1 0,021 1 0,021 FRA2G 2q31 2 0,041 4 0,082 2 0,041 4 0,082 8 0,166 FRA2H 2q32.1 17 0,350 74 1,525 49 1,010 6 0,124 141 2,906 FRA2I 2q33 6 0,124 27 0,556 25 0,515 6 0,124 59 1,206 FRA2U 2q35 1 0,021 0 0 2 0,041 1 0,021 3 0,063 FRA2J 2q37.3 5 0,103 9 0,185 9 0,185 4 0,082 23 0,478 FRA3E 3p26 1 0,021 8 0,165 12 0,247 0 0 21 0,438 FRA3F 3p25 3 0,062 10 0,206 4 0,082 1 0,021 17 0,352 FRA3A 3p24.2 2 0,041 19 0,392 11 0,227 1 0,021 32 0,664 FRA3G 3p22 0 0 0 0 2 0,041 0 0 2 0,042 FRA3H 3p21 0 0 5 0,103 3 0,062 2 0,041 8 0,166 FRA3B 3p14.2 53 1,092 256 5,276 233 4,802 48 0,989 547 11,270 Fortsetzung auf nachfolgender Seite. 8 Anhang: Tab. 6A LXI IIA FS Zytogenet. Bande BS 300-350 % BS 400-500 % BS 550-650 % BS >650 % Brüche insg. % FRA3I 3p13 0 0 4 0,082 3 0,062 1 0,021 7 0,146 FRA3J 3p/q11 0 0 3 0,062 0 0 0 0 3 0,062 FRA3K 3q12 0 0 2 0,041 1 0,021 0 0 3 0,062 FRA3L 3q13.3 4 0,082 12 0,247 6 0,124 2 0,041 22 0,456 FRA3M 3q21 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA3N 3q22 0 0 1 0,021 0 0 0 0 1 0,021 FRA3 3q23 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA3D 3q25 2 0,041 10 0,206 9 0,185 1 0,021 21 0,437 FRA3C 3q27 4 0,082 14 0,289 24 0,495 4 0,082 42 0,876 FRA3P 3q28~29 1 0,021 1 0,021 0 0,000 1 0,021 2 0,041 FRA3Q 3q29 0 0 1 0,021 0 0 0 0 1 0,021 FRA4A 4p16.1 4 0,082 8 0,165 12 0,247 4 0,082 24 0,500 FRA4D 4p15 0 0 0 0 2 0,041 1 0,021 2 0,042 FRA4G 4p14 0 0 2 0,041 1 0,021 0 0 3 0,062 FRA4H 4p12 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA4B 4q12 0 0 4 0,082 2 0,041 1 0,021 6 0,125 FRA4I 4q21 2 0,041 17 0,350 13 0,268 2 0,041 32 0,665 FRA4F 4q22 6 0,124 11 0,227 6 0,124 0 0 23 0,477 FRA4E 4q27 3 0,062 8 0,165 4 0,082 0 0 15 0,311 FRA4C 4q31.1 6 0,124 41 0,845 28 0,577 5 0,103 76 1,558 FRA4 4q32 0 0,000 0 0,000 0 0,000 0 0,000 0 0 FRA4K 4q33 1 0,021 0 0 0 0 0 0 1 0,021 FRA4L 4q34~35 0 0,000 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA4M 4q35 1 0,021 0 0 1 0,021 1 0,021 3 0,062 FRA5H 5p15 2 0,041 2 0,041 1 0,021 0 0 5 0,103 FRA5E 5p14 1 0,021 6 0,124 4 0,082 2 0,041 13 0,268 FRA5A 5p13 1 0,021 6 0,124 3 0,062 0 0 10 0,207 FRA5I 5p11/5q11 1 0,021 7 0,144 6 0,124 1 0,021 15 0,309 FRA5J 5q12 0 0 1 0,021 1 0,021 1 0,021 3 0,062 FRA5K 5q13 0 0 3 0,062 3 0,062 0 0 6 0,125 FRA5L 5q14 0 0 2 0,041 1 0,021 0 0 3 0,062 FRA5D 5q15 10 0,206 24 0,495 5 0,103 0 0 39 0,806 FRA5F 5q21 3 0,062 23 0,474 18 0,371 4 0,082 48 0,989 FRA5M 5q22 0 0 1 0,021 1 0,021 0 0,000 2 0,042 FRA5N 5q23 1 0,021 0 0 0 0 0 0 1 0,021 FRA5C 5q31.1 1 0,021 8 0,165 6 0,124 1 0,021 16 0,330 FRA5O 5q33 0 0 1 0,021 1 0,021 1 0,021 2 0,042 FRA5P 5q34 0 0 1 0,021 0 0 0 0 1 0,021 FRA5G 5q35 0 0 3 0,062 3 0,062 0 0 6 0,125 FRA6B 6p25.1 5 0,103 32 0,660 42 0,866 7 0,144 87 1,793 FRA6A 6p23 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA6C 6p22.2 0 0 1 0,021 5 0,103 0 0 6 0,126 FRA6H 6p21.1 0 0 3 0,062 5 0,103 0 0 8 0,167 FRA6I 6p11/q11 1 0,021 4 0,082 2 0,041 1 0,021 8 0,165 FRA6D 6q13 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA6G 6q15 2 0,041 2 0,041 4 0,082 2 0,041 10 0,206 FRA6J 6q16.3 0 0 0 0 2 0,041 0 0 2 0,042 FRA6F 6q21 2 0,041 11 0 7 0,144 1 0,021 21 0,433 FRA6K 6q22 0 7 0,144 10 0,206 2 0,041 18 0,371 FRA6L 6q23 2 0,041 2 0,041 1 0,021 1 0,021 6 0,124 FRA6M 6q25 2 0,041 4 0,082 1 0,021 1 0,021 8 0,165 Fortsetzung auf nachfolgender Seite. 8 Anhang: Tab. 6A LXII IIA FS Zytogenet. Bande BS 300-350 % BS 400-500 % BS 550-650 % BS >650 % Brüche insg. % FRA6E 6q26 5 0,103 19 0,392 25 0,515 10 0,206 59 1,216 FRA7B 7p22 1 0,021 8 0,165 37 0,763 15 0,309 52 1,072 FRA7L 7p21 0 0 1 0,021 0 0 0 0 1 0,021 FRA7C 7p14.2 2 0,041 13 0,268 4 0,082 1 0,021 20 0,412 FRA7D 7p13 0 0 10 0,206 6 0,124 1 0,021 16 0,332 FRA7A 7p11.2 0 0 0 0 2 0,041 0 0 2 0,042 FRA7J 7q11(.23) 2 0,041 22 0,453 6 0,124 3 0,062 33 0,680 FRA7E 7q21.2 2 0,041 8 0,165 7 0,144 0 0 17 0,353 FRA7F 7q22 1 0,021 4 0,082 1 0,021 0 0 6 0,124 FRA7K+( F) 7q22~31.1 13 0,268 81 1,669 49 1,010 6 0,124 150 3,092 FRA7G 7q31.2 1 0,021 0,000 5 0,103 1 0,021 7 0,144 FRA7H 7q32.3 5 0,103 73 1,505 67 1,381 12 0,247 158 3,256 FRA7M 7q34 2 0,041 17 0,350 14 0,289 1 0,021 34 0,701 FRA7I 7q36 0 0 2 0,041 1 0,021 0 0 3 0,062 FRA8G 8p23 0 0 0 0 1 0,021 0 0 1 0,021 FRA8H 8p21 1 0,021 2 0,041 0 0 0 0 3 0,062 FRA8I 8p11/q11 0 0 9 0,185 3 0,062 4 0,082 16 0,330 FRA8F 8q13 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA8J 8q21.3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA8B 8q22.1 1 0,021 30 0,618 14 0,289 6 0,124 51 1,051 FRA8A 8q22.3 0 0 1 0,021 0 0 0 1 0,021 FRA8C 8q24.1 3 0,062 20 0,412 23 0,474 8 0,165 54 1,113 FRA8D 8q24.3 0 0 4 0,082 8 0,165 0 0 12 0,251 FRA9H 9p24 0 0 1 0,021 0 0 0 0 1 0,021 FRA9G 9p22 0 0 1 0,021 1 0,021 0 0 2 0,042 FRA9A 9p21 0 0 3 0,062 0 0,000 0 0 3 0,062 FRA9I 9p13 0 0 1 0,021 1 0,021 0 0 2 0,042 FRA9F 9q12 2 0,041 11 0,227 9 0,185 1 0,021 23 0,474 FRA9K 9q21 0 0 3 0,062 3 0,062 0 0 6 0,125 FRA9D 9q22.1 1 0,021 4 0,082 1 0,021 0 0 6 0,124 FRA9L 9q31 0 0 1 0,021 1 0,021 0 0 2 0,042 FRA9B 9q32 3 0,062 24 0,495 28 0,577 3 0,062 59 1,216 FRA9M 9q33 0 0 2 0,041 2 0,041 0 0 4 0,083 FRA9N 9q34 1 0,021 4 0,082 4 0,082 0 0 9 0,187 FRA10H 10p15 1 0,021 4 0,082 3 0,062 1 0,021 9 0,185 FRA10I 10p12~13 1 0,021 3 0,062 0 0 0 0 4 0,082 FRA10J 10p11.2 0 0 1 0,021 2 0,041 0 0 3 0,063 FRA10G 10q11.2 0 0 1 0,021 2 0,041 0 0 3 0,063 FRA10C 10q21 0 0 2 0,041 0 0 1 0,021 3 0,062 FRA10D 10q22.1 1 0,021 5 0,103 3 0,062 0 0 9 0,187 FRA10A 10q23.3 2 0,041 2 0,041 2 0,041 1 0,021 7 0,144 FRA10K 10q24.2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA10E 10q25.2 1 0,021 8 0,165 2 0,041 2 0,041 13 0,268 FRA10F 10q26.1 1 0,021 4 0,082 3 0,062 2 0,041 10 0,206 FRA11J 11p15.3~p15.4 0 0 0 0 1 0,021 0 0 1 0,021 FRA11C 11p15.1 0 0 13 0,268 3 0,062 5 0,103 21 0,433 FRA11D 11p14.2 1 0,021 13 0,268 14 0,289 5 0,103 32 0,660 FRA11E 11p13 4 0,082 7 0,144 8 0,165 3 0,062 22 0,453 FRA11K 11p12 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA11L 11p11.2 0 0 1 0,021 1 0,021 0 0 2 0,042 Fortsetzung auf nachfolgender Seite. 8 Anhang: Tab. 6A LXIII IIA FS Zytogenet. Bande BS 300-350 % BS 400-500 % BS 550-650 % BS >650 % Brüche insg. % FRA11M 11p/q11 1 0,021 2 0,041 2 0,041 2 0,041 7 0,144 FRA11H 11q13.3 1 0,021 0 2 0,041 0 0 3 0,063 FRA11F 11q14.2 9 0,185 30 0,618 31 0,639 1 0,021 72 1,484 FRA11N 11q21 0 0 1 0,021 0 0 0 0 1 0,021 FRA11O 11q22 0 0 1 0,021 0 0 0 0 1 0,021 FRA11G 11q23.3 1 0,021 0 0 2 0,041 0 0 3 0,063 FRA12F 12p13 0 0 0 0 1 0,021 0 0 1 0,021 FRA12G 12p12 0 0 0 0 1 0,021 0 0 1 0,021 FRA12H 12p11.2 0 0 2 0,041 0 0 0 0 2 0,041 FRA12I 12p/q11 0 0 0 0 0 0 2 0,041 2 0,041 FRA12A 12q13.1 0 0 3 0,062 4 0,082 0 0 7 0,146 FRA12J 12q14 0 0 0 0 2 0,041 1 0,021 3 0,062 FRA12K 12q15 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA12B 12q21.3 1 0,021 6 0,124 6 0,124 2 0,041 15 0,309 FRA12L 12q23.1 0 2 0,041 5 0,103 0 0 7 0,146 FRA12E 12q24 3 0,062 11 0,227 6 0,124 1 0,021 21 0,433 FRA13A 13q13.2 2 0,041 23 0,474 19 0,392 2 0,041 46 0,948 FRA13G 13q14 1 0,021 0 0,000 0 0 0 0 1 0,021 FRA13C 13q21.2 0 0 6 0,124 2 0,041 2 0,041 10 0,206 FRA13E 13q22 0 0 2 0,041 2 0,041 0 0 4 0,083 FRA13H 13q31 0 0 2 0,041 1 0,021 0 0 3 0,062 FRA13D 13q32 2 0,041 3 0,062 3 0,062 3 0,062 11 0,227 FRA13I 13q34 1 0,021 3 0,062 7 0,144 1 0,021 12 0,247 FRA14D 14q11.2 0 0 0 0 1 0,021 0 0 1 0,021 FRA14E 14q13 0 0 4 0,082 4 0,082 1 0,021 9 0,185 FRA14A 14q21.2 1 0,021 3 0,062 3 0,062 1 0,021 8 0,165 FRA14F 14q22 0 0 3 0,062 3 0,062 1 0,021 7 0,144 FRA14B 14q23 4 0,082 45 0,927 35 0,721 13 0,268 98 2,020 FRA14C 14q24.1 3 0,062 18 0,371 8 0,165 0 0 29 0,601 FRA14G 14q24.3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA14H 14q32 0 0 3 0,062 0 0 0 0 3 0,062 FRA15C 15q11.2 0 0 1 0,021 1 0,021 0 0 2 0,042 FRA15B 15q13 0 0 0 0 0 0 1 0,021 1 0,021 FRA15D 15q15 0 0 2 0,041 1 0,021 0 0 3 0,062 FRA15E 15q21 0 0 2 0,041 1 0,021 0 0 3 0,062 FRA15A 15q22 0 0 5 0,103 1 0,021 2 0,041 8 0,165 FRA15 15q24 0 0 1 0,021 0 0 0 0 1 0,021 FRA15F 15q25 0 0 0 0 1 0,021 0 0 1 0,021 FRA15G 15q26 0 0 0 0 1 0,021 0 0 1 0,021 FRA16A 16p13.11 0 0 1 0,021 1 0,021 2 0,041 4 0,082 FRA16E 16p12.1 0 0 1 0,021 0 0 1 0,021 2 0,041 FRA16F 16p11/16q11 0 0 3 0,062 1 0,021 1 0,021 5 0,103 FRA16G 16q12 0 0 1 0,021 0 0 0 0 1 0,021 FRA16H 16q13 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA16C 16q22.1 0 0 17 0,350 15 0,309 1 0,021 33 0,680 FRA16D 16q23.2 18 0,371 110 2,267 146 3,009 36 0,742 310 6,389 FRA16J 16q24 0 0 0 0 2 0,041 1 0,021 3 0,062 FRA16J 16q24 0 0 0 0 2 0,041 1 0,021 3 0,062 FRA17A 17p12 0 0 4 0,082 1 0,021 0 0 5 0,103 FRA17C 17p11/17q11 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA17D 17q21 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Fortsetzung auf nachfolgender Seite. 8 Anhang: Tab. 6A LXIV IIA FS Zytogenet. Bande BS 300-350 % BS 400-500 % BS 550-650 % BS >650 % Brüche insg. % FRA17B 17q23.1 0 0 1 0,021 1 0,021 0 0 2 0,042 FRA17E 17q24~25 0 0 4 0,082 8 0,165 0 0 12 0,251 FRA18D 18p11.3 0 0 1 0,021 1 0,021 1 0,021 3 0,062 FRA18E 18q11.2 0 0 1 0,021 0 0 1 0,021 2 0,041 FRA18A 18q12.2 5 0,103 3 0,062 8 0,165 0 0 16 0,333 FRA18B 18q21.3 1 0,021 6 0,124 4 0,082 0 0 11 0,228 FRA18C 18q22 1 0,021 1 0,021 4 0,082 0 0 6 0,125 FRA18F 18q23 0 0 2 0,041 0 0 1 0,021 3 0,062 FRA19B 19p13.1 0 0 0 0 2 0,041 0 0 2 0,042 FRA19C 19p/q11 0 0 1 0,021 0 0,000 1 0,021 2 0,041 FRA19A 19q13 0 0 1 0,021 0 0 1 0,021 1 0,021 FRA20C 20p13 0 0 4 0,082 1 0,021 1 0,021 5 0,103 FRA20B 20p12.2 0 0 8 0,165 10 0,206 2 0,041 20 0,412 FRA20A 20p11.23 0 0 1 0,021 1 0,021 0 0 2 0,042 FRA20D 20q11.2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA20E 20q13.1 0 0 2 0,041 1 0,021 1 0,021 4 0,082 FRA20 20q13.3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0,000 FRA21 21q11.2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0,000 FRA21A 21q21 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA21B 21q22.1 0 0 1 0,021 3 0,062 0 0 4 0,084 FRA22B 22q12.2 2 0,041 4 0,082 11 0,227 3 0,062 20 0,412 FRA22A 22q13.2 0 0 4 0,082 5 0,103 1 0,021 10 0,206 FRAXB Xp22.31 30 0,618 130 2,679 116 2,391 20 0,412 298 6,142 FRAXG Xp11.2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRAXH Xp/q11 0 0 0 0 2 0,041 0 0 2 0,042 FRAXI Xq13 2 0,041 2 0,041 4 0,082 1 0,021 9 0,185 FRAXC Xq22.1 8 0,165 40 0,824 44 0,907 11 0,227 103 2,123 FRAXJ Xq25 0 0 0 0 1 0,021 0 0 1 0,021 FRAXK Xq26 0 0 1 0,021 0 0 0 0 1 0,021 FRAXD Xq27.2 1 0,021 2 0,041 0 0 0 0 3 0,062 FRAXE Xq28 0 0 0 0 0 0 1 0,021 1 0,021 FRAYA Yq12 0 0 0 0 0 0 Summe 358 2032 1871 406 4667 Mittelwert 2 0,03 9 0,18 8 0,17 2 0,04 Standadabweichung 5 0,10 23 0,48 22 0,46 5 0,10 8 Anhang: Tab. 7A LXV 7A Tabelle aller identifizierten FS in unterschiedlichen Bandenstadien (BS) in der Suspension IIIA, einschließlich des prozentualen Anteils. IIIA FS Zytogenet. Bande BS 300-350 % BS 400-500 % BS 550-650 % BS >650 % Brüche insg. % FRA1A 1p36 10 0,097 25 0,242 21 0,203 2 0,019 58 0,561 FRA1 1p34 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA1B 1p32 25 0,242 81 0,784 51 0,494 7 0,068 164 1,587 FRA1C 1p31.2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA1L 1p31 9 0,087 18 0,174 8 0,077 2 0,019 37 0,358 FRA1D 1p22 0 0 0 0 0 0 1 0,010 1 0,010 FRA1M 1p21.3 55 0,532 178 1,722 73 0,706 10 0,097 316 3,058 FRA1E 1p21.2 0 0 5 0,048 2 0,019 1 0,010 8 0,077 FRA1N 1p13 2 0,019 8 0,077 1 0,010 0 0 11 0,106 FRA1O 1p11/q11 4 0,039 20 0,194 8 0,077 0 0 32 0,310 FRA1J 1q12 2 0,019 8 0,077 3 0,029 0 0 13 0,126 FRA1F 1q21 0 0 4 0,039 1 0,010 0 0 5 0,048 FRA1P 1q23 1 0,010 3 0,029 1 0,010 0 0 5 0,048 FRA1G 1q25.1 17 0,165 39 0,377 14 0,135 2 0,019 72 0,697 FRA1K 1q31 5 0,048 7 0,068 4 0,039 0 0 16 0,155 FRA1Q 1q32 1 0,010 9 0,087 1 0,010 0 0 11 0,106 FRA1R 1q41 2 0,019 3 0,029 4 0,039 1 0,010 10 0,097 FRA1H 1q42 1 0,010 6 0,058 9 0,087 1 0,010 17 0,165 FRA1S 1q43 0 0 1 0,010 1 0,010 0 0 2 0,019 FRA1I 1q44 16 0,155 84 0,813 39 0,377 2 0,019 141 1,364 FRA2M 2p25 0 0 7 0,068 2 0,019 0 0,000 9 0,087 FRA2C 2p24.2 19 0,184 65 0,629 24 0,232 8 0,077 116 1,123 FRA2N 2p22~23 1 0,010 7 0,068 3 0,029 0 0 11 0,106 FRA2O 2p21 0 0 1 0,010 1 0,010 1 0,010 3 0,029 FRA2D 2p16.2 38 0,368 158 1,529 53 0,513 4 0,039 253 2,448 FRA2P 2p15 0 0 4 0,039 2 0,019 3 0,029 9 0,087 FRA2Q 2p14 0 0 4 0,039 2 0,019 0 0 6 0,058 FRA2E 2p13 3 0,029 14 0,135 5 0,048 0 0 22 0,213 FRA2L 2p11.2 0 0 3 0,029 1 0,010 0 0 4 0,039 FRA2R 2p11/2q11 3 0,029 11 0,106 6 0,058 0 0 20 0,194 FRA2A 2q11.2 0 0 11 0,106 1 0,010 0 0 12 0,116 FRA2B 2q13 0 0 4 0,039 1 0,010 0 0 5 0,048 FRA2 2q14.2~14.3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA2F 2q21.3 12 0,116 49 0,474 19 0,184 0 0 80 0,774 FRA2K 2q22.3 15 0,145 33 0,319 13 0,126 2 0,019 63 0,610 FRA2S 2q23 4 0,039 8 0,077 2 0,019 0 0 14 0,135 FRA2T 2q24 1 0,010 1 0,010 0 0 0 0,000 2 0,019 FRA2G 2q31 8 0,077 16 0,155 11 0,106 1 0,010 36 0,348 FRA2H 2q32.1 69 0,668 223 2,158 73 0,706 10 0,097 375 3,629 FRA2I 2q33 27 0,261 75 0,726 28 0,271 5 0,048 135 1,306 FRA2U 2q35 0 0 5 0,048 3 0,029 0 0 8 0,077 FRA2J 2q37.3 9 0,087 39 0,377 24 0,232 3 0,029 75 0,726 FRA3E 3p26 3 0,029 13 0,126 5 0,048 1 0,010 22 0,213 FRA3F 3p25 4 0,039 7 0,068 6 0,058 2 0,019 19 0,184 FRA3A 3p24.2 21 0,203 137 1,326 24 0,232 8 0,077 190 1,839 FRA3G 3p22 0 0 0 0 0 0 1 0,010 1 0,010 FRA3H 3p21 2 0,019 0 0 2 0,019 0 0 4 0,039 Fortsetzung auf nachfolgender Seite. 8 Anhang: Tab. 7A LXVI IIIA FS Zytogenet. Bande BS 300-350 % BS 400-500 % BS 550-650 % BS >650 % Brüche insg. % FRA3B 3p14.2 202 1,955 682 6,600 289 2,797 36 0,348 1209 11,699 FRA3I 3p13 2 0,019 11 0,106 4 0,039 1 0,010 18 0,174 FRA3J 3p/q11 0 0 1 0,010 4 0,039 0 0 5 0,048 FRA3K 3q12 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA3L 3q13.3 6 0,058 13 0,126 14 0,135 1 0,010 34 0,329 FRA3M 3q21 0 0 5 0,048 2 0,019 0 0 7 0,068 FRA3N 3q22 0 0 3 0,029 2 0,019 1 0,010 6 0,058 FRA3 3q23 0 0 0 0 1 0,010 0 0 1 0,010 FRA3D 3q25 3 0,029 43 0,416 12 0,116 2 0,019 60 0,581 FRA3C 3q27 12 0,116 50 0,484 24 0,232 5 0,048 91 0,881 FRA3P 3q28~29 0 0 3 0,029 2 0,019 0 0 5 0,048 FRA3Q 3q29 0 0 2 0,019 0 0 0 0 2 0,019 FRA4A 4p16.1 8 0,077 35 0,339 8 0,077 3 0,029 54 0,523 FRA4D 4p15 1 0,010 8 0,077 3 0,029 0 0 12 0,116 FRA4G 4p14 0 0 0 0 1 0,010 0 0 1 0,010 FRA4H 4p12 1 0,010 1 0,010 0 0 0 0 2 0,019 FRA4B 4q12 1 0,010 9 0,087 3 0,029 1 0,010 14 0,135 FRA4I 4q21 4 0,039 23 0,223 10 0,097 0 37 0,358 FRA4F 4q22 27 0,261 35 0,339 11 0,106 1 0,010 74 0,716 FRA4E 4q27 14 0,135 25 0,242 6 0,058 0 45 0,435 FRA4C 4q31.1 34 0,329 95 0,919 19 0,184 2 0,019 150 1,452 FRA4 4q32 0 0,000 0 0,000 0 0,000 0 0,000 0 0,000 FRA4K 4q33 0 0 3 0,029 3 0,029 0 0 6 0,058 FRA4L 4q34~35 0 0 1 0,010 0 0 0 0 1 0,010 FRA4M 4q35 1 0,010 2 0,019 1 0,010 0 0 4 0,039 FRA5H 5p15 0 0 8 0,077 3 0,029 0 0 11 0,106 FRA5E 5p14 7 0,068 6 0,058 4 0,039 1 0,010 18 0,174 FRA5A 5p13 2 0,019 13 0,126 1 0,010 0 0 16 0,155 FRA5I 5p11/5q11 7 0,068 19 0,184 9 0,087 1 0,010 36 0,348 FRA5J 5q12 0 0 3 0,029 2 0,019 0 0 5 0,048 FRA5K 5q13 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA5L 5q14 0 0 4 0,039 1 0,010 0 0 5 0,048 FRA5D 5q15 13 0,126 33 0,319 13 0,126 0 0 59 0,571 FRA5F 5q21 5 0,048 24 0,232 8 0,077 1 0,010 38 0,368 FRA5M 5q22 0 0 5 0,048 1 0,010 0 0 6 0,058 FRA5N 5q23 0 0 1 0,010 2 0,019 1 0,010 4 0,039 FRA5C 5q31.1 2 0,019 19 0,184 4 0,039 1 0,010 26 0,252 FRA5O 5q33 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA5P 5q34 0 0 4 0,039 4 0,039 0 0 8 0,077 FRA5G 5q35 1 0,010 6 0,058 1 0,010 0 0 8 0,077 FRA6B 6p25.1 7 0,068 30 0,290 12 0,116 3 0,029 52 0,503 FRA6A 6p23 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0,000 FRA6C 6p22.2 0 0 2 0,019 1 0,010 0 0 3 0,029 FRA6H 6p21.1 1 0,010 1 0,010 1 0,010 0 0 3 0,029 FRA6I 6p11/q11 1 0,010 7 0,068 6 0,058 1 0,010 15 0,145 FRA6D 6q13 2 0,019 0 0 1 0,010 0 0 3 0,029 FRA6G 6q15 3 0,029 5 0,048 2 0,019 0 0 10 0,097 FRA6J 6q16.3 3 0,029 9 0,087 3 0,029 0 0 15 0,145 FRA6F 6q21 15 0,145 30 0,290 7 0,068 8 0,077 60 0,581 FRA6K 6q22 1 0,010 8 0,077 4 0,039 2 0,019 15 0,145 FRA6L 6q23 1 0,010 10 0,097 4 0,039 0 0 15 0,145 Fortsetzung auf nachfolgender Seite. 8 Anhang: Tab. 7A LXVII IIIA FS Zytogenet. Bande BS 300-350 % BS 400-500 % BS 550-650 % BS >650 % Brüche insg. % FRA6K 6q22 1 0,010 8 0,077 4 0,039 2 0,019 15 0,145 FRA6L 6q23 1 0,010 10 0,097 4 0,039 0 0 15 0,145 FRA6M 6q25 1 0,010 6 0,058 2 0,019 0 0 9 0,087 FRA6E 6q26 50 0,484 155 1,500 56 0,542 10 0,097 271 2,622 FRA7B 7p22 3 0,029 41 0,397 16 0,155 3 0,029 63 0,610 FRA7L 7p21 2 0,019 3 0,029 0 0 0 0 5 0,048 FRA7C 7p14.2 7 0,068 26 0,252 10 0,097 1 0,010 44 0,426 FRA7D 7p13 2 0,019 35 0,339 15 0,145 0 0 52 0,503 FRA7A 7p11.2 1 0,010 3 0,029 4 0,039 0 0 8 0,077 FRA7J 7q11(.23) 19 0,184 41 0,397 10 0,097 1 0,010 71 0,687 FRA7E 7q21.2 6 0,058 45 0,435 23 0,223 1 0,010 75 0,726 FRA7F 7q22 1 0,010 7 0,068 4 0,039 0 0 12 0,116 FRA7K+(F) 7q22~31.1 36 0,348 111 1,074 42 0,406 7 0,068 196 1,897 FRA7G 7q31.2 2 0,019 4 0,039 4 0,039 0 0 10 0,097 FRA7H 7q32.3 20 0,194 104 1,006 33 0,319 7 0,068 164 1,587 FRA7M 7q34 7 0,068 26 0,252 21 0,203 2 0,019 56 0,542 FRA7I 7q36 1 0,010 6 0,058 1 0,010 0 0 8 0,077 FRA8G 8p23 1 0,010 4 0,039 2 0,019 0 0 7 0,068 FRA8H 8p21 0 0 3 0,029 1 0,010 0 0 4 0,039 FRA8I 8p11/q11 0 0 8 0,077 4 0,039 0 0 12 0,116 FRA8F 8q13 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0,000 FRA8J 8q21.3 0 0 3 0,029 2 0,019 0 0 5 0,048 FRA8B 8q22.1 20 0,194 52 0,503 23 0,223 0 0 95 0,919 FRA8A 8q22.3 0 0 2 0,019 0 0 0 0 2 0,019 FRA8C 8q24.1 9 0,087 28 0,271 23 0,223 4 0,039 64 0,619 FRA8D 8q24.3 3 0,029 10 0,097 3 0,029 2 0,019 18 0,174 FRA9H 9p24 0 0 0 0 2 0,019 0 0 2 0,019 FRA9G 9p22 1 0,010 4 0,039 2 0,019 0 0 7 0,068 FRA9A 9p21 0 0 4 0,039 2 0,019 1 0,010 7 0,068 FRA9I 9p13 0 0 0 0 1 0,010 0 0 1 0,010 FRA9F 9q12 6 0,058 13 0,126 14 0,135 4 0,039 37 0,358 FRA9K 9q21 1 0,010 2 0,019 1 0,010 0 0 4 0,039 FRA9D 9q22.1 4 0,039 11 0,106 3 0,029 0 0 18 0,174 FRA9L 9q31 2 0,019 1 0,010 2 0,019 0 0 5 0,048 FRA9B 9q32 22 0,213 93 0,900 44 0,426 5 0,048 164 1,587 FRA9M 9q33 1 0,010 2 0,019 0 0 0 0 3 0,029 FRA9N 9q34 0 0 2 0,019 3 0,029 0 0 5 0,048 FRA10H 10p15 2 0,019 4 0,039 1 0,010 0 0 7 0,068 FRA10I 10p12~13 2 0,019 14 0,135 2 0,019 1 0,010 19 0,184 FRA10J 10p11.2 2 0,019 10 0,097 3 0,029 0 0 15 0,145 FRA10G 10q11.2 0 0 9 0,087 4 0,039 0 0 13 0,126 FRA10C 10q21 0 0 7 0,068 1 0,010 0 0 8 0,077 FRA10D 10q22.1 7 0,068 23 0,223 5 0,048 0 0 35 0,339 FRA10A 10q23.3 1 0,010 7 0,068 8 0,077 0 0 16 0,155 FRA10K 10q24.2 2 0,019 7 0,068 5 0,048 0 0 14 0,135 FRA10E 10q25.2 0 0 10 0,097 6 0,058 0 0 16 0,155 FRA10F 10q26.1 5 0,048 32 0,310 20 0,194 2 0,019 59 0,571 FRA11J 11p15.3~.4 1 0,010 1 0,010 1 0,010 0 0 3 0,029 FRA11C 11p15.1 6 0,058 23 0,223 10 0,097 2 0,019 41 0,397 FRA11D 11p14.2 17 0,165 53 0,513 22 0,213 4 0,039 96 0,929 FRA11E 11p13 6 0,058 28 0,271 17 0,165 0 0 51 0,494 Fortsetzung auf nachfolgender Seite. 8 Anhang: Tab. 7A LXVIII IIIA FS Zytogenet. Bande BS 300-350 % BS 400-500 % BS 550-650 % BS >650 % Brüche insg. % FRA11K 11p12 0 0 2 0,019 0 0 0 0 2 0,019 FRA11L 11p11.2 0 0 2 0,019 0 0 0 0 2 0,019 FRA11M 11p/q11 1 0,010 8 0,077 7 0,068 2 0,019 18 0,174 FRA11H 11q13.3 0 0 2 0,019 2 0,019 0 0 4 0,039 FRA11F 11q14.2 24 0,232 122 1,181 38 0,368 7 0,068 191 1,848 FRA11N 11q21 0 0 1 0,010 1 0,010 0 0 2 0,019 FRA11O 11q22 1 0,010 3 0,029 2 0,019 0 0 6 0,058 FRA11G 11q23.3 1 0,010 4 0,039 4 0,039 1 0,010 10 0,097 FRA12F 12p13 1 0,010 1 0,010 1 0,010 0 0 3 0,029 FRA12G 12p12 0 0 2 0,019 2 0,019 1 0,010 5 0,048 FRA12H 12p11.2 1 0,010 0 0 0 0 0 0 1 0,010 FRA12I 12p11/q11 1 0,010 2 0,019 1 0,010 0 0 4 0,039 FRA12A 12q13.1 1 0,010 1 0,010 1 0,010 1 0,010 4 0,039 FRA12J 12q14 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA12K 12q15 0 0 2 0,019 0 0 2 0,019 4 0,039 FRA12B 12q21.3 7 0,068 26 0,252 13 0,126 2 0,019 48 0,464 FRA12L 12q23.1 3 0,029 7 0,068 3 0,029 0 0 13 0,126 FRA12E 12q24 4 0,039 12 0,116 6 0,058 1 0,010 23 0,223 FRA13A 13q13.2 15 0,145 63 0,610 28 0,271 2 0,019 108 1,045 FRA13G 13q14 1 0,010 3 0,029 1 0,010 0 0 5 0,048 FRA13C 13q21.2 1 0,010 6 0,058 4 0,039 0 0 11 0,106 FRA13E 13q22 0 0 4 0,039 2 0,019 0 0 6 0,058 FRA13H 13q31 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA13D 13q32 1 0,010 6 0,058 4 0,039 0 0 11 0,106 FRA13I 13q34 3 0,029 10 0,097 9 0,087 1 0,010 23 0,223 FRA14D 14q11.2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0,000 FRA14E 14q13 1 0,010 9 0,087 5 0,048 1 0,010 16 0,155 FRA14A 14q21.2 3 0,029 9 0,087 3 0,029 0 0 15 0,145 FRA14F 14q22 0 0 7 0,068 0 0 1 0,010 8 0,077 FRA14B 14q23 6 0,058 39 0,377 23 0,223 4 0,039 72 0,697 FRA14C 14q24.1 4 0,039 12 0,116 8 0,077 1 0,010 25 0,242 FRA14G 14q24.3 0 0 1 0,010 0 0 0 0 1 0,010 FRA14H 14q32 0 0 4 0,039 0 0 0 0 4 0,039 FRA15 C 15q11.2 0 0 1 0,010 0 0 0 0 1 0,010 FRA15B 15q13 1 0,010 6 0,058 0 0 0 0 7 0,068 FRA15D 15q15 2 0,019 4 0,039 0 0 0 0 6 0,058 FRA15E 15q21 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA15A 15q22 0 0 5 0,048 1 0,010 1 0,010 7 0,068 FRA15 15q24 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA15F 15q25 0 0 2 0,019 1 0,010 0 0 3 0,029 FRA15G 15q26 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA16A 16p13.11 0 0 0 0 1 0,010 0 0 1 0,010 FRA16E 16p12.1 1 0,010 0 0 0 0 0 0 1 0,010 FRA16F 16p11/16q1 1 0 0 3 0,029 2 0,019 0 0 5 0,048 FRA16G 16q12 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA16H 16q13 0 0 2 0,019 0 0 0 0 2 0,019 FRA16I 16q21.3 0 0 1 0,010 0 0 0 0 1 0,010 FRA16C 16q22.1 4 0,039 14 0,135 9 0,087 1 0,010 28 0,271 FRA16D 16q23.2 78 0,755 283 2,739 133 1,287 17 0,165 511 4,945 FRA16J 16q24 0 0 3 0,029 0 0 0 0 3 0,029 Fortsetzung auf nachfolgender Seite. 8 Anhang: Tab. 7A LXIX IIIA FS Zytogenet. Bande BS 300-350 % BS 400-500 % BS 550-650 % BS >650 % Brüche insg. % FRA17A 17p12 0 0 2 0,019 2 0,019 0 0 4 0,039 FRA1C 17p11/17q1 1 0 0 1 0,010 1 0,010 0 0 2 0,019 FRA17D 17q21 0 0 1 0,010 0 0 0 0 1 0,010 FRA17B 17q23.1 0 0 4 0,039 2 0,019 1 0,010 7 0,068 FRA17E 17q24~25 3 0,029 10 0,097 5 0,048 1 0,010 19 0,184 FRA18D 18p11.3 0 0 3 0,029 0 0 0 0 3 0,029 FRA18E 18q11.2 0 0 1 0,010 1 0,010 0 0 2 0,019 FRA18A 18q12.2 2 0,019 29 0,281 18 0,174 0 0 49 0,474 FRA18B 18q21.3 3 0,029 7 0,068 3 0,029 0 0 13 0,126 FRA18C 18q22 1 0,010 2 0,019 3 0,029 0 0 6 0,058 FRA18F 18q23 2 0,019 1 0,010 1 0,010 0 0 4 0,039 FRA19B 19p13.1 0 0 1 0,010 2 0,019 0 0 3 0,029 FRA19C 19p11/q11 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA19A 19q13 0 0 3 0,029 2 0,019 0 0 5 0,048 FRA20C 20p13 0 0 2 0,019 0 0 0 0 2 0,019 FRA20B 20p12.2 1 0,010 7 0,068 4 0,039 0 0 12 0,116 FRA20A 20p11.23 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA20D 20q11.2 0 0 1 0,010 1 0,010 0 0 2 0,019 FRA20E 20q13.1 1 0,010 3 0,029 3 0,029 3 0,029 10 0,097 FRA20 20q13.3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA21 21q11.2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRA21A 21q21 0 0 1 0,010 1 0,010 0 0 2 0,019 FRA21B 21q22.1 1 0,010 3 0,029 0 0 0 0 4 0,039 FRA22B 22q12.2 2 0,019 12 0,116 5 0,048 0 0 19 0,184 FRA22A 22q13.2 3 0,029 17 0,165 5 0,048 1 0,010 26 0,252 FRAXB Xp22.31 70 0,677 261 2,526 93 0,900 13 0,126 437 4,229 FRAXG Xp11.2 0 0 1 0,010 0 0 0 0 1 0,010 FRAXH Xp/q11 0 0 7 0,068 4 0,039 1 0,010 12 0,116 FRAXI Xq13 0 0 11 0,106 2 0,019 1 0,010 14 0,135 FRAXC Xq22.1 31 0,300 109 1,055 40 0,387 6 0,058 186 1,800 FRAXJ Xq25 1 0,010 3 0,029 1 0,010 1 0,010 6 0,058 FRAXK Xq26 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRAXD Xq27.2 2 0,019 7 0,068 2 0,019 1 0,010 12 0,116 FRAXE Xq28 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 FRAYA Yq12 0 0 0 0 0 0 Summe 1344 4978 2059 282 8663 Mittelwert 6 0,056 22 0,208 9 0,086 1 0,012 Standadabweichung 17 0,166 59 0,567 24 0,232 3 0,031 8 Anhang: Abb. 8A LXX 8A Vergleich der Suspensionen IA, IIA, IIIA hinsichtlich des Vorkommens von FS aller Chromosomsen in verschiedenen Bandenstadien mit Angabe des prozentualen Anteils zueinander. Chromosom 1 Chromosom2 8 Anhang: Abb. 8A LXXI Chromosom 4 Chromosom 5 Chromosom 3 8 Anhang: Abb. 8A LXXII Chromosom 6 Chromosom 7 Chromosom 8 8 Anhang: Abb. 8A LXXIII Chromosom 10 Chromosom 11 Chromosom 9 8 Anhang: Abb. 8A LXXIV Chromosom 13 Chromosom 14 Chromosom 15 Chromosom 12 8 Anhang: Abb. 8A LXXV Chromosom 17 Chromosom 18 Chromosom 19 Chromosom 16 8 Anhang: Abb. 8A LXXVI Chromosom 21 Chromosom 22 Chromosom X Chromosom 20 8 Anhang: Tab. 9A LXXVII 9A Einzelhybridisierungsergebnisse der BACs aller bearbeiteter FS (*: als rFS angegeben; Lage des BACs im Bruchpunktbereich (Bp), distal, proximal oder innerhalb des Chromatidbruchs oder Aufzeigen eines Spalt-Signals (splitting)). FRA1A (1p36) FRA1E (1p21.3) BAC (kbp) distal Bp in FS Bp proximal splitting RP11-644F6 ( 89592805 - 89676513 ) 4 RP11-14O19 ( 95577588 - 95621690 ) 1 1 RP11-122C9 (96868195 - 97055472 ) 5 5 1 2 RP11-97O14 ( 97224653 - 97345220 ) 2 2 1 RP11-526F14 ( 97522550 - 97580041 ) 3 1 RP11-145D11 ( 97776003 - 97894512 ) 2 8 RP11-272L13 (98003513 - 98196760 ) 2 5 6 1 2 FRA1F (1q21) BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal splitting RP11-301M17 ( 146153735 - 146204123 ) 1 1 1 RP11-241H1 ( 147955478 - 148102904 ) 2 1 RP11-54A4 ( 148711839 - 148888388 ) 1 FRA1K (1q31) BAC (kbp) distal Bp in FS Bp proximal splitting RP11-149P14 ( 11377044 - 11485164 ) 1 1 RP11-188F7 ( 12112130 - 12285530 ) 3 1 1 RP11-514N2 ( 12526801 - 12583490 ) 1 RP11-178K15 ( 13913016 - 13920200) 1 2 1 RP11-35B4 ( 143999790 - 144166607) 3 1 RP4-704D23 (14529066 - 14613810 ) 2 1 1 RP11-19M4 ( 14690901 - 14781334 ) 1 1 2 1 1 RP1-243L18 ( 14781335 - 14889991 ) 1 1 1 RP11-408B19 ( 15123249 - 15241799) 2 BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal splitting RP11-417A21 ( 190570491 - 190722346 ) 2 1? RP11-258M18 ( 190842909 - 190890975 ) 1 2 1 RP11-92K2 ( 190890976 - 191018664 ) 4 1 RP11-139E24 ( 191056084 - 191254289 ) 1 RP11-101E13 ( 191209400 - 191357317 ) 3 1 1 RP11-166A4 ( 192436063 - 192576617 ) 1 2 1 8 Anhang: Tab. 9A LXXVIII FRA2E (2p13) BAC (kbp) distal Bp in FS Bp proximal splitting RP11-263L17 ( 65586792 - 65745898 ) 2 RP11-516K23 (65883199 - 66084038) 1 1 RP11-642G11 ( 66101767 - 66309661 ) 1 RP11-444B4 ( 66616316 - 66809418 ) 1 1 RP11-547F18 ( 66977879 - 67153990 ) 1 2 1 RP11-474G23 ( 68161126 - 68357403 ) 1 RP11-85D18 ( 69176266 - 69370745 ) 1 RP11-401N16 ( 69829854 - 70035671 ) 1 1 RP11-436H22 ( 70583656 - 70774208 ) 1 1 RP11-467P9 ( 71284110 - 71285180 ) 1 1 RP11-51I5 ( 73900542 - 74074176 ) 1 FRA2L* (2p11.2-2q11.2) BAC (kbp) distal Bp in FS Bp proximal splitting RP11-294I20 ( 88939371 - 88940029 ) 1 RP11-421K23 ( 89239087 - 89411551 ) 1 1 1 RP11-316G9 ( 89561552 - 89770752 ) 2 1 1 RP11-136K15 ( 89734711 - 89904141 ) 2 2 RP11-433C18 ( 89958107 - 89958814 ) 1 RP11-401C13 ( 95959565 - 96130285 ) 2 1 RP11-478P16 ( 97243822 - 97284347 ) 2 1 RP11-542D13 ( 97472514 - 97700939 ) 1 RP11-547F10 ( 98011952 - 98197249 ) RP11-411B19 ( 98199301 - 98366481 ) RP11-353P23 ( 101791258 - 101984765 ) FRA2R (2p11.2) BAC (kbp) distal Bp in FS Bp proximal splitting RP11-294I20 ( 88939371 - 88940029 ) 2 RP11-421K23 ( 89239087 - 89411551 ) 3 RP11-316G9 ( 89561552 - 89770752 ) 1 1 RP11-136K15 ( 89734711 - 89904141 ) 2 RP11-433C18 ( 89958107 - 89958814 ) 2 RP11-401C13 ( 95959565 - 96130285 ) 2 1 3 RP11-478P16 ( 97243822 - 97284347 ) RP11-542D13 ( 97472514 - 97700939 ) 1 1 RP11-547F10 ( 98011952 - 98197249 ) 1 1 RP11-411B19 ( 98199301 - 98366481 ) 1 RP11-353P23 ( 101791258 - 101984765 ) 8 Anhang: Tab. 9A LXXIX FRA2A* (2q11.2) BAC (kbp) distal Bp in FS Bp proximal splitting RP11-294I20 ( 88939371 - 88940029 ) RP11-421K23 ( 89239087 - 89411551 ) 1 RP11-316G9 ( 89561552 - 89770752 ) 3 RP11-136K15 ( 89734711 - 89904141 ) 1 RP11-433C18 ( 89958107 - 89958814 ) 2 RP11-401C13 ( 95959565 - 96130285 ) RP11-478P16 ( 97243822 - 97284347 ) 1 1 RP11-542D13 ( 97472514 - 97700939 ) 1 RP11-547F10 ( 98011952 - 98197249 ) 2 2 RP11-411B19 ( 98199301 - 98366481 ) 1 RP11-353P23 ( 101791258 - 101984765 ) 2 FRA2B* (2q13) BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal RP11-480O8 ( 111100733 - 111267922 ) 1 RP11-768F19 ( 111267923 - 111448357 ) 1 RP11-1429F20 ( 112144590 – 112356454 ) 1 1 1 FRA2F (2q21) BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal RP11-809C23 ( 136521764 - 136692044 ) 1 2 2 2 1 RP11-1193F23 ( 136692045 - 136826757 ) 3 1 1 RP11-355I13 (136875551 - 137085298 ) 3 3 RP11-442L5 ( 137181283 - 137283577 ) 1 3 3 1 RP11-414I8 ( 137366979 - 137538850 ) 2 RP11-58C7 ( 138125168 - 138212379 ) 1 1 RP11-592G8 ( 138416538 - 138507725 ) 1 3 RP11-597P14 ( 138671455 -138846084 ) 1 1 1 3 1 RP11-231E19 ( 139015530 - 139164566 ) 1 4 3 2 RP11-432O12 ( 139327183 - 139494056 ) 1 2 2 RP11-15D9 ( 139494057 - 139529619 ) 3 FRA2J (2q37) BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal splitting RP11-534J17 ( 233993547 - 234100957 ) 1 1 1 RP11-263G22 ( 234593055 - 234701565 ) 3 3 1 RP11-367B19 ( 235394319 - 135625880 ) 2 5 1 1 RP11-1345D17 ( 235741142 - 235922847 ) 3 3 RP11-473L20 ( 236175495 - 236272863 ) 3 2 2 1 RP11-83N2 ( 236542633 - 236705639 ) 1 2 RP11-585E12 ( 237685032 - 237816335 ) 8 RP11-649N20 ( 240903986 - 241063385 ) 3 4 2 RP11-27M15 (241063386 - 241221496 ) 1 3 1 8 Anhang: Tab. 9A LXXX FRA4D (4p15) BAC (kbp) distal BP In FS BP proximal RP11-665I14 ( 31112360 - 31218105 ) 1 RP11-478O20 ( 31129787 - 31286263 ) 1 RP11-355H11 ( 31773679 - 31887013 ) 1 1 RP13-486L17 ( 32081735 - 32138109 ) 1 1 FRA4I (4q21) BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal RP11-163O17 ( 84002783 - 84188142 ) 1 1 1 RP11-42A4 ( 85470881 - 85518711 ) 1 1 RP11-570L13 ( 85690662 - 85871431 ) 1 1 1 RP11-147K21 ( 85871432 - 86026217 ) 1 RP11-8N8 ( 86036022 - 86219993 ) 1 1 1 RP11-637G19 ( 86431148 - 86591297 ) 1 FRA4F (4q22) BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal splitting RP11-168E22 ( 88179571 - 88235234 ) 1 RP11-529H2 ( 88364167 - 88548368 ) 2 RP11-113G13 ( 88909478 - 89095101 ) 2 2 2 1 RP11-604B8 ( 91642142 - 91753754 ) 1 1 1 1 RP11-272O16 ( 92106206 - 92209597 ) 1 RP11-254A24 ( 92821586 - 92942601 ) 2 2 1 1 RP11-9B6 ( 93559592 - 93669451 ) 1 2 2 1 RP11-104A24 (93729975 - 93902994 ) 1 1 4 1 RP11-428L21 ( 93902995 - 94010580 ) 1 2 1 FRA4C (4q31) BAC (kbp) proximal Bp in FS bp distal splitting RP11-54P19 ( 144127231 - 144293824 ) 2 5 4 3 RP11-364L4 (144367994 - 144531240 ) 1 4 3 2 2 RP11-58H15 ( 144531241 - 144667006 ) 1 2 3 RP11-481K16 ( 144681592 - 144875611 ) 1 3 1 2 1 RP11-1289C17 ( 145242164 - 145425678) 2 2 1 RP13-933J18 ( 145425679 - 145542853 ) 1 1 1 3 1 RP11-301H24 ( 146558547 - 146722475 ) 1 2 RP11-557J10 ( 146722476 - 146848810 ) 1 1 2 RP11-292M9 ( 146848811 - 146929832 ) 1 1 7 6 1 RP11-203B7 ( 147087802 - 147231301 ) 1 3 3 2 RP11-6L6 ( 147231302 - 147393124 ) 2 4 4 2 2 RP11-552I10 ( 147393125 - 147555402 ) 1 3 4 4 RP11-324J17 ( 147884398 - 148075479 ) 1 1 2 8 Anhang: Tab. 9A LXXXI FRA5E (5p14) BAC (kbp) distal Bp in FS Bp proximal splitting RP11-321E2 ( 17433650 - 17583651 ) 1 RP11-88L18 ( 17465560 - 17588527 ) 2 RP11-35A11 ( 18465884 - 18604727 ) 1 1? RP11-414I19 ( 20429524 - 20595578 ) 1 1 1 RP11-697E23 ( 20707835 - 20867335 ) 1 2 1 1 RP11-811J10 ( 21134213 - 21243848 ) 1 RP11-374A4 ( 21243849 - 21371517 ) 1 1 1 RP11-823P9 ( 21342047 - 21565392 ) 1 2 1 RP11-704G19 ( 21907033 - 22021910 ) 1 RP11-44L10 ( 22460426 - 22625067 ) 2 2 2 1 RP11-8O18 ( 22559073 - 22717913 ) 1 1 RP11-192H6 ( 25205696 - 25333181 ) 2 1 RP11-184E9 ( 25333182 - 25444390 ) 2 FRA5B (5q15) BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal splitting RP11-33A7 (93746809 - 93916228 ) 1 2 1 RP11-417I14 ( 95408595 - 95531516 ) 1 1 RP11-254I22 ( 95531517 - 95652575 ) 1 1 2 RP11-526D16 ( 95842118 - 96007448 ) 1 2 1 2 2 RP11-432G16 ( 95852947 - 95926487 ) 2 1 RP11-274E7 ( 97460904 - 97575845 ) 2 2 1 RP11-474J18 ( 97655726 - 97832534 ) 2 2 RP11-456O12 ( 97862325 - 98042806 ) 1 2 RP11-384D8 ( 98042953 - 98229344 ) 1 2 5 RP11-102H6 ( 98728966 - 98729568 ) 1 RP11-93O17 ( 98789690 98917493 ) 7 FRA5G (5q35) BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal splitting RP11-20O22 ( 171046969 - 171107625 ) 1 1 CTB-54I1 ( 171715788 - 171955339 ) 1 1 RP11-619L12 ( 173341964 - 173448145 ) RP11-198P15 ( 173781621 - 173875516 ) 1 CTC-355H1 ( 175158863 - 175176805 ) 1 RP11-844P9 ( 175524668 - 175685532 ) 2 8 Anhang: Tab. 9A LXXXII FRA6I (6p11.2-6p11) BAC (kbp) distal BP in FS BP proximal splitting RP11-325M4 ( 57806570 - 58006226 ) 1 1 1 RP11-452D24 ( 58029102 - 58195618 ) 1 2 1 1 RP11-278J20 ( 58447638 - 58574125 ) 1 1 RP1-91N13 ( 62024178 - 62172068 ) 1 RP1-240B8 ( 62370513 - 62474022 ) 1 RP11-767J14 ( 63766581 - 63 875481 ) 1 RP11-458J24 ( 65208780 65383012 ) 1 FRA6G (6q15) BAC (kbp) proximal Bp In FS Bp distal RP11-596A13 ( 93296791 - 93486060 ) 1 1 1 2 RP11-524K14 ( 94595580 - 94713810 ) 1 3 RP11-621E22 ( 94713811 - 94783870 ) 3 RP11-322D23 ( 95378458 - 95449411 ) 2 RP11-482L14 ( 95937265 - 96067374 ) 2 RP11-572N15 ( 96344114 - 96469450 ) FRA6E (6q26) BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal splitting RP11-414A5 ( 160859306 - 160991056 ) 2 1 RP11-235G24 ( 161174902 - 161273963 ) 1 1 1 RP11-421L20 ( 161718437 - 161773070 ) 3 3 1 1 RP11-514O12 ( 167115548 - 167268485) 1 4 RP11-517H2 ( 167434478 - 167 535501 ) 1 RP11-178P20 ( 167693647 - 167763926) 4 FRA7B (7p22) BAC (kbp) distal Bp in FS Bp distal splitting RP11-348A21 ( 3526556 - 3613402 ) 5 1 3 1 RP11-54H10 ( 4922926 - 4923500 ) 2 1 1 1 RP11-730B22 ( 4933257 - 5107654 ) 1 3 RP11-1275H24 ( 5427168 - 5510299 ) 1 1 4 RP11-172O13 ( 5704716 - 5845078 ) 1 6 RP5-1163J12 ( 5845079 - 5969699 ) 1 2 8 RP11-721P20 ( 5881560 - 6054693 ) 2 RP1-42M2 ( 5969700 - 6049509 ) 1 RP4-810E6 ( 6049510 - 6200436 ) 1 1 RP11-425P5 ( 6233987 - 6446613 ) 1 1 1 CTD-2275G13 ( 6581688 - 6620916 ) 1 RP11-611L7 ( 6620917 - 6792883 ) 1 3 RP11-299B12 ( 6872516 - 7088026 ) 1 RP4-733B9 (7176436 - 7292189 ) 2 8 Anhang: Tab. 9A LXXXIII FRA7C (7p14) FRA7J (7q11.23) BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal splitting RP4-756H11 ( 65647490 - 65782333 ) 1 RP11-358M3 ( 67038294 - 67162936 ) 1 1 RP11-156A14 ( 67550330 - 67712781 ) 2 1 1 RP11-409J21 ( 70687209 - 70842912 ) 1 2 1 RP4-635O5 (71204869 - 71272715 ) 1 RP11-159N6 ( 71832689 - 71963124 ) 1 1 2 2 RP11-313P13 ( 71970679 - 72156415 ) 3 RP4-771P4 ( 73732788 - 74222988 ) 1 1 RP11-219M8 ( 74066219 - 74254837 ) 1 1 2 1 3 RP4-451K15 ( 74603661 - 74690693 ) 1 3 2 1 RP11-1144P13 ( 74881545 - 75055352 ) 2 3 RP11-845K6 ( 75055521 - 75239510 ) 1 1 1? CTA-356E1 ( 75227955 - 75334262 ) 3 RP11-113H2 ( 75382855 - 75560185 ) 6 2 2 RP11-103H19 ( 75599390 - 75781738 ) 1 RP5-1129E22 ( 75818830 - 75968234 ) 2 3 RP11-792O17 ( 76027857 - 76319869 ) 1 1 1 1 RP11-419A13 ( 76396610 - 76558095 ) 1 4 RP5-899E9 ( 76821089 - 76971420 ) 2 RP4-562A11 ( 76971221 - 77115186 ) 2 FRA7E (7q21) BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal RP11-575G1 ( 81501227 - 81558313 ) 1 RP11-356B17 ( 96800895 - 96907086 ) 1 RP11-756B4 (96863037 - 97013490 ) 3 RP11-380G21 ( 97362822 - 97410111 ) 1 2 1 BAC (kbp) distal Bp in FS Bp proximal splitting RP11-623K16 ( 38559588 - 38588420 ) 2 1 1 RP11-21G7 ( 38597633 - 38785507 ) 2 1 1 1 1 2 RP4-665C4 ( 38699087 - 38804777 ) 3 1 1 RP4-740L10 ( 38804778 - 38928673 ) 1 2 2 2 RP13-522B14 ( 39178445 - 39334631 ) 3 4 5 RP4-806A17 ( 39334632 - 39496098 ) 1 2 1 RP11-64I2 ( 39496099 - 39613662 ) 1 3 1 1 RP11-1178G13 ( 40442823 - 40626764 ) 1 8 Anhang: Tab. 9A LXXXIV FRA7F +K (7q22.3-7q31.1) BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal splitting RP11-1134K14 ( 102083629 - 102241299) 3 CTB-20D2 (106822201 - 106994710 ) 2 5 3 1 1 RP11-266C11 ( 107126876 - 107307938 ) 3 9 7 RP11-77E2 ( 107305452 107472899 ) 1 2 4 RP11-443I10 ( 107429108 - 107433634 ) 2 7 3 2 RP11-5N18 ( 108002467 - 108056449 ) 1 1 1 RP11-136I10 ( 108377134 - 108535824 ) 1 2 1 RP11-159I15 ( 108538546 - 108687003 ) 1 RP11-238I13 ( 108884648 - 109038857 ) 1 1 RP11-718D16 ( 109192158 - 109316792 ) 2 2 RP11-905M6 ( 110866834 - 110973079 ) 1 1 4 RP11-189E18 ( 110973080 -111007307 ) 5 RP11-605O24 ( 111045088 - 111045679 ) 13 4 2 RP11-807L7 ( 111424246 - 111424916 ) 5 4 3 RP11-95C23 (111444696 - 111482842 ) 1 11 2 1 RP11-274I17 ( 111829456 - 111830134 ) 2 3 4 8 FRA7M (7q34) BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal splitting RP11-265A15 ( 139131004 - 139298793 ) 3 1 1 RP11-1173P7 (140392201 - 140521623 ) 2 3 1 RP11-744I24 ( 140802351 - 140911725) 1 2 1 1 RP11-237G17 (140911726 - 140979677 ) 1 2 1 1 1 RP11-707F14 ( 141204319 - 141375096 ) 1 1 2 2 RP11-1220K2 ( 141384390 - 141553757 ) 1 RP11-811J9 ( 142787852 - 142857896 ) 2 1 RP11-298A10 ( 142857897 - 143028830 ) 2 1 RP11-307I2 ( 143102265 - 143209337 ) 3 RP11-669B10 ( 143246098 - 143373452 ) 1 RP11-464H1 ( 143606242 - 143672651 ) 1 RP4-807C15 ( 144027648 - 144143399 ) 1 1 RP11-374N8 (144143400 - 144233517 ) 1 2 2 1 RP11-49G5 ( 144233518 - 144359002 ) 3 FRA7I (7q36) BAC (kbp) proximal Bp In FS Bp distal splitting RP5-979P20 ( 148626419 - 148748977 ) RP4-751H13 ( 149072728 - 149199088 ) 1 RP11-511P7 ( 149707947 - 149820949 ) 1 RP11-548K24 ( 150169754 – 150294430 ) 1 RP11-208G20 ( 151567450 – 151714055 ) 1 1 RP11-422E4 ( 153750370 - 153901567 ) 1 RP11-69O3 ( 155193647 - 155346385 ) 1 8 Anhang: Tab. 9A LXXXV FRA9D (9q21.3) BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal RP11-202I11 ( 87397997 - 87570799 ) 2 2 RP11-213G2 (87570800 - 87752563 ) 1 1 RP11-350E12 ( 89708733 - 89914027 ) 1 FRA10G (10q11.2) BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal RP11-358L16 ( 45356706 - 45535898 ) 1 RP11-175I17 ( 45576861 - 45746970 ) 1 1 1 RP11-556L1 ( 46004351 - 46174280 ) 1 1 RP11-314P12 (46489306 - 46562342 ) 1 FRA10F (10q26) BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal splitting RP11-198M6 ( 121577828 - 121765053 ) 1 RP11-323P17 ( 122469430 - 122626379 ) 1 RP11-105F10 ( 123764471 - 123939147 ) 1 RP11-296H2 ( 123939148 - 124083531 ) 1 RP11-436O19 ( 124267798 - 124268644 ) 1 RP11-481L19 ( 124268654 - 124444805 ) 1 RP11-564D11 ( 124592597 - 124787891 ) 1 RP11-162A23 ( 124799045 - 124978916 ) 1 RP11-391M7 ( 125381493 - 125576300 ) 1 RP11-435D11 (125909463 - 126009423 ) 2 RP11-12J10 ( 126243970 - 126364639 ) 1 1 RP11-118H17 ( 127171872 - 127273359 ) 2 1 RP11-124H7 ( 127445890 - 127599588 ) 1 3 2 1 RP11-179O22 ( 128076478 - 128246854 ) 1 2 4 1 RP11-310M21 ( 128411774 - 128539324 ) 2 2 RP11-384P18 ( 128800515 - 128966887 ) 1 2 FRA11E (11p13) BAC (kbp) distal Bp in FS Bp proximal RP13-786C16 ( 33811143 - 33985492 ) 2 RP11-115P8 ( 35657393 - 35810990 ) 1 RP11-324K6 ( 37673711 - 37747022 ) 1 RP11-64I17 ( 38630151 - 38739753 ) 1 RP11-148I19 ( 42030260 - 42030958 ) 1 8 Anhang: Tab. 9A LXXXVI FRA11F (11q14) BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal RP11-736K20 ( 86270178 - 86422826 ) 1 RP11-137O10 ( 86920457 - 87028461 ) 2 1 2 RP11-685B24 ( 87490589 - 87560203 ) 2 3 2 RP11-729P6 ( 87965443 - 88142619 ) 1 3 2 3 1 RP11-796A5 ( 88548676 - 88679994 ) 1 RP11-97D10 ( 88679995 - 88837883 ) 1 RP11-643G5 ( 88888189 - 89020984 ) 2 RP11-358N4 ( 89082687 - 89232070 ) 1 2 3 2 RP11-529A4 ( 89213539 - 89446671 ) 4 4 1 RP11-121L10 ( 89573976 - 89737519 ) 1 2 3 FRA13B (13q21) BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal splitting RP11-307O11 ( 60474591 - 60620617 ) 2 1 1 RP11-809O8 (62267119 - 62426941 ) 1 1 RP11-151G10 ( 62681765 - 62844117 ) 1 1 1 RP11-520F9 ( 63407676 - 63481486 ) 1 2 1 RP11-129M14 ( 64741934 - 6488659 ) 1 1 1 RP11-424E21 ( 65400827 - 65415270 ) 1 FRA14B (14q23) BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal splitting RP11-676P5 ( 63629431 - 63768476 ) 2 4 2 3 RP11-712C19 ( 63768477 - 63911296 ) 1 RP11-90M8 ( 63791426 - 63974809 ) 1 RP11-1058L12 ( 63894891 - 64079836 ) 1 1 RP11-50H7 ( 65670471 - 65823545 ) 1 1 1 RP11-350H11 ( 67944394 - 68130025 ) 1 3 2 1 FRA16C (16q22) BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal splitting RP11-106J23 ( 68592296 - 68734640 ) 1 3 3 5 RP11-23E19 ( 69585833 - 69728695 ) 2 1 1 RP11-1145B23 ( 69728696 - 69863102 ) 2 1 1? RP11-157E19 ( 69793281 - 69959208 ) 1 RP11-510M2 ( 69991371 - 70168705 ) 4 2 RP11-140I24 ( 71883293 - 72036034 ) 2 3 1 FRA18B (18q21.3) BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal splitting RP11-396N11 ( 56063594 - 56151591 ) 1 3 1 RP11-520K18 ( 56874759 - 57034661 ) 2 1 1 RP11-15C15 ( 57146745 - 57340442 ) 1 2 8 Anhang: Tab. 10A LXXXVII 10A BAC-Hybridisierungsergebnisse der FRA4C (4q31) in den Suspensionen IA und IIIA Lage des BACs im Bruchpunktbereich (Bp), distal, proximal oder innerhalb des Chromatidbruchs oder Aufzeigen eines Spalt-Signals (splitting)). Suspension IA BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal splitting RP11-54P19 ( 144127231 - 144293824 ) 2 2 3 2 RP11-364L4 (144367994 - 144531240 ) RP11-58H15 ( 144531241 - 144667006 ) 2 3 RP11-481K16 ( 144681592 - 144875611 ) 2 1 2 RP11-1289C17 ( 145242164 - 45425678) 2 1 1 RP13-933J18 ( 145425679 - 145542853 ) 2 3 1 RP11-301H24 ( 146558547 - 146722475 ) 1 2 RP11-557J10 ( 146722476 - 146848810 ) 1 1 2 RP11-292M9 ( 146848811 - 146929832 ) 2 1 6 5 1 1? RP11-203B7 ( 147087802 - 147231301 ) 1 1 1 RP11-6L6 ( 147231302 - 147393124 ) 1 2 RP11-552I10 ( 147393125 - 147555402 ) 1 2 8 Suspension IIIA BAC (kbp) proximal Bp in FS Bp distal splitting RP11-54P19 ( 144127231 - 144293824 ) 3 1 1 1 RP11-364L4 (144367994 - 144531240 ) 1 3 2 3 2 RP11-58H15 ( 144531241 - 144667006 ) RP11-481K16 ( 144681592 - 144875611 ) 1 1 2 RP11-1289C17 ( 145242164 - 145425678) RP13-933J18 ( 145425679 - 145542853 ) 1 1 RP11-301H24 ( 146558547 - 146722475 ) RP11-557J10 ( 146722476 - 146848810 ) RP11-292M9 ( 146848811 - 146929832 ) RP11-203B7 ( 147087802 - 147231301 ) 1 1 2 2 1 RP11-6L6 ( 147231302 - 147393124 ) 3 3 4 2 RP11-552I10 ( 147393125 - 147555402 ) 2 2 1 8 Anhang: Abb. 11A LXXXVIII 11A Grafische Darstellung der Ausdehnung der bearbeiteten FS, einschließlich der vermuteten Bruchpunkt-BACs und der innerhalb liegenden Gene (mit Ausnahme der im Ergebnisteil vorgestellten FS; Erläuterungen zu den Schemata unter XXVIII). FRA1E FRA1K 8 Anhang: Abb. 11A LXXXIX FRA2L FRA2F 8 Anhang: Abb. 11A XC FRA2J FRA4F 8 Anhang: Abb. 11A XCI FRA4C FRA5E 8 Anhang: Abb. 11A XCII FRA5D FRA7B 8 Anhang: Abb. 11A XCIII FRA7C FRA7F+K 8 Anhang: Abb. 11A XCIV FRA7M FRA14B 8 Anhang: Abb. 11A XCV FRA16C FRA18C 8 Anhang: Tab. 12A XCVI 12A Gesamtheit der Gene in den FS-Regionen (geordnet nach Chromosomen, siehe XXVIII). FRA1A (1p36.2) Homo sapiens Genome (Build 36.3) Chromosome: 1 Map: genes Region: 11,962K..15,300K start stop Symbol Cyto Description 11962956 11996152 MFN2 1p36.22 mitofusin 2 12002099 12014693 IIP45 1p36.22 invasion inhibitory protein 45 12046021 12126851 TNFRSF8 1p36 tumor necrosis factor receptor superfamily, member 8 12149647 12191864 TNFRSF1B 1p36.3-p36.2 tumor necrosis factor receptor superfamily, member 1B 12203436 12212697 LOC390998 1p36.22 similar to 60S ribosomal protein L10 (QM protein) (Tumor suppressor QM) (Laminin receptor homolog) 12212700 12494686 VPS13D 1p36.22 vacuolar protein sorting 13 homolog D (S. cerevisiae) 12550526 12600407 DHRS3 1p36.1 dehydrogenase/reductase (SDR family) member 3 12627153 12649684 AADACL4 1p36.21 arylacetamide deacetylase-like 4 12698705 12711313 AADACL3 1p36.21 arylacetamide deacetylase-like 3 12728750 12743689 C1orf158 1p36.21 chromosome 1 open reading frame 158 12757571 12760636 PRAMEF12 1p36.21 PRAME family member 12 12774133 12778810 PRAMEF1 1p36.21 PRAME family member 1 12807055 12815863 PRAMEF11 1p36.21 PRAME family member 11 12819974 12823797 LOC441870 1p36.21 similar to PRAME family member 10 12829848 12831165 HNRPCL1 1p36.21 heterogeneous nuclear ribonucleoprotein C-like 1 12839528 12844351 PRAMEF2 1p36.21 PRAME family member 2 12861632 12868612 PRAMEF4 1p36.21 PRAME family member 4 12875314 12880681 PRAMEF10 1p36.21 PRAME family member 10 12900100 12902820 PRAMEF7 1p36.21 PRAME family member 7 12904206 12910749 LOC729356 1p36.21 similar to PRAME family member 2 12920889 12929993 PRAMEF6 1p36.21 PRAME family member 6 12935502 12938491 LOC100129611 1p36.21 hypothetical LOC100129611 12958130 12960968 LOC653606 1p36.21 PRAME family member 3-like 13031110 13045164 LOC729368 1p36.21 similar to PRAME family member 5 13045833 13058475 LOC100132865 1p36.21 hypothetical LOC100132865 13063037 13067919 LOC441873 1p36.21 similar to PRAME family member 9 13085232 13095718 LOC649324 1p36.21 similar to PRAME family member 1 13105375 13106872 LOC440563 1p36.21 similar to Heterogeneous nuclear ribonucleoprotein C-like 1 (hnRNP core protein C-like 1) 13118857 13121654 LOC645354 1p36.21 similar to PRAME family member 1 13138943 13142281 LOC645359 1p36.21 PRAME family member 13200783 13204279 PRAMEF3 1p36.21 PRAME family member 3 13223920 13226910 LOC100132443 1p36.21 hypothetical LOC100132443 13232406 13241644 PRAMEF5 1p36.21 PRAME family member 5 13251652 13258181 LOC650236 1p36.21 similar to PRAME family member 2 13259233 13263352 PRAMEF8 1p36.21 PRAME family member 8 13264845 13287069 LOC645382 1p36.21 similar to PRAME family member 10 13291781 13300778 PRAMEF9 1p36.21 PRAME family member 9 13320001 13325243 PRAMEF13 1p36.21 PRAME family member 13 13346640 13350156 PRAMEF18 1p36.21 PRAME family member 18 13367841 13370847 PRAMEF16 1p36.21 PRAME family member 16 13394550 13399530 PRAMEF21 1p36.21 PRAME family member 21 13480018 13484137 LOC729516 1p36.21 similar to PRAME family member 8 8 Anhang: Tab. 12A XCVII start stop Symbol Cyto Description 13485642 13507866 LOC645399 1p36.21 similar to PRAME family member 10 13514560 13521575 PRAMEF15 1p36.21 PRAME family member 15 13540856 13546098 PRAMEF14 1p36.21 PRAME family member 14 13567476 13570992 PRAMEF19 1p36.21 PRAME family member 19 13588675 13591651 PRAMEF17 1p36.21 PRAME family member 17 13609494 13620390 PRAMEF20 1p36.21 PRAME family member 20 13673776 13716440 LRRC38 1p36.21 leucine rich repeat containing 38 13782839 13817039 PDPN 1p36.21 podoplanin 13903937 14024162 PRDM2 1p36.21 PR domain containing 2, with ZNF domain 14018800 14019721 LOC100128068 1p36.21 hypothetical protein LOC100128068 14020907 14021278 LOC100128492 1p36.21 hypothetical protein LOC100128492 14797800 15317131 KIAA1026 1p36.21 kazrin 14890912 14891579 TBCAP2 1p36 tubulin-specific chaperone a pseudogene 2 14912036 14912876 LOC100132942 1p36.21 hypothetical LOC100132942 15198113 15198835 LOC100129042 1p36.21 hypothetical protein LOC100129042 FRA1E (1p21.3) Region: 95,500K..98,500K start stop Symbol Cyto Description 95549072 95556407 LOC729977 1p21.3 hypothetical protein LOC729977 96487119 96657440 LOC100132258 1p21.3 hypothetical LOC100132258 96685074 96686767 LOC440595 1p21.3 similar to eukaryotic translation elongation factor 1 alpha 1 96902064 96935618 LOC653702 1p21.3 hCG31916 96959966 97052937 PTBP2 1p22.1-p21.3 polypyrimidine tract binding protein 2 97315887 98159203 DPYD 1p22 dihydropyrimidine dehydrogenase 98281300 98283596 FLJ35409 1p21.3 FLJ35409 protein 98284213 98284314 MIRN137 1p21.3 microRNA 137 98314946 98315662 LOC100132699 1p21.3 hypothetical LOC100132699 98448855 98509104 LOC729987 1p21.3 hypothetical protein LOC729987 FRA1F (1q21.1-1q21.2) Region: 146M..149M start stop Symbol Cyto Description 146019392 146032780 LOC728920 1q21.1 phosphodiesterase 4D interacting protein pseudogene 146042424 146076705 LOC728912 1q21.1 CLIP-190-like 146068239 146070083 LOC100133090 1q21.1 similar to PDE4DIP protein 146068240 146069151 LOC767851 1q21.1 profilin 1 pseudogene 146083936 146088707 FAM108A2 1q21.1 amily with sequence similarity 108, member A2 146098116 146099052 LOC100130236 1q21.1 hypothetical protein LOC100130236 146165530 146185951 LOC100132219 1q21.1 hypothetical LOC100132219 146185653 146185726 TRNAN-AUU 1q21.1 transfer RNA asparagine (anticodon AUU) 146204006 146204077 TRNAQ-CUG 1q21.1 transfer RNA glutamine (anticodon CUG) 146220095 146220166 TRNAH-GUG 1q21.1 transfer RNA histidine(anticodon GUG) 146241469 146241540 TRNAH-GUG 1q21.1 transfer RNA histidine(anticodon GUG) 146267561 146267632 TRNAQ-CUG 1q21.1 transfer RNA glutamine (anticodon CUG) 146344161 146344234 TRNAN-GUU 1q21.1 transfer RNA asparagine (anticodon GUU) 146354007 146359626 LOC100132057 1q21.1 similar to hCG1810766 146373839 146374538 LOC100133183 1q21.1 hypothetical LOC100133183 8 Anhang: Tab. 12A XCVIII start stop Symbol Cyto Description 146374537 146375842 LOC100132921 1q21.1 hypothetical LOC100132921 146392105 146400273 LOC100132999 1q21.1 hypothetical protein LOC100132999 146421384 146422043 PPIAL4 1q21.1 peptidylprolyl isomerase A (cyclophilin A)-like 4 146449931 146450217 LOC100132587 1q21.1 hypothetical LOC100132587 146467429 146467502 TRNAN-GUU 1q21.1 transfer RNA asparagine (anticodon GUU) 146470266 146492472 NBPF14 1q12-q21.2 neuroblastoma breakpoint family, member 14 146550479 146562742 LOC729086 1q21.1 hypothetical protein LOC729086 146568497 146569183 LOC645142 1q21.1 peptidylprolyl isomerase A (cyclophilin A)-like 4 pseudogene 146596576 146596862 LOC100129127 1q21.1 hypothetical LOC100129127 146609324 146614668 LOC100133078 1q21.1 hypothetical LOC100133078 146614739 146614812 TRNAN-GUU 1q21.1 transfer RNA asparagine (anticodon GUU) 146618473 146713553 NBPF20 1q21.1 neuroblastoma breakpoint family, member 20 146715719 146716521 LOC200025 1q21.1 hypothetical LOC200025 146827614 146862782 NBPF15 1q21.1 neuroblastoma breakpoint family, member 15 146840934 146841936 LOC767854 1q21.1 profilin 1 pseudogene 146864938 146865011 TRNAN-GUU 1q21.1 transfer RNA asparagine (anticodon GUU) 146865082 146872074 LOC729118 1q21.1 hypothetical protein LOC729118 146882916 146883202 LOC100132040 1q21.1 hypothetical LOC100132040 146910277 146911419 LOC730262 1q21.1 similar to peptidylprolyl isomerase A (cyclophilin A)-like 4 147002970 147003875 LOC645126 1q21.1 profilin 1 pseudogene 147006066 147024935 NBPF16 1q21.1 neuroblastoma breakpoint family, member 16 147026980 147027053 TRNAN-GUU 1q21.1 transfer RNA asparagine (anticodon GUU) 147027124 147032490 LOC100132583 1q21.1 hypothetical LOC100132583 147044944 147045230 LOC100132490 1q21.1 hypothetical LOC100132490 147072288 147073423 LOC728945 1q21.1 similar to peptidylprolyl isomerase A (cyclophilin A)-like 4 147111986 147120917 LOC645146 1q21.1 similar to Kinase suppressor of ras-1 (Kinase suppressor of ras) 147131080 147133277 LOC100133086 1q21.1 hypothetical protein LOC100133086 147140071 147154900 LOC645159 1q21.1 similar to myeloid/lymphoid or mixedlineage leukemia 3 isoform 1 147168815 147171063 DRD5P2 1q21.1 dopamine receptor D5 pseudogene 2 147194916 147218335 LOC645166 1q21.1 similar to lymphocyte-specific protein 1 isoform 1 147292156 147356842 NBPF17P 1q21.1 neuroblastoma breakpoint family, member 17 (pseudogene) 147356499 147403987 LOC647580 1q21.1 hypothetical protein LOC647580 147381150 147382152 LOC647569 1q21.1 profilin 1 pseudogene 147422452 147422523 TRNAH-GUG 1q21.1 transfer RNA histidine(anticodon GUG) 147452749 147452820 TRNAQ-CUG 1q21.1 transfer RNA glutamine (anticodon CUG) 147478716 147479208 LOC100129567 1q21.1 hypothetical LOC100129567 147497194 147497267 TRNAN3 1q21.1 transfer RNA asparagine 3 (anticodon GUU) 147497464 147498407 LOC729179 1q21.1 hypothetical protein LOC729179 147506155 147529926 FAM91A3P 1q21.1 family with sequence similarity 91, member A3 pseudogene 147530087 147600451 LOC100131974 1q21.1 hypothetical protein LOC100131974 147551127 147551200 TRNAN-GUU 1q21.1 transfer RNA asparagine (anticodon GUU) 8 Anhang: Tab. 12A XCIX start stop Symbol Cyto Description 147552369 147558367 LOC388692 1q21.1 hypothetical gene supported by AK123662 147553731 147555283 LOC100133075 1q21.1 similar to LOC440570 147561290 147561360 TRNAV-CAC 1q21.1 transfer RNA valine (anticodon CAC) 147565179 147565251 TRNAV-CAC 1q21.1 transfer RNA valine (anticodon CAC) 147572534 147579682 LOC645262 1q21.1 phosphodiesterase 4D interacting proteinlike 147592896 147592969 TRNAN-GUU 1q21.1 transfer RNA asparagine (anticodon GUU) 147607282 147607690 LOC100131962 1q21.1 hypothetical LOC100131962 147635924 147644999 LOC100132417 1q21.1 similar to Fc gamma receptor type I 147645032 147647148 LOC729189 1q21.1 hypothetical protein LOC729189 147665423 147665803 LOC653593 1q21.1 similar to histone 2, H2bb 147665464 147667166 HIST2H3PS2 1q21.1 histone cluster 2, H3, pseudogene 2 147666690 147695972 LOC100133008 1q21.1 hypothetical protein LOC100133008 147691189 147691578 LOC100132479 1q21.1 hypothetical LOC100132479 147791411 147791697 LOC100132836 1q21.1 hypothetical LOC100132836 147819281 147823134 LOC653598 1q21.1 similar to peptidylprolyl isomerase A (cyclophilin A)-like 4 147841413 147849565 LOC642441 1q21.1 hypothetical LOC642441 147875233 147875306 TRNAN-GUU 1q21.1 transfer RNA asparagine (anticodon GUU) 147882241 147882314 TRNAN-GUU 1q21.1 transfer RNA asparagine (anticodon GUU) 147882427 147883410 FAM91A2 1q21.1 family with sequence similarity 91, member A2 147893965 147899562 LOC100132827 1q21.1 similar to hCG1810766 147907468 147917644 LOC100132306 1q21.1 similar to family with sequence similarity 91, member A1 147915684 147985986 LOC729130 1q21.1 similar to phosphodiesterase 4D interacting protein isoform 1 147930979 147931051 TRNAE-UUC 1q21.1 transfer RNA glutamic acid (anticodon UUC) 147936681 147936754 TRNAN-GUU 1q21.1 transfer RNA asparagine (anticodon GUU) 147937915 147943909 LOC644634 1q21.1 hypothetical LOC644634 147939277 147940829 LOC729135 1q21.1 hypothetical protein LOC729135 147950712 147950785 TRNAV-CAC 1q21.1 transfer RNA valine (anticodon CAC) 147958056 147965211 LOC199882 1q21.1 phosphodiesterase 4D interacting proteinlike 147978422 147978495 TRNAN-GUU 1q21.1 transfer RNA asparagine (anticodon GUU) 147992473 147992882 LOC100129586 1q21.1 hypothetical LOC100129586 148020912 148030698 FCGR1A 1q21.2-q21.3 Fc fragment of IgG, high affinity Ia, receptor (CD64) 148029960 148032027 LOC729127 1q21.2 hypothetical protein LOC729127 148048739 148050535 HIST2H2BF 1q21.2 histone cluster 2, H2bf 148051450 148051860 HIST2H3D 1q21.2 histone cluster 2, H3d 148066878 148070733 LOC730631 1q21.2 hypothetical protein LOC730631 148070845 148071240 HIST2H4A 1q21 histone cluster 2, H4a 148078883 148079389 HIST2H3C 1q21.2 histone cluster 2, H3c 148080409 148080942 HIST2H2AA3 1q21.2 histone cluster 2, H2aa3 148081230 148081724 HIST2H2BD 1q21.2 histone cluster 2, H2bd 148088383 148088964 HIST2H2BC 1q21.2 histone cluster 2, H2bc 148089252 148089785 HIST2H2AA4 1q21.2 histone cluster 2, H2aa4 148090805 148091311 HIST2H3A 1q21.2 histone cluster 2, H3a 148098954 148099349 HIST2H4B 1q21 histone cluster 2, H4b 148099461 148103316 LOC100132909 1q21.2 hypothetical protein LOC100132909 148122634 148124856 HIST2H2BE 1q21-q23 histone cluster 2, H2be 148125149 148125585 HIST2H2AC 1q21-q23 histone cluster 2, H2ac 8 Anhang: Tab. 12A C start stop Symbol Cyto Description 148125643 148126090 HIST2H2AB 1q21 histone cluster 2, H2ab 148137825 148138969 BOLA1 1p36.13-q31.3 bolA homolog 1 (E. coli) 148141859 148156054 SV2A 1q21.2 synaptic vesicle glycoprotein 2A 148161835 148166326 SF3B4 1q12-q21 splicing factor 3b, subunit 4, 49kDa 148167168 148174867 MTMR11 1q12-q21 myotubularin related protein 11 148178855 148249310 OTUD7B 1q21.2 OTU domain containing 7B 148284006 148284076 TRNAA-AGC 1q21.2 transfer RNA alanine (anticodon AGC) 148292470 148293645 LOC441907 1q21.2 similar to 60S ribosomal protein L6 (TAX-responsive enhancer elementbinding protein 107) (TAXREB107) Neoplasm-related protein C140) 148305966 148384129 VPS45 1q21.2 vacuolar protein sorting 45 homolog (S. cerevisiae) 148388794 148398449 PLEKHO1 1q21.2 pleckstrin homology domain containing, family O member 1 148457479 148475082 ANP32E 1q21.2 acidic (leucine-rich) nuclear phosphoprotein 32 family, member E 148488047 148504102 CA14 1q21 carbonic anhydrase XIV 148504423 148508156 APH1A 1p36.13-q31.3 anterior pharynx defective 1 homolog A (C. elegans) 148511822 148519951 C1orf54 1q21.2 chromosome 1 open reading frame 54 148521853 148526125 C1orf51 1q21.2 chromosome 1 open reading frame 51 148532893 148547443 MRPS21 1q21 mitochondrial ribosomal protein S21 148560642 148592295 PRPF3 1q21.1 PRP3 pre-mRNA processing factor 3 homolog (S. cerevisiae) 148603211 148712674 KIAA0460 1q21.2 KIAA0460 148726544 148746380 TARS2 1q21.2 threonyl-tRNA synthetase 2, mitochondrial (putative) 148747207 148752660 ECM1 1q21 extracellular matrix protein 1 148788522 148800037 ADAMTSL4 1q21.2 ADAMTS-like 4 148799176 148801215 C1orf138 1q21.2 chromosome 1 open reading frame 138 148813658 148818760 MCL1 1q21 myeloid cell leukemia sequence 1 (BCL2- related) 148817420 148818763 LOC100131311 1q21.2 hypothetical protein LOC100131311 148861223 148868722 ENSA 1q21.2 endosulfine alpha 148885330 148936257 GOLPH3L 1q21.2 golgi phosphoprotein 3-like 148937166 148959976 HORMAD1 1q21.2 HORMA domain containing 1 148969175 149004929 CTSS 1q21 cathepsin S FRA1K (1q31.1-1q31.2) Region: 190,400K..192,700K start stop Symbol Cyto Description 190394215 190421568 RGS18 1q31.2 regulator of G-protein signaling 18 190481966 190483424 LOC647150 1q31.2 similar to ATP-binding cassette subfamily E member 1 (RNase L inhibitor) (Ribonuclease 4 inhibitor) (RNS4I) 190552745 190603038 RGS21 1q31.1 regulator of G-protein signaling 21 190811480 190815782 RGS1 1q31 regulator of G-protein signaling 1 190871905 190896013 RGS13 1q31.2 regulator of G-protein signaling 13 190932516 190969100 LOC388720 1q31.2 similar to ubiquitin and ribosomal protein S27a precursor 191036325 191036932 LOC100130137 1q31.2 hypothetical LOC100130137 191044794 191048026 RGS2 1q31 regulator of G-protein signaling 2, 24kDa 191229202 191230430 LOC730190 1q31.2 similar to zinc finger protein 101 191251522 191295144 UCHL5 1q32 ubiquitin carboxyl-terminal hydrolase L5 191295376 191327530 TROVE2 1q31 TROVE domain family, member 2 191332223 191341867 GLRX2 1q31.2-q31.3 glutaredoxin 2 8 Anhang: Tab. 12A CI start stop Symbol Cyto Description 191357784 191487679 CDC73 1q25 cell division cycle 73, Paf1/RNA polymerase II complex component, homolog (S. cerevisiae) 191414799 191422347 B3GALT2 1q31 DP-Gal:betaGlcNAc beta 1,3- yltransferase, polypeptide 2 192424720 192426095 LOC647167 1q31.3 imilar to eukaryotic translation elongation factor 1 FRA2L (2p11.2-2q11.2) Homo sapiens Genome (Build 36.3) Chromosome: 2 Region: 89,110K..97,285K start stop Symbol Cyto Description 88937989 89411551 IGK@ 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa locus 89120836 89121310 IGKV1-12 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 1-12 89126602 89127078 IGKV1-13 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 1-13 89158630 89159395 IGKV2-14 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 2-14 89165788 89166301 IGKV3-15 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 3-15 89180467 89180942 IGKV1-16 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 1-16 89197948 89198423 IGKV1-17 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 1-17 89209304 89210080 IGKV2-18 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 2-18 89215579 89215845 IGKV2-19 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 2-19 89223172 89223706 IGKV3-20 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 3-20 89240350 89240901 IGKV6-21 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 6-21 89251344 89251811 IGKV1-22 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 1-22 89252927 89253642 IGKV2-23 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 2-23 89256927 89257729 IGKV2-24 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 2-24 89273094 89274871 IGKV3-25 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 3-25 89276679 89277432 IGKV2-26 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 2-26 89294023 89294497 IGKV1-27 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 1-27 89302294 89303027 IGKV2-28 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 2-28 89314781 89315507 IGKV2-29 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 2-29 89325379 89326164 IGKV2-30 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 2-30 89332799 89333336 IGKV3-31 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 3-31 89334142 89334616 IGKV1-32 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 1-32 89348873 89349347 IGKV1-33 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 1-33 89356128 89356660 IGKV3-34 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 3-34 89367568 89368042 IGKV1-35 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 1-35 89376096 89376329 IGKV2-36 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 2-36 89378136 89378610 IGKV1-37 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 1-37 89390775 89391014 IGKV2-38 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 2-38 89400498 89400972 IGKV1-39 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 1-39 89410988 89411551 IGKV2-40 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 2-40 89561552 89911540 IGK@ 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa locus 89562873 89563106 IGKV2D-36 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 2D-36 89571166 89571640 IGKV1D-35 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 1D-35 89582610 89583142 IGKV3D-34 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 3D-34 89589921 89590395 IGKV1D-33 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 1D-33 89604539 89605013 IGKV1D-32 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 1D-32 89605819 89606356 IGKV3D-31 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 3D-31 89613009 89613794 IGKV2D-30 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 2D-30 89623657 89624386 IGKV2D-29 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 2D-29 89636130 89636862 IGKV2D-28 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 2D-28 89644980 89645455 IGKV1D-27 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 1D-27 89662063 89662815 IGKV2D-26 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 2D-26 89664611 89666369 IGKV3D-25 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 3D-25 89680942 89681744 IGKV2D-24 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 2D-24 89685026 89686031 IGKV2D-23 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 2D-23 89686856 89687323 IGKV1D-22 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 1D-22 8 Anhang: Tab. 12A CII start stop Symbol Cyto Description 89697749 89698300 IGKV6D-21 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 6D-21 89715082 89715616 IGKV3D-20 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 3D-20 89722943 89723209 IGKV2D-19 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 2D-19 89728733 89729509 IGKV2D-18 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 2D-18 89745835 89746387 IGKV6D-41 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 6D-41 89758963 89759438 IGKV1D-17 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 1D-17 89776410 89776885 IGKV1D-16 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 1D-16 89791050 89791563 IGKV3D-15 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 3D-15 89797944 89798709 IGKV2D-14 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 2D-14 89830253 89830729 IGKV1D-13 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 1D-13 89836021 89836495 IGKV1D-12 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 1D-12 89849045 89849558 IGKV3D-11 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 3D-11 89856036 89856801 IGKV2D-10 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 2D-10 89866370 89866836 IGKV1D-42 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 1D-42 89886225 89886700 IGKV1D-43 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 1D-43 89897079 89897553 IGKV1D-8 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 1D-8 89911009 89911540 IGKV3D-7 2p12 (p11.2) immunoglobulin kappa variable 3D-7 89924865 89925514 LOC100132555 2p11.2 hypothetical LOC100132555 89927531 89928819 LOC100132281 2p11.2 hypothetical protein LOC100132281 89947931 89948824 LOC100133237 2p11.2 hypothetical protein LOC100133237 91000099 91043469 LOC339562 2p11.1 similar to Ig kappa chain V-I region Walker precursor 91086755 91087648 LOC100133152 2p11.1 hypothetical protein LOC100133152 91105726 91106774 LOC100132182 2p11.1 hypothetical LOC100132182 91107151 91111126 LOC100133327 2p11.1 hypothetical protein LOC100133327 91141263 91173177 LOC388996 2p11.1 hypothetical LOC388996 91168910 91211719 LOC654342 2p11.1 similar to lymphocyte-specific protein 1 91235538 91237787 DRD5P1 2p11.2-p11.1 dopamine receptor D5 pseudogene 1 91251646 91266457 LOC642678 2p11.1 similar to Myeloid/lymphoid or mixedlineage leukemia protein 3 homolog (Histone-lysine N-methyltransferase, H3 lysine-4 specific MLL3) 91273299 91275495 FLJ37786 2p11.1 hypothetical LOC642691 91298056 91333718 LOC647597 2p11.1 similar to Histone-lysine Nmethyltransferase, H4 lysine-20 specific (Histone H4-K20 methyltransferase) (H4- K20-HMTase) (SET domain-containing protein (8) (PR/SET domain-containing 07) (PR/SET07) (PR-Set7) 91327095 91333880 LOC645367 2p11.1 gamma-glutamyltransferase 1 pseudogene 91360653 91370370 LOC642838 2p11.1 similar to Ig kappa chain V-I region Walker precursor 91391799 91395566 LOC642762 2p11.1 hCG2042779 91425980 91431371 LOC100128696 2p11.1 hypothetical LOC100128696 91434659 91513828 LOC389000 2p11.1 similar to CG10806-PB, isoform B 91492494 91494319 LOC440888 2p11.1 ARP3 actin-related protein 3 homolog B pseudogene 91535972 91536652 LOC100131663 2p11.1 hypothetical LOC100131663 91585906 91595625 LOC391405 2p11.1 similar to Ig kappa chain V-I region Walker precursor 94764131 94765807 LOC100130488 2q11.1 similar to glycosyltransferase 8 domain containing 3 94766614 94767690 LOC205272 2q11.1 similar to calponin 2 isoform a 94787759 94789593 LOC90499 2q11.1 hypothetical protein LOC90499 94790400 94886547 ANKRD20B 2q11.1 ankyrin repeat domain 20B 94818346 94818573 LOC100132883 2q11.1 similar to melanoma antigen 94888246 94900977 LOC647633 2q11.1 hypothetical protein LOC647633 94900959 94906295 TEKT4 2q11.1 tektin 4 94922163 94976814 LOC442028 2q11.1 hypothetical LOC442028 95053714 95055101 LOC100131662 2q11.1 hypothetical protein LOC100131662 95055206 95083462 MAL 2cen-q13 mal, T-cell differentiation protein 8 Anhang: Tab. 12A CIII start stop Symbol Cyto Description 95116679 95151481 MRPS5 2p11.2-q11.2 mitochondrial ribosomal protein S5 95177127 95188990 ZNF514 2q11.1 zinc finger protein 514 95194910 95213792 ZNF2 2q11.2 zinc finger protein 2 95237010 95245078 LOC344065 2q11.1 similar to zinc finger protein 135 (clone pHZ-17) 95303928 95320781 PROM2 2q11.1 prominin 2 95326799 95415552 KCNIP3 2q21.1 Kv channel interacting protein 3, calsenilin 95432175 95442606 FAHD2A 2p24.3-p11.2 fumarylacetoacetate hydrolase domain containing 2A 95442718 95445309 LOC653186 2q11.1 hypothetical LOC653186 95479780 95499138 LOC728231 2q11.1 similar to Nucleolar transcription factor 1 (Upstream-binding factor 1) (UBF-1) 95506437 95514206 LOC653192 2q11.1 similar to tripartite motif protein 17 95544447 95549587 LOC390233 2q11.1 hypothetical LOC390233 95554439 95556205 LOC643085 2q11.1 hypothetical LOC643085 95558330 95561889 FLJ14082 2q11.1 hypothetical protein FLJ14082 95575953 95577148 OR7E102P 2q11.1 olfactory receptor, family 7, subfamily E, member 102 pseudogene 95604376 95610244 LOC643126 2q11.1 similar to Tripartite motif protein 49 (RING finger protein 18) (Testis-specific ring-finger protein) 95621493 95629198 TRIM43 2q11.1 tripartite motif-containing 43 95636548 95655906 LOC129870 2q11.1 similar to Nucleolar transcription factor 1 (Upstream-binding factor 1) (UBF-1) (Autoantigen NOR-90) 95819119 95829654 LOC643219 2q11.2 similar to Glycerol-3-phosphate acyltransferase, mitochondrial precursor (GPAT) (P90) 95880570 96021431 LOC400986 2q11.2 protein immuno-reactive with anti-PTH polyclonal antibodies 96040026 96052611 LOC729234 2q11.2 fumarylacetoacetate hydrolase domain containing 2 pseudogene 96051421 96064454 LOC150763 2q11.2 hypothetical protein LOC150763 96142350 96145615 ADRA2B 2p13-q13 adrenergic, alpha-2B-, receptor 96153316 96167902 ASTL 2q11.1 astacin-like metallo-endopeptidase (M12 family) 96172638 96174906 DUSP2 2q11 dual specificity phosphatase 2 96214324 96238300 STARD7 2q11.2 StAR-related lipid transfer (START) domain containing 7 96237434 96269725 LOC100128538 2q11.2 hypothetical protein LOC100128538 96269704 96271428 LOC285033 2q11.2 hypothetical protein LOC285033 96280039 96295459 TMEM127 2q11.2 transmembrane protein 127 96295611 96303644 CIAO1 2q11.2 cytosolic iron-sulfur protein assembly 1 homolog (S. cerevisiae) 96303801 96334988 ASCC3L1 2q11.2 activating signal cointegrator 1 complex subunit 3-like 1 96354873 96357806 KIAA1754L 2q11.2 KIAA1754-like 96365211 96405001 NCAPH 2q11.2 non-SMC condensin I complex, subunit H 96527107 96534821 LINCR 2q11.2 likely ortholog of mouse lung-inducible Neutralized-related C3HC4 RING domain protein 96566191 96582098 ARID5A 2q11.2 AT rich interactive domain 5A (MRF1-like) 96566406 96568218 LOC100132284 2q11.2 similar to RFVG5814 96622638 96667810 KIAA1310 2p12-p11.2 KIAA1310 96724921 96734207 FER1L5 2q11.2 fer-1-like 5 (C. elegans) 96735393 96769528 LMAN2L 2q11.2 lectin, mannose-binding 2-like 96790366 96841355 CNNM4 2p12-p11.2 cyclin M4 96841719 96842192 LOC100132375 2q11.2 hypothetical protein LOC100132375 96845718 96864848 CNNM3 2p12-p11.2 cyclin M3 96867378 96873485 ANKRD23 2q11.2 ankyrin repeat domain 23 96877449 96887483 ANKRD39 2q11.2 ankyrin repeat domain 39 8 Anhang: Tab. 12A CIV start stop Symbol Cyto Description 96889200 96899462 SEMA4C 2q11.2 sema domain, immunoglobulin domain (Ig), transmembrane domain (TM) and short cytoplasmic domain, (semaphorin) 4C 96905349 96927558 LOC51252 2q11.2 hypothetical protein LOC51252 97029900 97047902 LOC100128957 2q11.2 hypothetical LOC100128957 97055239 97063095 LOC643445 2q11.2 similar to bloodthirsty 97111513 97112936 LOC653924 2q11.2 similar to hypothetical protein LOC150763 97113050 97124309 FAHD2B 2q11.2 fumarylacetoacetate hydrolase domain containing 2B 97143081 97148109 ANKRD36 2q11.2 ankyrin repeat domain 36 FRA2A (2q11.2) Region: 97,240K..101,900K start stop Symbol Cyto Description 97366906 97367743 LOC652873 2q11.2 similar to Ig kappa chain V-II region RPMI 6410 precursor 97387519 97388055 UBE3AP1 2q11.1 ubiquitin protein ligase E3A pseudogene 1 97487693 97572761 KIAA1641 2q11.2 KIAA1641 97619480 97621638 LOC643615 2q11.2 similar to Nucleolar transcription factor 1 (Upstream-binding factor 1) (UBF-1) 97628953 97631089 COX5B 2cen-q13 cytochrome c oxidase subunit Vb 97638863 97646816 ACTR1B 2q11.1-q11.2 ARP1 actin-related protein 1 homolog B, centractin beta (yeast) 97647187 97647865 RNU4P2 2q11.2 RNA, U4 small nuclear pseudogene 2 (U4/14) 97658777 97685961 LOC728537 2q11.2 hypothetical protein LOC728537 97696463 97722755 ZAP70 2q12 zeta-chain (TCR) associated protein kinase 70kDa 97739231 97978786 TMEM131 2q11.2 transmembrane protein 131 97809947 97811352 LOC728851 2q11.2 high-mobility group nucleosome binding domain 1 pseudogene 98070027 98295842 VWA3B 2q11.2 von Willebrand factor A domain containing 3B 98314284 98316860 LOC728861 2q11.2 hypothetical protein LOC728861 98329050 98381496 CNGA3 2q11.2 cyclic nucleotide gated channel alpha 3 98501857 98570614 INPP4A 2q11.2 inositol polyphosphate-4-phosphatase, type I, 107kDa 98582297 98591387 C2orf64 2q11.2 chromosome 2 open reading frame 64 98591474 98601410 UNC50 2q11.2 unc-50 homolog (C. elegans) 98602001 98714021 MGAT4A 2q12 mannosyl (alpha-1,3-)-glycoprotein beta- 1,4-N-acetylglucosaminyltransferase, isozyme A 98676998 98678388 LOC100130391 2q11.2 hypothetical LOC100130391 98776741 98919116 C2orf55 2q11.2 chromosome 2 open reading frame 55 98980781 99124469 TSGA10 2q11.2 testis specific, 10 99084813 99086096 LOC550644 2q11.2 CSPG6 pseudogene 99124617 99134382 C2orf15 2q11.2 chromosome 2 open reading frame 15 99137850 99146043 LIPT1 2q11.2 lipoyltransferase 1 99152158 99163924 MITD1 2q11.2 MIT, microtubule interacting and transport, domain containing 1 99164010 99180521 MRPL30 2q11.2 mitochondrial ribosomal protein L30 99225141 99238002 LYG2 2q11.2 lysozyme G-like 2 99267133 99284071 LYG1 2q11.2 lysozyme G-like 1 99301919 99319292 TXNDC9 2q11.2 thioredoxin domain containing 9 99320266 99383160 EIF5B 2q11.2 eukaryotic translation initiation factor 5B 99383370 99472912 REV1 2q11.1-q11.2 REV1 homolog (S. cerevisiae) 99530147 100125469 AFF3 2q11.2-q12 AF4/FMR2 family, member 3 100092739 100126368 LOC648405 2q11.2 hypothetical protein LOC648405 100191148 100234378 LOC150577 2q11.2 hypothetical protein LOC150577 100256185 100305627 LONRF2 2q11.2 LON peptidase N-terminal domain and ring finger 2 8 Anhang: Tab. 12A CV start stop Symbol Cyto Description 100353136 100353439 CYCSP7 2q11.2 cytochrome c, somatic pseudogene 7 100374754 100400523 CHST10 2q11.2 carbohydrate sulfotransferase 10 100407582 100409558 LOC129522 2q11.2 similar to RalA-binding protein 1 (RalBP1) (Ral-interacting protein 1) (76- kDa Ral-interacting protein) (Dinitrophenyl S-glutathione ATPase) (DNP-SG ATPase) 100453376 100466174 NMS 2q11.2 neuromedin S 100492171 100493126 LOC643896 2q11.2 similar to cAMP-regulated phosphoprotein 19 100545859 100559633 PDCL3 2q11.2 phosducin-like 3 100573947 100574218 LOC100131946 2q11.2 hypothetical LOC100131946 100622552 100798913 LOC100131574 2q11.2 hypothetical LOC100131574 100803045 100979719 NPAS2 2q11.2 neuronal PAS domain protein 2 100985123 101002587 RPL3 2q11.2 ribosomal protein L31 100990122 101134278 TBC1D8 2q11.2 TBC1 domain family, member 8 (with GRAM domain) 101235810 101253208 C2orf29 2q11.2 chromosome 2 open reading frame 29 101255830 101255943 SNORD89 2q11.2 small nucleolar RNA, C/D box 89 101258985 101291584 RNF149 2q11.2 ring finger protein 149 101331655 101370489 CREG2 2q11.2 cellular repressor of E1A-stimulated genes 2 101380255 101390847 FLJ42986 2q11.2 FLJ42986 protein 101392873 101457169 LOC731220 2q11.2 similar to regulatory factor X, 4 isoform 1 101492451 101493196 LOC644013 2q11.2 similar to 40S ribosomal protein S6 101680920 101877584 MAP4K4 2q11.2-q12 mitogen-activated protein kinase kinase kinase kinase 4 FRA2F (2q21.3-2q22.1) Region: 136,500K..139,500K start stop Symbol Cyto Description 136588389 136592195 CXCR4 2q21 chemokine (C-X-C motif) receptor 4 136672709 136674652 LOC389053 2q22.1 similar to heterogeneous nuclear ribonucleoprotein K 136803339 136803953 UBBP1 2q14.3 ubiquitin B pseudogene 1 136803340 136805686 LOC648390 2q22.1 similar to ubiquitin B precursor 137464932 138151757 THSD7B 2q21-q22 thrombospondin, type I, domain containing 7B 138438278 138490404 HNMT 2q22.1 histamine N-methyltransferase 138597488 138753345 LOC100127993 2q22.1 similar to ribosomal protein L15 138761150 138764675 LOC440917 2q22.1 similar to 14-3-3 protein epsilon (14-3- 3E) (Mitochondrial import stimulation factor L subunit) (MSF L) 138781317 138782016 LOC647002 2q22.1 similar to isopentenyl-diphosphate delta isomerase 138886106 138887569 LOC100129375 2q22.1 hypothetical LOC100129375 138975841 139047271 SPOPL 2q22.1 speckle-type POZ protein-like 139144921 139254281 NXPH2 2q22.1 neurexophilin 2 139371364 139373216 LOC647012 2q22.1 similar to YY1 transcription factor 139375473 139376787 LOC129560 2q22.1 similar to Adenosylhomocysteinase (Sadenosyl- L-homocysteine hydrolase) (AdoHcyase) FRA2H (2q32.1-2q32.2) Region: 182,700K..189,400K start stop Symbol Cyto Description 182715428 183095710 PDE1A 2q32.1 phosphodiesterase 1A, calmodulindependent 183289244 183351500 DNAJC10 2q32.1 DnaJ (Hsp40) homolog, subfamily C, member 10 8 Anhang: Tab. 12A CVI start stop Symbol Cyto Description 183406982 183439743 FRZB 2qter frizzled-related protein 183497850 183611474 NCKAP1 2q32 NCK-associated protein 1 183644013 183647000 KRT8P10 2q32.1 keratin 8 pseudogene 10 183651732 183672981 DUSP19 2q32.1 dual specificity phosphatase 19 183697328 183734653 NUP35 2q32.1 nucleoporin 35kDa 183832923 183834239 LOC129402 2q32.1 similar to RNA-binding protein LIN-28 184180206 184181242 LOC644877 2q32.1 hypothetical LOC644877 185171338 185512459 ZNF804A 2q32.1 zinc finger protein 804A 186118694 186120790 ELF2P4 2q32.1 E74-like factor 2 pseudogene 4 186378006 186406262 FLJ44048 2q32.1 FLJ44048 protein 186937570 186938105 LOC100131051 2q32.1 hypothetical LOC100131051 187059130 187082333 ZC3H15 2q32.1 zinc finger CCCH-type containing 15 187061428 187062241 DPRXP1 2q32.1 divergent-paired related homeobox pseudogene 1 187163045 187253873 ITGAV 2q31-q32 integrin, alpha V (vitronectin receptor, alpha polypeptide, antigen CD51) 187267034 187336759 KIAA1946 2q32.1 KIAA1946 187400452 187422142 ZSWIM2 2q32.1 zinc finger, SWIM-type containing 2 187574011 187576452 LOC391467 2q32.1 inosine monophosphate dehydrogenase 1 pseudogene 187916091 188021266 CALCRL 2q32.1 calcitonin receptor-like 187988402 187989431 GAPDHL3 2q32.1 glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase-like 3 188037202 188127464 TFPI 2q32 tissue factor pathway inhibitor (lipoprotein-associated coagulation inhibitor) 188398313 188399664 LOC344328 2q32.1 similar to heat shock 70kD protein binding protein 188793032 188801725 LOC729141 2q32.1 similar to chromosome 18 open reading frame 25 isoform a 188865635 189168898 GULP1 2q32.3-q33 GULP, engulfment adaptor PTB domain containing 1 188870463 188870559 MIRN561 2q32.1 microRNA 561 189306710 189363076 DIRC1 2q33 disrupted in renal carcinoma 1 FRA2J (2q37.1-2q37.3) Region: 233,900K..241,300K start stop Symbol Cyto Description 233881207 233920440 SAG 2q37.1 S-antigen; retina and pineal gland (arrestin) 233927892 234045482 DGKD 2q37.1 diacylglycerol kinase, delta 130kDa 234048904 234134606 USP40 2q37.1 ubiquitin specific peptidase 40 234158824 234159676 UGT1A12P 2q37 UDP glucuronosyltransferase 1 family, polypeptide A12 pseudogene 234176938 234177783 UGT1A11P 2q37 UDP glucuronosyltransferase 1 family, polypeptide A11 pseudogene 234191030 234346684 UGT1A8 2q37 UDP glucuronosyltransferase 1 family, polypeptide A8 234209862 234346690 UGT1A10 2q37 UDP glucuronosyltransferase 1 family, polypeptide A10 234221314 234222411 UGT1A13P 2q37 UDP glucuronosyltransferase 1 family, polypeptide A13 pseudogene 234245283 234346690 UGT1A9 2q37 UDP glucuronosyltransferase 1 family, polypeptide A9 234255323 234346684 UGT1A7 2q37 UDP glucuronosyltransferase 1 family, polypeptide A7 234265060 234346690 UGT1A6 2q37 UDP glucuronosyltransferase 1 family, polypeptide A6 8 Anhang: Tab. 12A CVII start stop Symbol Cyto Description 234286377 234346684 UGT1A5 2q37 UDP glucuronosyltransferase 1 family, polypeptide A5 234292177 234346684 UGT1A4 2q37 UDP glucuronosyltransferase 1 family, polypeptide A4 234302512 234346684 UGT1A3 2q37 UDP glucuronosyltransferase 1 family, polypeptide A3 234316135 234317400 HCG3 2q37 HCG3 gene 234320493 234321925 UGT1A2P 2q37 UDP glucuronosyltransferase 1 family, polypeptide A2 pseudogene 234333658 234346684 UGT1A1 2q37 UDP glucuronosyltransferase 1 family, polypeptide A1 234351715 234406808 LOC339766 2q37.1 hypothetical protein LOC339766 234410225 234427951 HJURP 2q37.1 Holliday junction recognition protein 234438814 234441829 MSL3L2 2q37.1 male-specific lethal 3-like 2 (Drosophila) 234490782 234592905 TRPM8 2q37.1 transient receptor potential cation channel, subfamily M, member 8 234519529 234528812 LOC100130859 2q37.1 hypothetical protein LOC100130859 234624085 234650515 SPP2 2q37-qter secreted phosphoprotein 2, 24kDa 234978347 235035510 LOC727890 2q37.1 hypothetical protein LOC727890 235066424 235070432 ARL4C 2q37.1 ADP-ribosylation factor-like 4C 235522681 235526580 LOC100131177 2q37.2 hypothetical protein LOC100131177 235525367 235629097 SH3BP4 2q37.1-q37.2 SH3-domain binding protein 4 235720406 235720883 LOC642692 2q37.2 hypothetical LOC642692 236067475 236698866 CENTG2 2q37 centaurin, gamma 2 236455745 236455876 LOC100130154 2q37.2 similar to thymosin, beta 10 236563528 236564106 LOC100131101 2q37.2 hypothetical protein LOC100131101 236739046 236741391 GBX2 2q37 gastrulation brain homeobox 2 236740662 236868309 LOC100128572 2q37.2 hypothetical protein LOC100128572 236768254 236837727 ASB18 2q37.2 ankyrin repeat and SOCS box-containing 18 236897533 237080831 IQCA 2q37.2-q37.3 IQ motif containing with AAA domain 236905920 236907118 LOC100129258 2q37.2 hypothetical protein LOC100129258 236981228 236982459 LOC100130450 2q37.2 hypothetical LOC100130450 237141546 237157561 LOC100128709 2q37.3 hypothetical protein LOC100128709 237143119 237155736 CXCR7 2q37.3 chemokine (C-X-C motif) receptor 7 237658823 237672228 COPS8 2q37.3 COP9 constitutive photomorphogenic homolog subunit 8 (Arabidopsis) 237870976 237871610 LOC728245 2q37.3 hypothetical protein LOC728245 237897401 237987559 COL6A3 2q37 collagen, type VI, alpha 3 238002302 238008204 LOC728009 2q37.3 hypothetical protein LOC728009 238060617 238128700 MLPH 2q37.3 melanophilin 238139956 238140557 PRLH 2q37.3 prolactin releasing hormone 238147704 238177653 RAB17 2q37.3 RAB17, member RAS oncogene family 238265668 238338645 LRRFIP1 2q37.3 leucine rich repeat (in FLII) interacting protein 1 238372127 238408253 RBM44 2q37.3 RNA binding motif protein 44 238432926 238485495 RAMP1 2q36-q37.1 receptor (G protein-coupled) activity modifying protein 1 238540439 238615423 UBE2F 2q37.3 ubiquitin-conjugating enzyme E2F (putative) 238634371 238672793 SCLY 2q37.3 selenocysteine lyase 238673690 238706667 ESPNL 2q37.3 espin-like 238705351 238705773 LOC100129121 2q37.3 similar to GHPS3125 238714156 238726286 KLHL30 2q37.3 kelch-like 30 (Drosophila) 238734413 238740434 FAM132B 2q37.3 family with sequence similarity 132, member B 238743782 238777063 ILKAP 2q37.3 integrin-linked kinase-associated serine/threonine phosphatase 2C 238798496 238804811 LOC151174 2q37.3 hypothetical protein LOC151174 238805066 238807741 LOC643387 2q37.3 similar to TAR DNA-binding protein 43 (TDP-43) 8 Anhang: Tab. 12A CVIII start stop Symbol Cyto Description 238811647 238813409 HES6 2q37.3 hairy and enhancer of split 6 (Drosophila) 238817418 238861946 PER2 2q37.3 period homolog 2 (Drosophila) 238893821 238972536 TRAF3IP1 2q37.3 TNF receptor-associated factor 3 interacting protein 1 239000365 239025630 ASB1 2q37 ankyrin repeat and SOCS box-containing 1 239496916 239497176 TWIST2 2q37.3 twist homolog 2 (Drosophila) 239500249 239512311 FLJ43879 2q37.3 FLJ43879 protein 239634801 239987580 HDAC4 2q37.3 histone deacetylase 4 239781402 239782090 MGC16025 2q37.3 hypothetical protein MGC16025 239934632 239935000 LOC100128563 2q37.3 hypothetical protein LOC100128563 239986515 239988279 LOC100132902 2q37.3 hypothetical protein LOC100132902 240164932 240169741 FLJ45964 2q37.3 hypothetical FLJ45964 240349491 240386789 LOC150935 2q37.3 hypothetical protein LOC150935 240501950 240507031 LOC100132821 2q37.3 hypothetical protein LOC100132821 240548829 240613471 NDUFA10 2q37.3 NADH dehydrogenase (ubiquinone) 1 alpha subcomplex, 10, 42kDa 240617581 240618519 OR6B2 2q37.3 olfactory receptor, family 6, subfamily B, member 2 240629903 240631072 LOC643905 2q37.3 similar to protocadherin 15b 240633167 240634162 OR6B3 2q37.3 olfactory receptor, family 6, subfamily B, member 3 240667423 240668550 OR9S24P 2q37.3 olfactory receptor, family 9, subfamily S, member 24 pseudogene 240697092 240698239 OR5S1P 2q37.3 olfactory receptor, family 5, subfamily S, member 1 pseudogene 240714653 240724437 MYEOV2 2q37.3 myeloma overexpressed 2 240727119 240728746 OTOS 2q37.3 otospiralin 241023788 241056168 GPC1 2q35-q37 glypican 1 241037500 241044804 LOC100130449 2q37.3 similar to hCG1777210 241044090 241044178 MIRN149 2q37.3 microRNA 149 241067512 241146078 ANKMY1 2q37.3 ankyrin repeat and MYND domain containing 1 FRA4D (4p15.1) Homo sapiens Genome (Build 36.3) Chromosome: 4 Map: genes Region: 31M..32,300K start stop Symbol Cyto Description Keine Gene in diesem Bereich. FRA4I (4q21.22-4q21.23) Region: 83,860K..86,400K start stop Symbol Cyto Description 83769714 83939034 SCD5 4q21.22 stearoyl-CoA desaturase 5 83893513 83893606 MIRN575 4q21.22 microRNA 575 83958838 84031424 SEC31A 4q21.22 SEC31 homolog A (S. cerevisiae) 84040861 84060146 THAP9 4q21.22 THAP domain containing 9 84065151 84151006 LIN54 4q21.22 lin-54 homolog (C. elegans) 84175263 84215995 COPS4 4q21.22 COP9 constitutive photomorphogenic homolog subunit 4 (Arabidopsis) 84230867 84254913 PLAC8 4q21.22 placenta-specific 8 84387356 84388383 LOC391674 4q21.23 similar to Aminomethyltransferase, mitochondrial precursor (Glycine cleavage system T protein) (GCVT) 84404001 84424988 COQ2 4q21.23 coenzyme Q2 homolog, prenyltransferase (yeast) 8 Anhang: Tab. 12A CIX start stop Symbol Cyto Description 84435492 84475330 HPSE 4q21.3 heparanase 84547523 84596049 HEL308 4q21.23 DNA helicase HEL308 84596196 84601900 MRPS18C 4q21.23 mitochondrial ribosomal protein S18C 84601116 84625314 CCDC98 4q21.21-q21.23 coiled-coil domain containing 98 84676677 84746050 MAG1 4q21.23 lung cancer metastasis-associated protein 84701688 84701888 LOC100131077 4q21.23 similar to OK/SW-CL.36 85384015 85385747 LOC152845 4q21.23 similar to Zinc finger protein PLAGL2 (Pleiomorphic adenoma-like protein 2) 85633460 85638411 NKX6-1 4q21.2-q22 NK6 homeobox 1 85723081 85789379 CDS1 4q21.23 CDP-diacylglycerol synthase (phosphatidate cytidylyltransferase) 1 85809719 86106568 WDFY3 4q21.23 WD repeat and FYVE domain containing 3 86105897 86107224 C4orf12 4q21.3 chromosome 4 open reading frame 12 FRA4F (4q22.1-4q22.2) Region: 88M..94,500K start stop Symbol Cyto Description 88010368 88017944 LOC643974 4q21.3 similar to 60S ribosomal protein L6 (TAX-responsive enhancer elementbinding protein 107) (TAXREB107) (Neoplasm-related protein C140) 88016382 88032599 C4orf36 4q21.3 chromosome 4 open reading frame 36 88053322 88055126 LOC260422 4q21.3 actin related protein 2/3 complex subunit 1A pseudogene 88075627 88083422 LOC728530 4q21.3 hypothetical protein LOC728530 88089614 88090381 LOC442777 4q21.3 glycoprotein, synaptic 2-like 88147177 88281215 AFF1 4q21 AF4/FMR2 family, member 1 88301238 88360698 KLHL8 4q22.1 kelch-like 8 (Drosophila) 88306740 88307910 LOC100130787 4q22.1 similar to uracil-DNA-glycosylase, UNG2 88347097 88348560 GAPDHL4 4q22.1 glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase-like 4 88443965 88463062 HSD17B13 4q22.1 hydroxysteroid (17-beta) dehydrogenase 3 88476715 88531479 HSD17B11 4q22.1 hydroxysteroid (17-beta) dehydrogenase 11 88538108 88551564 LOC100129693 4q22.1 hypothetical LOC100129693 88562759 88598523 NUDT9 4q22.1 nudix (nucleoside diphosphate linked moiety X)-type motif 9 88613511 88669530 SPARCL1 4q22.1 SPARC-like 1 (mast9, hevin) 88748705 88757049 DSPP 4q21.3 dentin sialophosphoprotein 88790483 88804534 DMP1 4q21 dentin matrix acidic phosphoprotein 88926072 88926547 LOC100128026 4q22.1 hypothetical LOC100128026 88939726 88952098 IBSP 4q21-q25 integrin-binding sialoprotein (bone sialoprotein, bone sialoprotein II) 88973164 88986968 MEPE 4q21.1 matrix, extracellular phosphoglycoprotein with ASARM motif (bone) 89031835 89034580 HSP90AB3P 4q21-q25 heat shock protein 90kDa alpha (cytosolic), class B member 3 (pseudogene) 89115826 89123587 SPP1 4q21-q25 secreted phosphoprotein 1 (osteopontin, bone sialoprotein I, early T-lymphocyte activation 1) 89147844 89217953 PKD2 4q21-q23 polycystic kidney disease 2 (autosomal dominant) 89230440 89299035 ABCG2 4q22 ATP-binding cassette, sub-family G (WHITE), member 2 89402041 89424771 PPM1K 4q22.1 protein phosphatase 1K (PP2C domain containing) 89518915 89583272 HERC6 4q22.1 hect domain and RLD 6 89597291 89646337 HERC5 4q22.1 hect domain and RLD 5 89648765 89650577 LOC728333 4q22.1 similar to nuclear receptor coactivator 4 89661158 89663978 PIGY 4q22.1 phosphatidylinositol glycan anchor biosynthesis, class Y 8 Anhang: Tab. 12A CX start stop Symbol Cyto Description 89667334 89668344 LOC100129137 4q22.1 hypothetical LOC100129137 89732670 89848709 HERC3 4q21 hect domain and RLD 3 89836090 89838003 NAP1L5 4q22.1 nucleosome assembly protein 1-like 5 89849963 89870277 FAM13A1OS 4q22.1 family with sequence similarity 13, member A1 opposite strand 89866129 90197346 FAM13A1 4q22.1 family with sequence similarity 13, member A1 90250887 90252542 LOC731282 4q22.1 hypothetical protein LOC731282 90252991 90255075 TIGD2 4q22.1 tigger transposable element derived 2 90384452 90448184 GPRIN3 4q22.1 GPRIN family member 3 90865728 90977156 SNCA 4q21 synuclein, alpha (non A4 component of amyloid precursor) 90976196 90980769 LOC644248 4q22.1 hypothetical LOC644248 91035075 91094803 MMRN1 4q22 multimerin 1 91375205 91922178 MGC48628 4q22.1 similar to KIAA1680 protein 91978659 91979292 TMSL3 4q22.1 thymosin-like 3 92459208 92465474 LOC728394 4q22.1 hypothetical protein LOC728394 93322646 93324225 LOC133083 4q22.1 similar to peptidase (mitochondrial processing) alpha 93444573 94912672 GRID2 4q22 glutamate receptor, ionotropic, delta 2 FRA4C (4q31.21-4q31.22) Region: 144,100K..148,600K start stop Symbol Cyto Description 144073798 144325900 LOC729675 4q31.21 hypothetical protein LOC729675 144325548 144362090 USP38 4q31.1 ubiquitin specific peptidase 38 144477500 144610729 GAB1 4q31.21 GRB2-associated binding protein 1 144489700 144491299 LOC645018 4q31.21 similar to 40S ribosomal protein S2 144565356 144566610 LOC100128888 4q31.21 similar to 40S ribosomal protein SA (p40) (34/67 kDa laminin receptor) (Colon carcinoma laminin-binding protein) (NEM/1CHD4) (Multidrug resistanceassociated protein MGr1-Ag) 144653657 144655238 LOC100128055 4q31.21 hypothetical protein LOC100128055 144654066 144694017 SMARCA5 4q31.1-q31.2 SWI/SNF related, matrix associated, actin dependent regulator of chromatin, subfamily a, member 5 144695660 144702068 LOC100129551 4q31.21 hypothetical protein LOC100129551 144700075 144702063 LOC441046 4q31.21 glucuronidase, beta pseudogene 144717905 144841278 FREM3 4q31.21 FRAS1 related extracellular matrix 3 145011469 145046166 GYPE 4q31.1 glycophorin E 145136707 145159946 GYPB 4q28-q31 glycophorin B (MNS blood group) 145249906 145281294 GYPA 4q28.2-q31.1 glycophorin A (MNS blood group) 145783518 145787040 LOC646576 4q31.22 hypothetical LOC646576 145786623 145879331 HHIP 4q28-q32 hedgehog interacting protein 145986228 145988064 LOC345041 4q31.22 similar to 60 kDa heat shock protein, mitochondrial precursor (Hsp60) (60 kDa chaperonin) (CPN60) (Heat shock protein 60) (HSP-60) (Mitochondrial matrix protein P1) (P60 lymphocyte protein) (HuCHA60) 146135760 146238818 ANAPC10 4q31 anaphase promoting complex subunit 10 146238606 146270126 ABCE1 4q31 ATP-binding cassette, sub-family E (OABP), member 1 146274252 146320282 OTUD4 4q31.21 OTU domain containing 4 146337331 146390473 LOC100131639 4q31.22 hypothetical protein LOC100131639 146515882 146518659 LOC152905 4q31.22 reticulon protein 3 pseudogene 146596607 146597446 LOC100132841 4q31.22 hypothetical LOC100132841 146622401 146699778 SMAD1 4q31 SMAD family member 1 8 Anhang: Tab. 12A CXI start stop Symbol Cyto Description 146764399 146766660 LOC729497 4q31.22 similar to nuclear receptor coactivator 4 146779677 146796187 MMAA 4q31.22 methylmalonic aciduria (cobalamin deficiency) cblA type 146820806 146873399 LOC646603 4q31.22 hypothetical LOC646603 146901324 147079057 LOC152485 4q31.22 hypothetical protein LOC152485 147316285 147330663 LSM6 4q31.22 LSM6 homolog, U6 small nuclear RNA associated (S. cerevisiae) 147357561 147371115 LOC345051 4q31.22 hCG38984 147395627 147662535 SLC10A7 4q31.22 solute carrier family 10 (sodium/bile acid cotransporter family), member 7 147779495 147783073 POU4F2 4q31.2 POU class 4 homeobox 2 147847629 148086484 TTC29 4q31.23 tetratricopeptide repeat domain 29 148566576 148566953 LOC100130537 4q31.23 hypothetical LOC100130537 FRA5E (5p14.3-5p14.1) Homo sapiens Genome (Build 36.3) Chromosome: 5 Map: genes Region: 18,200K..25,400K start stop Symbol Cyto Description 19269232 19270359 LOC646273 5p14.3 similar to 60 kDa heat shock protein, mitochondrial precursor (Hsp60) (60 kDa chaperonin) (CPN60) (Heat shock protein 60) (HSP-60) (Mitochondrial matrix protein P1) (P60 lymphocyte protein) (HuCHA60) 19508898 20017046 CDH18 5p15.2-p15.1 cadherin 18, type 2 19508898 20017046 CDH18 5p15.2-p15.1 cadherin 18, type 2 20339680 20341579 LOC266786 5p14 nucleoporin 50 kDa pseudogene 21495180 21533132 LOC728411 5p14.3 similar to Beta-glucuronidase precursor 21511147 21512500 LOC100131594 5p14.3 hypothetical protein LOC100131594 21515261 21521181 LOC728401 5p14.3 similar to nuclear pore membrane protein 121 21531072 22004351 LOC100132788 5p14.3 hypothetical protein LOC100132788 21786911 22889488 CDH12 5p14-p13 cadherin 12, type 2 (N-cadherin 2) 21908032 21920644 LOC643300 5p14.3 similar to 60 kDa heat shock protein, mitochondrial precursor (Hsp60) (60 kDa chaperonin) (CPN60) (Heat shock protein 60) (HSP-60) (Mitochondrial matrix protein P1) (P60 lymphocyte protein) (HuCHA60) 22178218 22188138 PMCHL1 5p14.3 pro-melanin-concentrating hormone-like 1 23336788 23336938 LOC100128381 5p14.2 hypothetical LOC100128381 23339125 23341008 LOC391771 5p14.2 similar to protein tyrosine phosphatase, non-receptor type 11 23543481 23564463 PRDM9 5p14 PR domain containing 9 24205964 24207895 LOC503540 5p14.2 fused toes homolog (mouse) pseudogene 24206045 24208143 LOC100130746 5p14.2 hypothetical LOC100130746 24522967 24680668 CDH10 5p14-p13 cadherin 10, type 2 (T2-cadherin) FRA5D (5q15-5q21.1) Region: 93,700K..98,370K start stop Symbol Cyto Description 93880919 93980040 C5orf36 5q15 chromosome 5 open reading frame 36 93943653 93955086 LOC100131573 5q15 hypothetical protein LOC100131573 8 Anhang: Tab. 12A CXII start stop Symbol Cyto Description 94040330 94057338 ANKRD32 5q15 ankyrin repeat domain 32 94068957 94646035 MCTP1 5q15 multiple C2 domains, transmembrane 1 94752804 94811900 FAM81B 5q15 family with sequence similarity 81, member B 94825868 94916438 KIAA0372 5q15 KIAA0372 94916581 94966562 ARSK 5q15 arylsulfatase family, member K 94981736 94983040 GPR150 5q15 G protein-coupled receptor 150 95008340 95018600 RFESD 5q15 Rieske (Fe-S) domain containing 95019775 95044470 SPATA9 5q15 spermatogenesis associated 9 95092606 95157827 RHOBTB3 5q15 Rho-related BTB domain containing 3 95175431 95184137 GLRX 5q14 glutaredoxin (thioltransferase) 95195502 95196506 LOC727938 5q15 hypothetical protein LOC727938 95213695 95221593 C5orf27 5q15 chromosome 5 open reading frame 27 95246558 95323531 ELL2 5q15 elongation factor, RNA polymerase II, 2 95410406 95577074 LOC441097 5q15 hypothetical LOC441097 95440597 95440671 MIRN583 5q15 microRNA 583 95751875 95794708 PCSK1 5q15-q21 proprotein convertase subtilisin/kexin type 1 96023697 96136143 CAST 5q15 calpastatin 96122270 96169648 ERAP1 5q15 endoplasmic reticulum aminopeptidase 1 96241024 96279397 ERAP2 5q15 endoplasmic reticulum aminopeptidase 2 96297102 96390871 LNPEP 5q15 leucyl/cystinyl aminopeptidase 96393414 96398975 LOC100129563 5q15 similar to MSTP146 96417858 96418818 LOC642737 5q15 similar to Protein SET (Phosphatase 2A inhibitor I2PP2A) (I-2PP2A) (Templateactivating factor I) (TAF-I) (HLA-DRassociated protein II) (PHAPII) (Inhibitor of granzyme A-activated DNase) (AAD) 96453330 96504195 LIX1 5q15 Lix1 homolog (mouse) 96524397 96544700 RIOK2 5q15 RIO kinase 2 (yeast) 96730113 96733031 YTHDF1P 5q15 YTH domain family, member 1 pseudogene 97099354 97100372 LOC391813 5q15 similar to zinc finger, DHHC domain containing 3 97574746 97575725 PSME2P 5q21 proteasome (prosome, macropain) activator subunit 2 pseudogene 97702251 97703555 LOC402221 5q21.1 actin pseudogene 97766147 97766325 MRPS35P2 5q15 mitochondrial ribosomal protein S35 pseudogene 2 97932166 97942064 LOC642909 5q21.1 similar to C-terminal binding protein 2 98043006 98044971 LOC402222 5q21.1 similar to ATP-dependent RNA helicase DDX18 (DEAD box protein 18) (Myc-regulated DEAD box protein) (MrDb) 98132900 98160098 RGMB 5q21.1 RGM domain family, member B 98134684 98136696 FLJ35946 5q21.1 hypothetical protein FLJ35946 98218808 98290138 CHD1 5q15-q21 chromodomain helicase DNA binding protein 1 98317973 98318613 LOC100133054 5q21.1 hypothetical LOC100133054 FRA5G (5q35.1-5q35.2) Region: 170,800K..172,100K start stop Symbol Cyto Description 170779272 170816781 FGF18 5q34 fibroblast growth factor 18 171145481 171166221 LOC644994 5q35.1 hypothetical LOC644994 171221161 171366482 FBXW11 5q35.1 F-box and WD repeat domain containing 11 171401679 171547951 STK10 5q35.1 serine/threonine kinase 10 171553782 171570743 LOC285588 5q35.1 hypothetical LOC285588 171569255 171643400 UBTD2 5q35.1 ubiquitin domain containing 2 171613389 171615349 LOC651815 5q35.1 Kruppel-like factor 3 (basic) pseudogene 171693108 171814132 SH3PXD2B 5q35.1 SH3 and PX domains 2B 172015953 172018945 LOC100130394 5q35.1 hypothetical LOC100130394 8 Anhang: Tab. 12A CXIII FRA6p11 (6p11.2-6p11.1) Homo sapiens Genome (Build 36.3) Chromosome: 6 Map: genes Region: 57,700K..58,600K start stop Symbol Cyto Description 57794928 57864011 LOC100131935 6p11.2 glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase pseudogene 57949066 57950349 LOC730180 6p11.2 similar to Histone-binding protein RBBP4 (Retinoblastoma-binding protein 4) (RBBP-4) (Retinoblastoma-binding protein p48) (Chromatin assembly factor 1 subunit C) (CAF-1 subunit C) (Chromatin assembly factor I p48 subunit) (CAF-I 48 kDa subunit) (CA... 58249836 58249908 TRNAA-AGC 6p11.2 transfer RNA alanine (anticodon AGC) 58250548 58250620 TRNAA-AGC 6p11.2 transfer RNA alanine (anticodon AGC) 58257213 58257286 TRNAI-AAU 6p11.2 transfer RNA isoleucine (anticodon AAU) 58272587 58272659 TRNAA-AGC 6p11.2 transfer RNA alanine (anticodon AGC) 58276451 58276523 TRNAM-CAU 6p11.2 transfer RNA methionine (anticodon CAU) 58290638 58290710 TRNAA-AGC 6p11.2 transfer RNA alanine (anticodon AGC) 58295403 58295475 TRNAA-AGC 6p11.2 transfer RNA alanine (anticodon AGC) 58304582 58304654 TRNAA-AGC 6p11.2 transfer RNA alanine (anticodon AGC) 58354151 58395604 GUSBL2 6p11.2 glucuronidase, beta-like 2 58372126 58372704 LOC727805 6p11.2 similar to Nuclear envelope pore membrane protein POM 121 (Pore membrane protein of 121 kDa) (P145) 58378160 58379510 LOC100132588 6p11.2 hypothetical protein LOC100132588 58401923 58418818 GAPDHP15 6p11.1 glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase pseudogene 15 58553978 58555278 LOC727842 6p11.1 similar to retinoblastoma binding Protein 4 FRA7B (7p22.2-7p22.1) Homo sapiens Genome (Build 36.3) Chromosome: 7 Map: genes Region: 3,500K..6M start stop Symbol Cyto Description 3307606 4275158 SDK1 7p22.2 sidekick homolog 1, cell adhesion molecule (chicken) 4271778 4275158 LOC730351 7p22.2 hypothetical protein LOC730351 4688456 4777600 FOXK1 7p22.1 forkhead box K1 4781790 4797925 KIAA0415 7p22.2 KIAA0415 4805266 4889861 RADIL 7p22.1 Rap GTPase interactor 4863895 4868151 PAPOLB 7p22.1 poly(A) polymerase beta (testis specific) 4912146 4965370 MMD2 7p22.1 monocyte to macrophage differentiationassociated 2 4991149 4995298 RNF216L 7p22.1 ring finger protein 216-like 4999781 5004870 LOC100132793 7p22.1 hypothetical LOC100132793 5037765 5044012 LOC100130307 7p22.1 hypothetical LOC100130307 5052079 5075645 RBAK 7p22.1 RB-associated KRAB zinc finger 5078258 5079380 LOC389458 7p22.1 hypothetical gene supported by BC031661 8 Anhang: Tab. 12A CXIV start stop Symbol Cyto Description 5123146 5124344 OR10AH1P 7p22.1 olfactory receptor, family 10, subfamily AH, member 1 pseudogene 5128028 5150752 LOC645700 7p22.1 similar to zinc finger protein 577 5196361 5240012 WIPI2 7p22.1 WD repeat domain, phosphoinositide interacting 2 5289087 5310230 SLC29A4 7p22.1 solute carrier family 29 (nucleoside transporters), member 4 5314263 5418305 KIAA1856 7p22.1 KIAA1856 protein 5400629 5426924 LOC100133305 7p22.1 hypothetical protein LOC100133305 5433740 5435829 LOC100129484 7p22.1 hypothetical protein LOC100129484 5481954 5519925 FBXL18 7p22.2 F-box and leucine-rich repeat protein 18 5501975 5502073 MIRN589 7p22.1 microRNA 589 5533312 5536747 ACTB 7p15-p12 actin, beta 5598980 5612812 FSCN1 7p22.1 fascin homolog 1, actin-bundling protein (Strongylocentrotus purpuratus) 5626204 5787818 RNF216 7p22.1 ring finger protein 216 5696630 5697435 LOC100131018 7p22.1 hypothetical protein LOC100131018 5829273 5860294 ZNF815 7p22.1 zinc finger protein 815 5886955 5892520 OCM 7p22.1 oncomodulin 5904867 5932131 C7orf28A 7p22.1 chromosome 7 open reading frame 28A 5932303 5976840 RSPH10B 7p22.1 radial spoke head 10 homolog B (Chlamydomonas) 5979396 6015263 PMS2 7p22.2 PMS2 postmeiotic segregation increased 2 (S. cerevisiae) FRA7C (7p14.1) Region: Region: 38,444K..39,80K start stop Symbol Cyto Description 38389830 38637545 AMPH 7p14-p13 amphiphysin 38661330 38662738 KRT8P20 7p14.1 keratin 8 pseudogene 20 38691469 38693162 LOC340286 7p14.1 hypothetical protein LOC340286 38730068 38915325 VPS41 7p14-p13 vacuolar protein sorting 41 homolog (S. cerevisiae) 39012933 39470915 POU6F2 7p14-p13 POU class 6 homeobox 2 39572534 39578996 C7orf36 7p14.1 chromosome 7 open reading frame 36 39573759 39576346 LOC100101126 7p14.1 thioredoxin domain containing 1 pseudogene 39629687 39714244 RALA 7p15-p13 v-ral simian leukemia viral oncogene homolog A (ras related) FRA7J (7q11.22-7q11.23) Region: 67M.. 77M start stop Symbol Cyto Description 68702255 69895790 AUTS2 7q11.22 autism susceptibility candidate 2 70235725 70816519 WBSCR17 7q11.23 Williams-Beuren syndrome chromosome region 17 70882412 71515296 CALN1 7q11.23 calneuron 1 71045180 71045389 LOC728453 7q11.22 similar to 40S ribosomal protein S28 71677415 71936607 TYW1B 7q11.23 RNA-yW synthesizing protein 1 homolog B S.cerevisiae) 71938022 71942522 SBDSP 7q11.23 Shwachman-Bodian-Diamond syndrome pseudogene 71971254 71977591 LOC441251 7q11.23 Williams Beuren syndrome chromosome region 19 pseudogene 8 Anhang: Tab. 12A CXV start stop Symbol Cyto Description 71987865 72055637 LOC100131972 7q11.23 hypothetical protein LOC100131972 71987872 72056774 POM121 7q11.23 POM121 membrane glycoprotein (rat) 72056768 72063222 NSUN5C 7q11.23 NOL1/NOP2/Sun domain family, member 5C 72067952 72077933 TRIM74 7q11.23 tripartite motif-containing 74 72078149 72080195 LOC100101148 7q11.2 FK506 binding protein 6, 36kDa pseudogene 72106949 72114391 STAG3L3 7q11.23 stromal antigen 3-like 3 72114524 72121743 LOC100101440 7q11.2 PMS2 postmeiotic segregation increased 2 (S. cerevisiae)-like 72128196 72138245 LOC389517 7q11.23 Williams Beuren syndrome chromosome region 19 pseudogene 72145875 72149806 LOC729299 7q11.23 PMS2 postmeiotic segregation increased 2 (S. cerevisiae)-like 72156258 72163557 LOC728524 7q11.23 Williams Beuren syndrome chromosome region 19 pseudogene 72206948 72259272 LOC100093631 7q11.23 general transcription factor II, i, pseudogene 72272610 72287915 NCF1B 7q11.23 neutrophil cytosolic factor 1B pseudogene 72294838 72323594 GTF2IRD2P 7q11.23 GTF2I repeat domain containing 2 pseudogene 72347077 72355656 LOC729316 7q11.23 POM121 membrane glycoprotein (rat) pseudogene 72355162 72360759 NSUN5 7q11.23 NOL1/NOP2/Sun domain family, member 5 72364471 72380021 TRIM50 7q11.23 tripartite motif-containing 50 72380236 72410577 FKBP6 7q11.23 FK506 binding protein 6, 36kDa 72476590 72483142 LOC100133006 7q11.23 hypothetical LOC100133006 72486045 72488386 FZD9 7q11.23 frizzled homolog 9 (Drosophila) 72492676 72574544 BAZ1B 7q11.23 bromodomain adjacent to zinc finger domain, 1B 72588622 72609960 BCL7B 7q11.23 B-cell CLL/lymphoma 7B 72621210 72630949 TBL2 7q11.23 transducin (beta)-like 2 72645460 72676806 MLXIPL 7q11.23 MLX interacting protein-like 72720110 72724376 VPS37D 7q11.23 vacuolar protein sorting 37 homolog D (S. cerevisiae) 72733184 72735717 WBSCR18 7q11.23 Williams Beuren syndrome chromosome region 18 72735834 72750478 WBSCR22 7q11.23 Williams Beuren syndrome chromosome region 22 72751476 72771924 STX1A 7q11.23 Syntaxin 1A (brain) 72788363 72791120 ABHD11 7q11.23 abhydrolase domain containing 11 72821263 72822512 CLDN3 7q11.23 claudin 3 72883129 72884951 CLDN4 7q11.23 claudin 4 72883129 72885558 LOC100128031 7q11.23 hypothetical protein LOC100128031 72886856 72894791 WBSCR27 7q11.23 Williams Beuren syndrome chromosome region 27 72913425 72918159 WBSCR28 7q11.23 Williams-Beuren syndrome chromosome region 28 73080363 73122173 ELN 7q11.23 elastin (supravalvular aortic stenosis, Williams-Beuren syndrome) 73136092 73174790 LIMK1 7q11.23 LIM domain kinase 1 73226642 73249365 EIF4H 7q11.23 eukaryotic translation initiation factor 4H 73243463 73243559 MIRN590 7q11.23 microRNA 590 73262023 73282100 LAT2 7q11.23 linker for activation of T cells family, member 2 73283768 73306674 RFC2 7q11.23 replication factor C (activator 1) 2, 40kDa 73341741 73458209 CLIP2 7q11.23 CAP-GLY domain containing linker protein 2 8 Anhang: Tab. 12A CXVI start stop Symbol Cyto Description 73506056 73654853 GTF2IRD1 7q11.23 GTF2I repeat domain containing 1 73584557 73585479 WBSCR23 7q11.23 Williams-Beuren syndrome chromosome region 23 73709966 73812958 GTF2I 7q11.23 general transcription factor II, i 73826245 73841595 NCF1 7q11.23 neutrophil cytosolic factor 1, (chronic granulomatous disease, autosomal 1) 73848420 73905777 GTF2IRD2 7q11.23 GTF2I repeat domain containing 2 73903911 73906010 LOC100133260 7q11.23 hypothetical protein LOC100133260 73935918 73937804 LOC100132740 7q11.23 hypothetical protein LOC100132740 73937203 73944667 STAG3L2 7q11.23 stromal antigen 3-like 2 73944837 73959790 PMS2L5 7q11-q22 postmeiotic segregation increased 2-like 5 73958328 74002186 LOC100132585 7q11.23 hypothetical protein LOC100132585 73975505 74076739 LOC389523 7q11.23 similar to opposite strand transcription unit to Stag3 74094219 74127635 WBSCR16 7q11.23 Williams-Beuren syndrome chromosome region 16 74146283 74203559 GTF2IRD2B 7q11.23 GTF2I repeat domain containing 2B 74210381 74225695 NCF1C 7q11.23 neutrophil cytosolic factor 1C pseudogene 74239053 74291381 GTF2IP1 7q11.23 general transcription factor II, i, pseudogene 1 74332784 74342250 LOC643862 7q11.23 Williams Beuren syndrome chromosome region 19 pseudogene 74338743 74353047 LOC441259 7q11.23 PMS2 postmeiotic segregation increased 2 (S. cerevisiae)-like 74603899 74628046 LOC653375 7q11.23 RCC1-like G exchanging factor-like 74645541 74706426 LOC729438 7q11.23 similar to opposite strand transcription unit Stag3 74749202 74757283 LOC641776 7q11.23 Williams Beuren syndrome chromosome region 19 pseudogene 74774469 74783054 LOC643909 7q11.23 Williams Beuren syndrome chromosome region 19 pseudogene 74790975 74794884 LOC729453 7q11.23 PMS2 postmeiotic segregation increased 2 (S. cerevisiae)-like 74805245 74812542 LOC441258 7q11.23 Williams Beuren syndrome chromosome region 19 pseudogene 74818992 74822867 LOC100101441 7q11.2 PMS2 postmeiotic segregation increased 2 (S. cerevisiae)-like 74826383 74834926 STAG3L1 7q11.23 -q21.1 stromal antigen 3-like 1 74859165 74862644 LOC541473 7q11.23 FK506 binding protein 6, 36kDa pseudogene 74862839 74872824 TRIM73 7q11.23 tripartite motif-containing 73 74877582 74884001 NSUN5B 7q11.23 NOL1/NOP2/Sun domain family, member 5B 74884001 74953504 LOC100101267 7q11.2 POM121 membrane glycoprotein (rat)- like 74889159 74953511 LOC100132228 7q11.23 hypothetical protein LOC100132228 74941740 74960834 LOC441253 7q11.23 nuclear envelope pore membrane LOC441253 74962235 74971564 LOC442590 7q11.23 similar to Williams Beuren syndrome Chromosome region 19 74975005 74995330 PMS2L3 7q11.23 postmeiotic segregation increased 2-like 3 75001345 75206215 HIP1 7q11.23 huntingtin interacting protein 1 75236778 75257000 CCL26 7q11.23 chemokine (C-C motif) ligand 26 75279050 75280969 CCL24 7q11.23 chemokine (C-C motif) ligand 24 75297093 75303398 LOC100129130 7q11.23 hypothetical LOC100129130 75346253 75356180 RHBDD2 7q11.23 rhomboid domain containing 2 75382356 75454109 POR 7q11.23 P450 (cytochrome) oxidoreductase 75389982 75390700 LOC100131964 7q11.23 hypothetical LOC100131964 75411037 75411170 SNORA14A 7q11.23 small nucleolar RNA, H/ACA box 14A 75454243 75461889 TMEM120A 7q11.23 transmembrane protein 120A 75463591 75515257 STYXL1 7q11.23 serine/threonine/tyrosine interacting-like 1 75515329 75533867 MDH2 7cen-q22 malate dehydrogenase 2, NAD (mitochondrial) 8 Anhang: Tab. 12A CXVII start stop Symbol Cyto Description 75539649 75540339 LOC100128451 7q11.23 hypothetical LOC100128451 75577895 75585662 LOC645324 7q11.23 hypothetical LOC645324 75617056 75617879 LOC100129416 7q11.23 hypothetical LOC100129416 75752311 75754554 FLJ37078 7q11.23 hypothetical protein FLJ37078 75769859 75771548 HSPB1 7q11.23 heat shock 27kDa protein 1 75794052 75826252 YWHAG 7q11.23 tyrosine 3-monooxygenase/tryptophan 5- monooxygenase activation protein, gamma polypeptide 75856582 75876948 SRCRB4D 7q11.23 scavenger receptor cysteine rich domain containing, group B (4 domains) 75864804 75909324 ZP3 7q11.23 zona pellucida glycoprotein 3 (sperm receptor) 75928908 75973248 DTX2 7q11.23 deltex homolog 2 (Drosophila) 75937273 75942253 FDPSL2A 7q11.23 MGC44478 75977681 75982704 UPK3B 7q11.2 uroplakin 3B 76016555 76037662 LOC100133091 7q11.23 similar to LOC554248 protein 76077239 76094556 POMZP3 7q11.23 POM (POM121 homolog, rat) and ZP3 fusion 76421113 76473110 PMS2L11 7q11.23 postmeiotic segregation increased 2-like 11 76435305 76436596 FDPSL2 7q11.23 farnesyl diphosphate synthase-like 2 (farnesyl pyrophosphate synthetase-like 2) 76477545 76493078 PMS2L2 7q11-q22 postmeiotic segregation increased 2-like 2 76489461 76495717 LOC100132581 7q11.23 similar to Williams Beuren syndrome chromosome region 19 pseudogene 76506733 76520291 LOC100132832 7q11.23 similar to postmeiotic segregation increased 2-like 5 76517185 76524125 LOC729545 7q11.23 similar to Williams Beuren syndrome chromosome region 19 76550983 76589619 LOC641808 7q11.23 hypothetical LOC641808 76582652 76584462 LOC644236 7q11.23 similar to 60S ribosomal protein L7a 76589870 76762457 CCDC146 7q11.23 coiled-coil domain containing 146 76660624 76667086 FGL2 7q11.23 fibrinogen-like 2 76778004 76883653 LOC54103 7q11.23 hypothetical protein LOC54103 FRA7K+F (7q22.3-7q31.1) Region: 106,700K..112M start stop Symbol Cyto Description 106630227 106991721 COG5 7q22-q31 component of oligomeric golgi complex 5 106897738 106903361 GPR22 7q22-q31.1 G protein-coupled receptor 22 106991668 107006204 DUS4L 7q22-q31 dihydrouridine synthase 4-like (S. cerevisiae) 107007946 107058401 BCAP29 7q22-q31 B-cell receptor-associated protein 29 107084312 107116799 LOC286002 7q22.3 hypothetical protein LOC286002 107088316 107145490 SLC26A4 7q31 solute carrier family 26, member 4 107117704 107120915 LOC100128597 7q22.3 hypothetical protein LOC100128597 107170432 107176639 LOC100128737 7q22.3 hypothetical protein LOC100128737 107171822 107187265 CBLL1 7q22.3 Cas-Br-M (murine) ecotropic retroviral transforming sequence-like 1 107193153 107230873 SLC26A3 7q31 solute carrier family 26, member 3 107223294 107237276 LOC100128307 7q31.1 hypothetical LOC100128307 107318822 107348879 DLD 7q31-q32 dihydrolipoamide dehydrogenase 107351499 107431040 LAMB1 7q22 laminin, beta 1 107451232 107558037 LAMB4 7q22-q31.2 laminin, beta 4 107575318 107884062 NRCAM 7q31.1-q31.2 neuronal cell adhesion molecule 107899305 107953874 PNPLA8 7q31 patatin-like phospholipase domain containing 8 107937883 107939062 LOC100130892 7q31.1 hypothetical protein LOC100130892 107991766 107997133 THAP5 7q31.1 THAP domain containing 5 107997592 108002530 DNAJB9 7q31 DnaJ (Hsp40) homolog, subfamily B, member 9 8 Anhang: Tab. 12A CXVIII start stop Symbol Cyto Description 108311274 108311873 LOC154907 7q31.1 hypothetical LOC154907 108421324 108422322 LOC646614 7q31.1 similar to Mitotic checkpoint protein BUB3 (WD repeat type I transmembrane protein A72.5) 109266418 109267910 LOC100128056 7q31.1 similar to hCG2013701 109386520 109387506 EIF3IP1 7q31.1 eukaryotic translation initiation factor 3, subunit I pseudogene 1 109425727 109428365 LOC646620 7q31.1 similar to ribosomal protein L3 isoform a 110090346 110989583 IMMP2L 7q31 IMP2 inner mitochondrial membrane peptidase-like (S. cerevisiae) 110518298 110552746 LRRN3 7q31.1 leucine rich repeat neuronal 3 111153400 111633698 DOCK4 7q31.1 dedicator of cytokinesis 4 111633879 111771225 ZNF277 7q31.1 zinc finger protein 277 111850462 111903483 IFRD1 7q22-q31 interferon-related developmental regulator 1111908282 111918178 C7orf53 7q31.1 chromosome 7 open reading frame 53 111947587 111949380 NPM1P14 7q31.1 nucleophosmin 1 (nucleolar phosphoprotein B23, numatrin) pseudogene 14 FRA7q34-7q35 Region: 139M..144,400K start stop Symbol Cyto Description 139059616 139124162 LOC653052 7q34 similar to Homeodomain-interacting protein kinase 2 (hHIPk2) 139175421 139366471 TBXAS1 7q34-q35 thromboxane A synthase 1 (platelet, cytochrome P450, family 5, subfamily A) 139370018 139409990 PARP12 7q34 poly (ADP-ribose) polymerase family, member 12 139431015 139523210 JHDM1D 7q34 jumonji C domain containing histone demethylase 1 homolog D (S. cerevisiae) 139557049 139639515 LOC100130972 7q34 hypothetical LOC100130972 139680021 139744780 SLC37A3 7q34 solute carrier family 37 (glycerol-3- phosphate transporter), member 3 139748800 139750702 LOC100127997 7q34 hypothetical protein LOC100127997 139753916 139772419 RAB19 7q34 RAB19, member RAS oncogene family 139781582 139793075 LOC642355 7q34 nucleoside diphosphate kinase, mitochondrial-like 139799320 139825771 MKRN1 7q34 makorin, ring finger protein, 1 139864689 139948811 DENND2A 7q34 DENN/MADD domain containing 2A 140019422 140041377 ADCK2 7q32-q34 aarF domain containing kinase 2 140042950 140052915 NDUFB2 7q34 NADH dehydrogenase (ubiquinone) 1 beta subcomplex, 2, 8kDa 140080751 140271033 BRAF 7q34 v-raf murine sarcoma viral oncogene homolog B1 140344209 140346063 LOC650172 7q34 similar to chaperonin containing TCP1, subunit 4 (delta) 140352431 140361216 MRPS33 7q32-q34 mitochondrial ribosomal protein S33 140420291 140559033 LOC100129514 7q34 hypothetical protein LOC100129514 140762216 140762638 LOC100130169 7q34 hypothetical LOC100130169 140777161 140817055 LOC100131199 7q34 similar to rCG28098 140897693 141000678 AGK 7q34 acylglycerol kinase 141002997 141048422 KIAA1147 7q34 KIAA1147 141054622 141077540 WEE2 7q32-q32 WEE1 homolog 2 (S. pombe) 141084645 141096726 SSBP1 7q34 single-stranded DNA binding protein 1 141110366 141111466 TAS2R3 7q31.3-q32 taste receptor, type 2, member 3 141124758 141125657 TAS2R4 7q31.3-q32 taste receptor, type 2, member 4 141134083 141134905 PS3 7q34 bitter taste receptor PS3 141136486 141137635 TAS2R5 7q31.3-q32 taste receptor, type 2, member 5 8 Anhang: Tab. 12A CXIX start stop Symbol Cyto Description 141158179 141158526 LOC642627 7q34 similar to myosin, light polypeptide 6, alkali, smooth muscle and non-muscle 141182555 141187690 LOC136242 7q34 similar to RIKEN cDNA 1700016G05 141209029 141210188 OR9A3P 7q34 olfactory receptor, family 9, subfamily A, member 3 pseudogene 141233317 141234305 OR9A1P 7q34 olfactory receptor, family 9, subfamily A, member 1 pseudogene 141257573 141258393 OR9N1P 7q34 olfactory receptor, family 9, subfamily N, member 1 pseudogene 141265145 141266089 OR9A4 7q34 olfactory receptor, family 9, subfamily A, member 4 141273626 141293252 CLEC5A 7q33 C-type lectin domain family 5, member A 141318900 141320042 TAS2R38 7q34 taste receptor, type 2, member 38 141342148 141453016 MGAM 7q34 maltase-glucoamylase (alpha-glucosidase) 141458018 141490252 LOC93432 7q34 maltase-glucoamylase-like pseudogene 141517439 141567562 LOC100124692 7q34 maltase-glucoamylase-like pseudogene 141587033 141593382 LOC136542 7q34 dopamine-beta-hydroxylase-like pseudogene 141598441 141604347 TRY1 7q34 trypsin X3 141612136 141617600 TRY2P 7q34 trypsinogen-like pseudogene 141633556 141637916 TRY3 7q34 trypsinogen-like pseudogene 141645314 141645763 TRBV1 7q34 T cell receptor beta variable 1 141645314 142221097 TRB@ 7q34 T cell receptor beta locus 141647309 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variable 25-1 142068801 142069254 TRBVA 7q34 T cell receptor beta variable A 142083093 142083577 TRBV26 7q34 T cell receptor beta variable 26 142098796 142099329 TRBVB 7q34 T cell receptor beta variable B 142102795 142103267 TRBV27 7q34 T cell receptor beta variable 27 142108085 142108565 TRBV28 7q34 T cell receptor beta variable 28 142127703 142128316 TRBV29-1 7q34 T cell receptor beta variable 29-1 142136904 142140495 PRSS1 7q34 protease, serine, 1 (trypsin 1) 142147840 142151405 TRY5 7q34 trypsinogen B 142158332 142161991 TRY6 7q34 trypsinogen C 142168501 142172070 TRY7 7q34 trypsinogen D 142178778 142182363 PRSS2 7q34 protease, serine, 2 (trypsin 2) 142194025 142194036 TRBD1 7q34 T cell receptor beta diversity 1 142194692 142194739 TRBJ1-1 7q34 T cell receptor beta joining 1-1 142194829 142194876 TRBJ1-2 7q34 T cell receptor beta joining 1-2 142195442 142195491 TRBJ1-3 7q34 T cell receptor beta joining 1-3 142196037 142196087 TRBJ1-4 7q34 T cell receptor beta joining 1-4 142196310 142196359 TRBJ1-5 7q34 T cell receptor beta joining 1-5 142196800 142196852 TRBJ1-6 7q34 T cell receptor beta joining 1-6 142199506 142200953 TRBC1 7q34 T cell receptor beta constant 1 142203517 142203528 TRBD2 7q34 T cell receptor beta diversity 2 142204177 142204226 TRBJ2-1 7q34 T cell receptor beta joining 2-1 142204372 142204422 TRBJ2-2 7q34 T cell receptor beta joining 2-2 142204509 142204554 TRBJ2-2P 7q34 T cell receptor beta joining 2-2P 142204659 142204707 TRBJ2-3 7q34 T cell receptor beta joining 2-3 142204810 142204859 TRBJ2-4 7q34 T cell receptor beta joining 2-4 142204931 142204978 TRBJ2-5 7q34 T cell receptor beta joining 2-5 142205051 142205103 TRBJ2-6 7q34 T cell receptor beta joining 2-6 142205268 142205314 TRBJ2-7 7q34 T cell receptor beta joining 2-7 142208852 142210340 TRBC2 7q34 T cell receptor beta constant 2 142220397 142221097 TRBV30 7q34 T cell receptor beta variable 30 142262914 142278969 EPHB6 7q33-q35 EPH receptor B6 142279082 142293599 TRPV6 7q33-q34 transient receptor potential cation channel, subfamily V, member 6 142315770 142340942 TRPV5 7q35 transient receptor potential cation channel, subfamily V, member 5 142346721 142348077 C7orf34 7q34 chromosome 7 open reading frame 34 142348323 142369625 KEL 7q33 Kell blood group, metallo-endopeptidase 142433409 142434341 OR9A2 7q34 olfactory receptor, family 9, subfamily A, member 2 8 Anhang: Tab. 12A CXXI start stop Symbol Cyto Description 142454189 142455094 OR9P1P 7q35 olfactory receptor, family 9, subfamily P, member 1 pseudogene 142459560 142460501 OR6V1 7q34 olfactory receptor, family 6, subfamily V, member 1 142469503 142471004 OR6W1P 7q34 olfactory receptor, family 6, subfamily W, member 1 pseudogene 142539296 142546956 PIP 7q34 prolactin-induced protein 142590634 142591650 TAS2R39 7q34 taste receptor, type 2, member 39 142629294 142630265 TAS2R40 7q34 taste receptor, type 2, member 40 142670686 142676328 GSTK1 7q35 glutathione S-transferase kappa 1 142692185 142695263 TMEM139 7q34 transmembrane protein 139 142695524 142714907 CASP2 7q34-q35 caspase 2, apoptosis-related cysteine peptidase (neural precursor cell expressed, developmentally down-regulated 2) 142719896 142720276 LOC730647 7q34 similar to Histidine triad nucleotidebinding protein 1 (Adenosine 5- monophosphoramidase) (Protein kinase C inhibitor 1) (Protein kinase C-interacting protein 1) (PKCI-1) 142723341 142759219 CLCN1 7q35 chloride channel 1, skeletal muscle (Thomsen disease, autosomal dominant) 142760615 142769967 FAM131B 7q34 family with sequence similarity 131, member B 142786366 142787997 LOC100129105 7q34 similar to hCG1821214 142788482 142798326 ZYX 7q32 zyxin 142798327 142816107 EPHA1 7q34 EPH receptor A1 142844250 142845188 TAS2R62P 7q35 taste receptor, type 2, member 62 pseudogene 142850668 142851624 TAS2R60 7q35 taste receptor, type 2, member 60 142885088 142886011 TAS2R41 7q35 taste receptor, type 2, member 41 142895477 142896826 OR2R1P 7q35 olfactory receptor, family 2, subfamily R, member 1 pseudogene 142917948 142919326 OR10AC1P 7q35 olfactory receptor, family 10, subfamily AC, member 1 pseudogene 142952256 142953526 LOC780811 7q35 phosphoribosylaminoimidazole carboxylase, phosphoribosylaminoimidazole succinocarboxamide synthetase pseudogene 142952394 142967811 LOC652678 7q35 similar to Multifunctional protein ADE2 142979012 142981366 LOC441294 7q35 similar to CTAGE6 142986141 143015972 FAM115B 7q35 family with sequence similarity 115, member B 143014244 143018136 LOC100130415 7q35 similar to PRO2751 143028667 143053107 FAM139A 7q35 family with sequence similarity 139, member A 143083115 143085776 CTAGE6 7q35 CTAGE family, member 6 143096889 143112308 LOC100133146 7q35 hypothetical LOC100133146 143110541 143166620 LOC780812 7q35 phosphoribosylaminoimidazole carboxylase, phosphoribosylaminoimidazole succinocarboxamide synthetase pseudogene 143179048 143182932 LOC100131883 7q35 similar to PRO2751 143180982 143230105 FAM115A 7q35 family with sequence similarity 115, member A 143263259 143264212 OR2F2 7q35 olfactory receptor, family 2, subfamily F, member 2 143287953 143289041 OR2F1 7q35 olfactory receptor, family 2, subfamily F, member 1 143308831 143309958 OR2Q1P 7q35 olfactory receptor, family 2, subfamily Q, member 1 pseudogene 8 Anhang: Tab. 12A CXXII start stop Symbol Cyto Description 143332023 143332958 OR6B1 7q35 olfactory receptor, family 6, subfamily B, member 1 143378428 143379363 OR2A5 7q35 olfactory receptor, family 2, subfamily A, member 5 143402246 143403178 OR2A25 7q35 olfactory receptor, family 2, subfamily A, member 25 143405319 143405980 OR2A41P 7q35 olfactory receptor, family 2, subfamily A, member 41 pseudogene 143423134 143424066 OR2A12 7q35 olfactory receptor, family 2, subfamily A, member 12 143437609 143438565 OR2A2 7q35 olfactory receptor, family 2, subfamily A, member 2 143446390 143447486 OR2A15P 7q35 olfactory receptor, family 2, subfamily A, member 15 pseudogene 143457139 143458071 OR2A14 7q35 olfactory receptor, family 2, subfamily A, member 14 143469961 143471167 OR2A13P 7q35 olfactory receptor, family 2, subfamily A, member 13 pseudogene 143485052 143486385 OR2A3P 7q35 olfactory receptor, family 2, subfamily A, member 3 pseudogene 143504666 143505642 OR2AO1P 7q35 olfactory receptor, family 2, subfamily AO, member 1 pseudogene 143509861 143515705 LOC100128553 7q35 hypothetical LOC100128553 143514610 143523669 FLJ43692 7q35 ARHGEF5-like 143559937 143560851 OR2A42 7q35 olfactory receptor, family 2, subfamily A, member 42 143578497 143579629 OR2A20P 7q35 olfactory receptor, family 2, subfamily A, member 20 pseudogene 143586722 143587654 OR2A7 7q35 olfactory receptor, family 2, subfamily A, member 7 143593917 143598945 LOC728377 7q35 similar to rho guanine nucleotide exchange factor 5 143625848 143628960 OR2A9P 7q35 olfactory receptor, family 2, subfamily A, member 9 pseudogene 143646151 143647083 OR2A1 7q35 olfactory receptor, family 2, subfamily A, member 1 143683422 143708658 ARHGEF5 7q33-q35 Rho guanine nucleotide exchange factor (GEF) 5 143726972 143738253 NOBOX 7q35 NOBOX oogenesis homeobox 143779967 144164079 TPK1 7q34-q35 thiamin pyrophosphokinase 1 143974904 143976642 LOC100132804 7q35 hypothetical LOC100132804 144333895 144339029 LOC402715 7q35 similar to Importin alpha-2 subunit (Karyopherin alpha-2 subunit) (SRP1- alpha) (RAG cohort protein 1) 144368551 144368748 LOC643308 7q35 similar to 60S ribosomal protein L7 FRA9D (eigentl. 9q22; 9q21.33) Homo sapiens Genome (Build 36.3) Chromosome: 9 Map: genes Region: 87,300K..87,900K start stop Symbol Cyto Description 87351275 87546709 AGTPBP1 9q21.33 ATP/GTP binding protein 1 87555344 87591721 LOC100129901 9q21.33 similar to KIF27B 8 Anhang: Tab. 12A CXXIII start stop Symbol Cyto Description 87609743 87661673 LOC389765 9q21.33 similar to KIF27C 87703722 87704556 LOC548599 9q21 prohibitin pseudogene 87739311 87741334 LOC100130049 9q21.33 hypothetical LOC100130049 87745877 87827037 MAK10 9q21.33 MAK10 homolog, amino-acid Nacetyltransferase subunit, (S. cerevisiae) 87830876 87904903 GOLM1 9q21.33 golgi membrane protein 1 FRA10G (10q11.23) Homo sapiens Genome (Build 36.3) Chromosome: 10 Map: genes Region: 45,400K..46,300K start stop Symbol Cyto Description 45272823 45410360 MARCH8 10q11.21 membrane-associated ring finger (C3HC4) 8 45431049 45487802 ANUBL1 10q11.21 AN1, ubiquitin-like, homolog (Xenopus laevis) 45494046 45516086 CTGLF10P 10q11.21 centaurin, gamma-like family, member 10 pseudogene 45521538 45531968 LOC100128244 10q11.21 similar to hCG1980421 45530661 45541492 LOC648708 10q11.21 hypothetical LOC648708 45542673 45608418 FAM21C 10q11.1 family with sequence similarity 21, member C 45630882 45632772 LOC643479 10q11.21 hypothetical LOC643479 45641056 45662927 CTGLF1 10q11.21 centaurin, gamma-like family, member 1 45676729 45679083 LOC100133130 10q11.21 similar to PRO1102 45970129 46061009 PTPN20A 10q11.22 protein tyrosine phosphatase, nonreceptor type 20A 46077145 46096738 FRMPD2L2 10q11.21 FERM and PDZ domain containing 2 like 2 46137033 46153305 CTGLF8P 10q11.22 centaurin, gamma-like family, member 8 pseudogene 46174281 46182762 BMS1P1 10q11.22 BMS1 pseudogene 1 46181283 46183950 LOC439962 10q11.22 hypothetical LOC439962 46193069 46195217 LOC441554 10q11.22 similar to dual specificity phosphatase 8 46195423 46211518 CTSLL5 10q11.22 cathepsin L-like 5 FRA10F (10q26.13-10q26.2) Region: 126,200K..129,100K start stop Symbol Cyto Description 126140402 126292699 LHPP 10q26.13 phospholysine phosphohistidine inorganic pyrophosphate phosphatase 126168343 126171678 LOC100132892 10q26.13 hypothetical protein LOC100132892 126216001 126216849 LOC100129821 10q26.13 hypothetical LOC100129821 126297853 126422920 FAM53B 10q26.13 family with sequence similarity 53, member B 126437396 126470429 LOC399818 10q26.13 similar to CG9643-PA 126480344 126515229 KIAA0157 10q26.13 KIAA0157 126620682 126665995 ZRANB1 10q26.13 zinc finger, RAN-binding domain containing 1 126666408 126839614 CTBP2 10q26.13 C-terminal binding protein 2 126717613 126840943 LOC100132971 10q26.13 hypothetical protein LOC100132971 126845236 126845499 MRPS21P6 10q26 mitochondrial ribosomal protein S21 pseudogene 6 126905907 126937012 LOC642622 10q26.13 hypothetical LOC642622 127344579 127346853 ALDOAP2 10q26.13 aldolase A, fructose-bisphosphate pseudogene 2 8 Anhang: Tab. 12A CXXIV start stop Symbol Cyto Description 127396258 127398084 LOC728011 10q26.13 hypothetical protein LOC728011 127398074 127442702 C10orf137 10q26.13-q26.2 chromosome 10 open reading frame 137 127445012 127454380 MMP21 10q26.2 matrix metallopeptidase 21 127467142 127501757 UROS 10q25.2-q26.3 uroporphyrinogen III synthase (congenital erythropoietic porphyria) 127502105 127532080 BCCIP 10q26.1 BRCA2 and CDKN1A interacting protein 127514899 127559874 DHX32 10q26.2 DEAH (Asp-Glu-Ala-His) box polypeptide 32 127575098 127688151 FANK1 10q26.2 fibronectin type III and ankyrin repeat domains 1 127693415 128067055 ADAM12 10q26.3 ADAM metallopeptidase domain 12 (meltrin alpha) 128103561 128200000 C10orf90 10q26.2 chromosome 10 open reading frame 90 128137844 128138302 LOC728158 10q26.2 hCG2044975 128203568 128206239 LOC728152 10q26.2 hypothetical protein LOC728152 128486348 128575303 LOC728065 10q26.2 hypothetical protein LOC728065 128658955 129140770 DOCK1 10q26.13-q26.3 dedicator of cytokinesis 1 128823680 128884412 C10orf141 10q26.2 chromosome 10 open reading frame 141 FRA13C (13q21.2-13q21.32) Homo sapiens Genome (Build 36.3) Chromosome: 13 Map: genes Region: 60,200K..65,600K start stop Symbol Cyto Description 60109021 60110232 LOC390407 13q21.2 similar to eukaryotic translation initiation factor 4A, isoform 1 60881819 60887282 PCDH20 13q21 protocadherin 20 61269388 61282755 LOC100129024 13q21.31 hypothetical LOC100129024 61800018 61800530 LOC100133193 13q21.31 hypothetical LOC100133193 61878192 61882641 LOC647259 13q21.31 similar to sequestosome 1 isoform 1 62655235 62699190 LOC729287 13q21.31 hypothetical protein LOC729287 63209569 63214702 OR7E156P 13q21.31 olfactory receptor, family 7, subfamily E, member 156 pseudogene 63218935 63219324 LOC647262 13q21.31 hypothetical LOC647262 63283257 63283950 LOC100128626 13q21.31 hypothetical LOC100128626 63304279 63305127 LOC647264 13q21.31 hypothetical LOC647264 63308962 63309907 OR7E104P 13q21.31 olfactory receptor, family 7, subfamily E, member 104 pseudogene 63312829 63313233 LOC100128202 13q21.31 hypothetical protein LOC100128202 63313325 63316258 LOC100128201 13q21.31 similar to hCG2042246 63447913 63448556 LOC100130677 13q21.31 hypothetical LOC100130677 64429573 64431751 LGMN2P 13q21.32 legumain 2 pseudogene 64781984 64783087 STARP1 13q21.32 steroidogenic acute regulatory protein pseudogene 1 65259579 65260996 LOC387933 13q21.32 heterogeneous nuclear ribonucleoprotein A3 pseudogene FRA14B (14q23.2-14q24.1) Homo sapiens Genome (Build 36.3) Chromosome: 14 Map: genes Region: 63,400K..68,300K start stop Symbol Cyto Description 63389436 63762920 SYNE2 14q23.2 spectrin repeat containing, nuclear envelope 2 8 Anhang: Tab. 12A CXXV start stop Symbol Cyto Description 63763504 63875021 ESR2 14q23.2 estrogen receptor 2 (ER beta) 63872753 63874725 LOC100129185 14q23.2 hypothetical protein LOC100129185 63882610 63884140 LOC441687 14q23.2 similar to testis expressed gene 21 63924846 63996474 MTHFD1 14q24 methylenetetrahydrofolate dehydrogenase (NADP+ dependent) 1, methenyltetrahydrofolate cyclohydrolase, formyltetrahydrofolate synthetase 64001970 64010974 AKAP5 14q21-q24 A kinase (PRKA) anchor protein 5 64023308 64040307 ZBTB25 14q23-q24 zinc finger and BTB domain containing 25 64041174 64070161 ZBTB1 14q23.3 zinc finger and BTB domain containing 1 64076939 64079708 HSPA2 14q24.1 heat shock 70kDa protein 2 64086373 64125849 C14orf50 14q23.3 chromosome 14 open reading frame 50 64136476 64138381 NUP50P1 14q23.3 nucleoporin 50 pseudogene 1 64240946 64280813 PLEKHG3 14q23.3 pleckstrin homology domain containing, family G (with RhoGef domain) member 3 64282754 64359619 SPTB 14q23-q24.2 spectrin, beta, erythrocytic (includes spherocytosis, clinical type I) 64282756 64285203 LOC100129913 14q23.3 hypothetical protein LOC100129913 64450893 64471666 CHURC1 14q23.3 churchill domain containing 1 64475625 64479284 GPX2 14q24.1 glutathione peroxidase 2 (gastrointestinal) 64482287 64508551 RAB15 14q23.3 RAB15, member RAS onocogene family 64523260 64599123 FNTB 14q23-q24 farnesyltransferase, CAAX box, beta 64542645 64638980 MAX 14q23 MYC associated factor X 64755118 64758772 LOC100128233 14q23.3 hypothetical protein LOC100128233 64803109 64803459 LOC646279 14q23.3 similar to 60S ribosomal protein L21 64805183 64806149 RPL36AP2 14q23.3 ribosomal protein L36a pseudogene 2 64816121 64816772 PTBP1P 14q23.3 polypyrimidine tract binding protein 1 pseudogene 64947051 64949155 LOC645431 14q23.3 hypothetical protein LOC645431 64947593 65279715 FUT8 14q24.3 fucosyltransferase 8 (alpha (1,6) fucosyltransferase) 65004155 65004948 RPL21P8 14q23.3 ribosomal protein L21 pseudogene 8 65007572 65007656 MIRN625 14q23.3 microRNA 625 65414404 65417646 NCOA4P 14q23.3 nuclear receptor coactivator 4 pseudogene 65437403 65437919 LOC646362 14q23.3 hypothetical LOC646362 65493768 65543384 LOC729850 14q23.3 hypothetical protein LOC729850 65548862 65550416 YBX1P1 14q23.3 Y box binding protein 1 pseudogene 1 66022862 66035024 MGC88374 14q23.3 similar to CG32662-PA 66043878 66718278 GPHN 14q23.3 gephyrin 66725899 66765020 FAM71D 14q23.3 family with sequence similarity 71, member D 66735524 66737020 SF3B4P 14q23.3 splicing factor 3b, subunit 4, pseudogene 66777774 66872289 MPP5 14q23.3 membrane protein, palmitoylated 5 (MAGUK p55 subfamily member 5) 66874342 66896344 ATP6V1D 14q23-q24.2 ATPase, H+ transporting, lysosomal 34kDa, V1 subunit D 66896787 66922986 EIF2S1 14q23.3 eukaryotic translation initiation factor 2, subunit 1 alpha, 35kDa 66923453 66948581 PLEK2 14q23.3 pleckstrin 2 67006736 67051774 C14orf83 14q24.1 chromosome 14 open reading frame 83 67069761 67126008 PLEKHH1 14q24.1 pleckstrin homology domain containing, family H (with MyTH4 domain) member 1 67125776 67136770 PIGH 14q11-q24 phosphatidylinositol glycan anchor biosynthesis, class H 67147465 67152567 LOC729868 14q24.1 similar to protein kinase C, eta 67156332 67188190 ARG2 14q24.1-q24.3 arginase, type II 67187619 67211301 VTI1B 14q24.1 vesicle transport through interaction with t- SNAREs homolog 1B (yeast) 8 Anhang: Tab. 12A CXXVI start stop Symbol Cyto Description 67188599 67189199 COX7AP1 14q24.1 cytochrome c oxidase subunit VIIa pseudogene 1 67213270 67232213 RDH11 14q24.1 retinol dehydrogenase 11 (all-trans/9- cis/11-cis) 67250882 67251794 RPL21P9 14q24.1 ribosomal protein L21 pseudogene 9 67258943 67270921 RDH12 14q24.1 retinol dehydrogenase 12 (all-trans/9-cis/11-cis) 67282992 67353055 ZFYVE26 14q24.1 zinc finger, FYVE domain containing 26 67356262 68132367 RAD51L1 14q23-q24.2 RAD51-like 1 (S. cerevisiae) 67875039 67876119 RPL7AP5 14q24.1 ribosomal protein L7a pseudogene 5 67957922 67958764 PPIAP6 14q24.1 peptidylprolyl isomerase A (cyclophilin A) 68229452 68230196 RPL12P7 14q24.1 ribosomal protein L12 pseudogene 7 pseudogene 6 FRA16C (16q22.2-16q22.3) Homo sapiens Genome (Build 36.3) Chromosome: 16 Map: genes Region: 68,400K..72,200K start stop Symbol Cyto Description 68353775 68533144 WWP2 16q22.1 WW domain containing E3 ubiquitin protein ligase 2 68524484 68524583 MIRN140 16q22.1 microRNA 140 68542311 68555390 LOC348174 16q22.1 secretory protein LOC348174 68567701 68657352 PDXDC2 16q22.1 pyridoxal-dependent decarboxylase domain containing 2 68670507 68671028 LOC645299 16q22.1 similar to ribosomal protein S10 68704087 68707961 LOC645307 16q22.1 hypothetical LOC645307 68705030 68752685 PDPR 16q22.1 pyruvate dehydrogenase phosphatase regulatory subunit 68747744 68764817 LOC100132953 16q22.1 hypothetical protein LOC100132953 68765429 68778299 MGC34761 16q22.1 hypothetical protein MGC34761 68812117 68827150 LOC729513 16q22.1 similar to PI-3-kinase-related kinase SMG-1 68841635 68843334 EXOSC6 16q22.1 exosome component 6 68843798 68880913 AARS 16q22 alanyl-tRNA synthetase 68890573 68925232 DDX19B 16q22.1 DEAD (Asp-Glu-Ala-As) box polypeptide 19B 68938325 68964785 DDX19A 16q22.1 DEAD (Asp-Glu-Ala-As) box polypeptide 19A 68970839 69030492 ST3GAL2 16q22.1 ST3 beta-galactoside alpha-2,3- sialyltransferase 2 69045999 69071678 FUK 16q22.1 fucokinase 69071973 69114958 COG4 16q22.1 component of oligomeric golgi complex 4 69115202 69163702 SF3B3 16q22.1 splicing factor 3b, subunit 3, 130kDa 69120906 69120999 SNORD111B 16q22.1 small nucleolar RNA, C/D box 111B 69129409 69129502 SNORD111 16q22.1 small nucleolar RNA, C/D box 111 69237969 69252085 C16orf77 16q22.1 chromosome 16 open reading frame 77 69252608 69277455 ABBA-1 16q22.1 actin-bundling protein with BAIAP2 homology 69278843 69392562 VAC14 16q22.1 Vac14 homolog (S. cerevisiae) 69279962 69281788 LOC100130369 16q22.1 hypothetical protein LOC100130369 69346464 69360339 LOC100130894 16q22.1 hypothetical protein LOC100130894 69369615 69369685 TRNAG-GCC 16q22.1 transfer RNA glycine (anticodon GCC) 69370443 69370513 TRNAG-GCC 16q22.1 transfer RNA glycine (anticodon GCC) 69380098 69380168 TRNAG-GCC 16q22.1 transfer RNA glycine (anticodon GCC) 69380911 69380981 TRNAG-GCC 16q22.1 transfer RNA glycine (anticodon GCC) 69398790 69822070 HYDIN 16q22.1-q22.3 hydrocephalus inducing homolog (mouse) 69873704 69881010 FLJ11171 16q22.3 hypothetical protein FLJ11171 8 Anhang: Tab. 12A CXXVII start stop Symbol Cyto Description 69950127 69981842 CALB2 16q22.2 calbindin 2, 29kDa (calretinin) 70017897 70017969 TRNAM-CAU 16q22.3 transfer RNA methionine (anticodon CAU) 70021666 70024728 LOC390738 16q22.3 similar to Transducin-like enhancer protein 2 (ESG2) 70039001 70053618 ZNF23 16q22 zinc finger protein 23 (KOX 16) 70053177 70055471 LOC729556 16q22.3 hypothetical protein LOC729556 70065477 70080755 ZNF19 16q22 zinc finger protein 19 70117560 70129917 CHST4 16q22.3 carbohydrate (N-acetylglucosamine 6-O) sulfotransferase 4 70156386 70163842 LOC100132529 16q22.3 hypothetical protein LOC100132529 70158255 70168496 TAT 16q22.1 tyrosine aminotransferase 70215112 70232043 LOC100132262 16q22.3 hypothetical protein LOC100132262 70217571 70233369 MARVELD3 16q22.3 MARVEL domain containing 3 70236353 70306205 PHLPPL 16q22.3 PH domain and leucine rich repeat protein phosphatase-like 70318469 70318735 LOC100127951 16q22.3 similar to ISPF6484 70320404 70400477 AP1G1 16q23 adaptor-related protein complex 1, gamma 1 subunit 70349795 70349898 MIRN768 16q22.3 microRNA 768 70349806 70349891 SNORD71 16q22.2 small nucleolar RNA, C/D box 71 70437109 70474695 LOC100131476 16q22.3 hypothetical protein LOC100131476 70441087 70448737 ATXN1L 16q22.3 ataxin 1-like 70451089 70474913 ZNF821 16q22.3 zinc finger protein 821 70486947 70520407 KIAA0174 16q22.3 KIAA0174 70520395 70591378 PKD1L3 16q22.3 polycystic kidney disease 1-like 3 70595169 70596205 LOC100130263 16q22.3 similar to coiled-coil domain containing 25 70596437 70598093 LOC645443 16q22.3 similar to ATP synthase alpha chain, mitochondrial precursor 70600144 70616456 DHODH 16q22 dihydroorotate dehydrogenase 70646009 70652458 HP 16q22.1 haptoglobin 70654626 70668646 HPR 16q22.1 haptoglobin-related protein 70676257 70685015 TXNL4B 16q22.3 thioredoxin-like 4B 70685116 70704312 DHX38 16q21-q22.3 DEAH (Asp-Glu-Ala-His) box polypeptide 38 70710499 70763525 PMFBP1 16q22.3 polyamine modulated factor 1 binding protein 1 70810878 70869971 LOC390739 16q22.3 similar to C-Myc-binding protein (Associate of Myc 1) (AMY-1) 71091911 71256375 LOC645478 16q22.3 hypothetical LOC645478 71320015 71321305 KRT18P18 16q22.3 keratin 18 pseudogene 18 71374285 71639775 ZFHX3 16q22.3-q23.1 zinc finger homeobox 3 71541313 71549838 LOC100132068 16q22.3 hypothetical protein LOC100132068 71684025 71685174 LOC283902 16q22.3 hypothetical gene supported by BC019009 72069717 72069789 TRNAK-UUU 16q22.3 transfer RNA lysine (anticodon UUU) FRA18B (18q21.32-18q21.33) Homo sapiens Genome (Build 36.3) Chromosome: 18 Map: genes Region: 55,900K..57,500K start stop Symbol Cyto Description 55967762 55968652 LOC400652 18q21.32 similar to 40S ribosomal protein S3a 56014767 56016404 LOC342784 18q21.32 similar to TFIIH basal transcription factor complex p62 subunit (Basic transcription factor 62 kDa subunit) (BTF2-p62) (General transcription factor IIH polypeptide 1) 8 Anhang: Tab. 12A CXXVIII start stop Symbol Cyto Description 56189544 56190981 MC4R 18q22 melanocortin 4 receptor 56338047 56338384 MRPS5P4 18q21 mitochondrial ribosomal protein S5 pseudogene 4 56428981 56464308 LOC643064 18q21.32 similar to Glutamate decarboxylase 1 (Glutamate decarboxylase, 67 kDa isoform) (GAD-67) (67 kDa glutamic acid decarboxylase) 56480799 56482709 LOC220147 18q21.32 similar to C-terminal binding protein 2 isoform 2 56612821 56613117 LOC728111 18q21.32 hCG1659830 57223071 57223418 LOC100129867 18q21.33 hypothetical LOC100129867 57308755 57373345 CDH20 18q22-q23 cadherin 20, type 2 57424281 57425129 LOC100130938 18q21.33 hypothetical protein LOC100130938 57436549 57436789 LOC100129011 18q21.33 hypothetical LOC100129011 Legende: dick gedruckte Schrift: Verbindung zu Leukämie/Tumor; Region innerhalb der Linien = Region innerhalb der FS-Ausdehnung; Ausdehnung in kbp (hier als K bezeichnet); Genbezeichnung (Symbol) und zytogenetische Lage; Beschreibung der Gene. 8 Anhang: Tab. 13A CXXIX 13A Gene im Bruchpunktbereich von Tumor-Zelllinien/Patientensuspension (Erläuterungen siehe XXVIII). A-431/SAOS-2 Homo sapiens Genome (Build 36.3) Chromosome: 8 Map: genes Region: 136,340K..138M start stop Symbol Cyto Description 136315668 136377980 LOC286094 8q24.22 hypothetical protein LOC286094 136538898 136729031 KHDRBS3 8q24.2 KH domain containing, RNA binding, signal transduction associated 3 136706149 136707406 LOC100130092 8q24.23 similar to MAPRE1 protein Chromosome: 16 Map: genes Region: 71,770K..74,200K start stop Symbol Cyto Description 72069717 72069789 TRNAK-UUU 16q22.3 transfer RNA lysine (anticodon UUU) 72531953 72533181 LOC441506 16q22.3 similar to 40S ribosomal protein SA (p40) (34/67 kDa laminin receptor) (Colon carcinoma laminin-binding protein) (NEM/1CHD4) (Multidrug resistanceassociated protein MGr1-Ag) 72812327 72812827 LOC401859 16q22.3 similar to peptidylprolyl isomerase A isoform 1 72888182 72897687 PSMD7 16q23-q24 proteasome (prosome, macropain) 26S subunit, non-ATPase, 7 72895646 72959654 LOC283922 16q22.3 hypothetical protein LOC283922 72957340 72961225 LOC440386 16q22.3 hypothetical gene supported by BC029817 72969373 72983514 LOC440348 16q22.3 similar to nuclear pore complex interacting protein 73000030 73012791 LOC497190 16q22.3 secretory protein LOC497190 73043357 73198518 GLG1 16q22-q23 golgi apparatus protein 1 73203922 73204620 LOC100132346 16q22.3 similar to chaperonin 10 73212798 73258280 RFWD3 16q22.3 ring finger and WD repeat domain 3 73254074 73260247 LOC645726 16q22.3 similar to Lamina-associated polypeptide 2, isoforms beta/gamma (Thymopoietin, isoforms beta/gamma) (TP beta/gamma) (Thymopoietin-related peptide isoforms beta/gamma) (TPRP isoforms beta/gamma) 73263262 73292290 MLKL 16q22.3 mixed lineage kinase domain-like 73304359 73366224 FA2H 16q23 fatty acid 2-hydroxylase 73464972 73576518 WDR59 16q23.1 WD repeat domain 59 73590416 73702393 ZNRF1 16q23.1 zinc and ring finger 1 73703259 73708166 LDHD 16q23.1 lactate dehydrogenase D 73739922 73763633 ZFP1 16q23.1 zinc finger protein 1 homolog (mouse) 73783407 73784646 LOC441774 16q23.1 similar to 40S ribosomal protein S4, Y isoform 1 73795495 73798573 CTRB2 16q23.1 chymotrypsinogen B2 73810385 73816323 CTRB1 16q23-q24.1 chymotrypsinogen B1 73820429 73843004 BCAR1 16q22-q23 breast cancer anti-estrogen resistance 1 73837771 73838491 LOC100131601 16q23.1 similar to hCG1980470 73885109 74024888 CFDP1 16q22.2-q22.3 craniofacial development protein 1 74038418 74056085 TMEM170 16q23.1 transmembrane protein 170 74064523 74086427 CHST6 16q22 carbohydrate (N-acetylglucosamine 6-O) sulfotransferase 6 74090064 74108980 LOC645799 16q23.1 similar to carbohydrate (N-acetylglucosamine 6-O) sulfotransferase 5 74119929 74126569 CHST5 16q22.3 carbohydrate (N-acetylglucosamine 6-O) sulfotransferase 5 8 Anhang: Tab. 13A CXXX start stop Symbol Cyto Description 74129516 74147671 FLJ22167 16q23.1 hypothetical protein FLJ22167 74157750 74169280 GABARAPL2 16q22.3-q24.1 GABA(A) receptor-associated protein-like 2 74190499 74214655 ADAT1 16q23.1 adenosine deaminase, tRNA-specific 1 Chromosome: 7 Map: genes Region: 40,100K..41,800K start stop Symbol Cyto Description 40141100 40866882 C7orf10 7p14.1 chromosome 7 open reading frame 10 41695126 41709231 INHBA 7p15-p13 inhibin, beta A COLO-320 Homo sapiens Genome (Build 36.3) Chromosome: 7 Map: genes Region: 99,408K..100,100K start stop Symbol Cyto Description 99402286 99411623 AZGP1 7q22.1 alpha-2-glycoprotein 1, zinc-binding 99416332 99423256 LOC646282 7q22.1 similar to alpha-2-glycoprotein 1, zinc 99425154 99436753 LOC100128334 7q22.1 similar to hCG1770601 99451155 99473339 ZKSCAN1 7q21.3-q22.1 zinc finger with KRAB and SCAN domains 1 99485353 99500599 ZSCAN21 7q22.1 zinc finger and SCAN domain containing 21 99499589 99517307 ZNF3 7q22.1 zinc finger protein 3 99524519 99527759 COPS6 7q22.1 COP9 constitutive photomorphogenic homolog subunit 6 (Arabidopsis) 99528340 99537363 MCM7 7q21.3-q22.1 minichromosome maintenance complex component 7 99529118 99529201 MIRN25 7q22.1 microRNA 25 99529326 99529405 MIRN93 7q22.1 microRNA 93 99529551 99529632 MIRN106B 7q22.1 microRNA 106b 99537066 99542739 AP4M1 7q22.1 adaptor-related protein complex 4, mu 1 subunit 99542629 99554915 TAF6 7q22.1 TAF6 RNA polymerase II, TATA box binding protein (TBP)-associated factor, 80kDa 99555201 99561067 CNPY4 7q22.1 canopy 4 homolog (zebrafish) 99562253 99564057 LOC255374 7q22.1 similar to hypothetical protein MGC49416 99584466 99589769 LOC389541 7q22.1 similar to CG14977-PA 99589979 99594238 C7orf43 7q22.1 chromosome 7 open reading frame 43 99594801 99604309 GAL3ST4 7q22.1 galactose-3-O-sulfotransferase 4 99605165 99612926 GPC2 7q22.1 glypican 2 99613474 99649946 STAG3 7q22.1 stromal antigen 3 99644497 99707549 GATS 7q22.1 opposite strand transcription unit to STAG3 99654807 99657047 PVRIG 7q22.1 poliovirus receptor related immunoglobulin domain containing 99668769 99670317 LOC100129006 7q22.1 hypothetical protein LOC100129006 99750000 99756695 MGC57359 7q22.1 similar to Williams Beuren syndrome chromosome region 19 99756199 99771866 PMS2L1 7q22.1 postmeiotic segregation increased 2-like 1 99771624 99785394 LOC100130008 7q22.1 similar to hCG2024106 99771673 99803388 PILRB 7q22.1 paired immunoglobin-like type 2 receptor beta 99809004 99835658 PILRA 7q22.1 paired immunoglobin-like type 2 receptor alpha 99836431 99864238 ZCWPW1 7q22.1 zinc finger, CW type with PWWP domain 1 99865465 99869677 MEPCE 7q22.1 methylphosphate capping enzyme 99870848 99872030 C7orf47 7q22.1 chromosome 7 open reading frame 47 99892174 99899830 LOC402573 7q22.1 hypothetical LOC402573 99902078 99914838 TSC22D4 7p21-p15 TSC22 domain family, member 4 99919486 99930358 C7orf51 7q22.1 chromosome 7 open reading frame 51 99974770 100003779 HRBL 7q22.1 HIV-1 Rev binding protein-like 8 Anhang: Tab. 13A CXXXI start stop Symbol Cyto Description 100000814 100005687 IRS3L 7q22.1 insulin receptor substrate 3-like 100009008 100011103 LOC100131225 7q22.1 hypothetical protein LOC100131225 100009570 100021712 LRCH4 7q22 leucine-rich repeats and calponin homology (CH) domain containing 4 100021892 100036676 FBXO24 7q22 F-box protein 24 100024955 100039597 LOC100129845 7q22.1 hypothetical protein LOC100129845 100037818 100043734 PCOLCE 7q22 procollagen C-endopeptidase enhancer 100047661 100050936 MOSPD3 7q22 motile sperm domain containing 3 100055975 100077109 TFR2 7q22 transferrin receptor 2 100078664 100091986 ACTL6B 7q22 actin-like 6B Granta-519 Homo sapiens Genome (Build 36.3) Chromosome: 1 Map: genes Region: 15,432K..16M start stop Symbol Cyto Description 15442755 15597360 FHAD1 1p36.21 forkhead-associated (FHA) phosphopeptide binding domain 1 15609028 15629422 EFHD2 1p36.21 EF-hand domain family, member D2 15637525 15645740 CTRC 1p36.21 chymotrypsin C (caldecrin) 15655811 15671170 ELA2A 1p36.21 elastase 2A 15675183 15690482 ELA2B 1p36.21 elastase 2B 15691378 15723377 CASP9 1p36.3-p36.1 caspase 9, apoptosis-related cysteine peptidase 15725939 15770814 DNAJC16 1p36.1 DnaJ (Hsp40) homolog, subfamily C, member 16 15771739 15784192 AGMAT 1p36.21 agmatine ureohydrolase (agmatinase) 15802840 15804411 LOC645317 1p36.21 similar to Coiled-coil-helix-coiled-coil-helix domain-containing protein 2 (HCV NS2 trans-regulated protein) (NS2TP) 15816657 15859335 DDI2 1p36.21 DDI1, DNA-damage inducible 1, homolog 2 (S. cerevisiae) 15858951 15860804 RSC1A1 1p36.1 regulatory solute carrier protein, family 1, member 1 15880613 15933851 PLEKHM2 1p36.21 pleckstrin homology domain containing, family M (with RUN domain) member 2 15935396 15940471 SLC25A34 1p36.21 solute carrier family 25, member 34 15941504 15947064 TMEM82 1p36.21 transmembrane protein 82 15957842 15985671 FBLIM1 1p36.21 filamin binding LIM protein 1 15991812 15992378 LOC729500 1p36.21 hypothetical protein LOC729500 LNCaP Homo sapiens Genome (Build 36.3) Chromosome: 7 Map: genes Region: 6,490K..7,100K start stop Symbol Cyto Description 6467237 6490374 KDELR2 7p22.1 KDEL (Lys-Asp-Glu-Leu) endoplasmic reticulum protein retention receptor 2 6503930 6557592 GRID2IP 7p22.1 glutamate receptor, ionotropic, delta 2 (Grid2) interacting protein 6584664 6595505 ZDHHC4 7p22.1 zinc finger, DHHC-type containing 4 6596440 6614880 C7orf26 7p22.1 chromosome 7 open reading frame 26 6621511 6630446 DKFZp434J1015 7p22.1 hypothetical protein DKFZp434J1015 6629239 6630446 DKFZp547K054 7p22.1 hypothetical protein DKFZp547K054 8 Anhang: Tab. 13A CXXXII start stop Symbol Cyto Description 6643507 6662813 LOC100131017 7p22.1 similar to zinc finger protein 316 6670031 6679757 LOC100133111 7p22.1 hypothetical protein LOC100133111 6694589 6713091 ZNF12 7p22.1 zinc finger protein 12 6721786 6728204 LOC100130530 7p22.1 hypothetical LOC100130530 6741461 6757757 PMS2CL 7p22.1 PMS2 C-terminal like pseudogene 6760265 6804921 LOC728194 7p22.1 radial spoke head 10 homolog B (Chlamydomonas)-like 6805097 6832386 C7orf28B 7p22.1 chromosome 7 open reading frame 28B 6840879 6842050 OR7E39P 7p22.1 olfactory receptor, family 7, subfamily E, member 39 pseudogene 6861195 6873891 LOC641922 7p22.1 similar to unc-93 homolog B1 6872712 6873878 OR7E136P 7p22.1 olfactory receptor, family 7, subfamily E, member 136 pseudogene 6885678 6886836 OR7E59P 7p22.1 olfactory receptor, family 7, subfamily E, member 59 pseudogene 6894556 6894882 LOC100130527 7p22.1 hypothetical LOC100130527 6896492 6937267 LOC647415 7p22.1 similar to beta-1,4-mannosyltransferase 6937336 6945761 LOC641924 7p22.1 family with sequence similarity 86, member A pseudogene 6949427 6949600 LOC100128349 7p22.1 hypothetical LOC100128349 7084451 7107790 LOC100131257 7p22.1 similar to hCG19534 Patientensuspension 95159 Homo sapiens Genome (Build 36.3) Chromosome: 7 Map: genes Region: 28,240K..32,600K start stop Symbol Cyto Description 28186472 28248399 LOC100128081 7p15.1 similar to hCG2033532 28285348 28285843 LOC402644 7p15.1 similar to peptidylprolyl isomerase A isoform 1 28305465 28832036 CREB5 7p15.1 cAMP responsive element binding protein 5 28959499 28964554 KIAA0644 7p15.1 KIAA0644 gene product 29001772 29152678 CPVL 7p15-p14 carboxypeptidase, vitellogenic-like 29152725 29154798 LOC100131724 7p15.1 similar to LOC401318 29200646 29520469 CHN2 7p15.3 chimerin (chimaerin) 2 29205183 29215105 LOC100131258 7p15.1 hypothetical protein LOC100131258 29218246 29220045 NANOGP4 7p15 Nanog homeobox pseudogene 4 29557662 29558282 LOC646745 7p15.1 hypothetical LOC646745 29569952 29573436 PRR15 7p15.1 proline rich 15 29737986 29748827 DPY19L2P3 7p15.1 dpy-19-like 2 pseudogene 3 (C. elegans) 29840866 29912316 WIPF3 7p15.1 WAS/WASL interacting protein family, member 3 29926253 29995902 SCRN1 7p14.3-p14.1 secernin 1 30019409 30032793 FKBP14 7p15.1 FK506 binding protein 14, 22 kDa 30034813 30096885 PLEKHA8 7p21-p11.2 pleckstrin homology domain containing, family A (phosphoinositide binding specific) member 8 30141077 30168906 C7orf41 7p15.1 chromosome 7 open reading frame 41 30290448 30373833 ZNRF2 7p15.1 zinc and ring finger 2 30295934 30296030 MIRN550-1 7p15.1 microRNA 550-1 30376191 30378950 DKFZp586I1420 7p15.1 hypothetical protein DKFZp586I1420 30430675 30484790 NOD1 7p15-p14 nucleotide-binding oligomerization domain containing 1 30502762 30510977 C7orf24 7p15-p14 chromosome 7 open reading frame 24 30600706 30640174 GARS 7p15 glycyl-tRNA synthetase 30659388 30688665 CRHR2 7p15.1 corticotropin releasing hormone receptor 2 30704182 30706373 LOC100132152 7p15.1 hypothetical protein LOC100132152 30758276 30763743 INMT 7p15.3-p15.2 indolethylamine N-methyltransferase 30777558 30898527 FLJ22374 7p15.1 hypothetical protein FLJ22374 8 Anhang: Tab. 13A CXXXIII start stop Symbol Cyto Description 30917993 30931656 AQP1 7p14 aquaporin 1 (Colton blood group) 30970161 30985668 GHRHR 7p14 growth hormone releasing hormone receptor 31058667 31112836 ADCYAP1R1 7p14 adenylate cyclase activating polypeptide 1 (pituitary) receptor type I 31343604 31347063 NEUROD6 7p15.1 neurogenic differentiation 6 31523503 31659828 CCDC129 7p15.1 coiled-coil domain containing 129 31693372 31714594 C7orf16 7p15 chromosome 7 open reading frame 16 31795772 32077516 PDE1C 7p15.1-p14.3 phosphodiesterase 1C, calmodulindependent 70kDa 32452567 32464318 LOC100130673 7p14.3 similar to hCG1804306 32477650 32487266 LOC442525 7p14.3 similar to ADP/ATP translocase 2 (Adenine nucleotide translocator 2) (ANT 2) (ADP,ATP carrier protein 2) (Solute carrier family 25 member 5) (ADP,ATP carrier protein, fibroblast isoform) 32492942 32496502 LSM5 7p14.3 LSM5 homolog, U6 small nuclear RNA associated (S. cerevisiae) 32501701 32590304 KIAA0241 7p14.3 KIAA0241 8 Anhang: Liste 14A CXXXIV 14A Benennung der Neoplasie-assoziierten Gene aus Tab. 3.5.1 CLCN6: chloride channel 6 isoform ClC-6c MTHFR: Homo sapiens cDNA, FLJ93354, highly similar to Homo sapiens 5,10-methylenetetrahydrofolate reductase (NADPH)(MTHFR), mRNA. CASP9: Caspase 9, apoptosis-related cysteine peptidase (Fragment). PRDM2: Homo sapiens mRNA for PR-domain zinc finger protein 2 variant protein. CDC14A : CDC14 homolog A isoform 3 CHD1L: chromodomain helicase DNA binding protein ARNT: aryl hydrocarbon receptor nuclear translocator AF1q = MLLT1: MLLT11 protein BCL9: B-cell CLL/lymphoma 9 MCL1: myeloid cell leukemia sequence 1 isoform 2 TPR: TPR protein (Fragment). CDC73: Parafibromin, LEO1 (MIM 610507), PAF1 (MIM 610506), and CTR9 (MIM 609366) form the PAF protein complex, which associates with the RNA polymerase II subunit POLR2A (MIM 180660) and with a histone methyltransferase complex IGK: Homo sapiens IGK mRNA for immunoglobulin kappa light chain VLJ region, partial cds, clone:K43. AFF3 = AF4: AF4/FMR2 family, member 3 isoform 2 IL1B: interleukin 1, beta proprotein MERTK: Putative uncharacterized protein MERTK (Fragment). CXCR4: chemokine (C-X-C motif) receptor 4 isoform b DIRC1: disrupted in renal carcinoma 1 PMS1: PMS1 nirs variant 6. MYEOV2: hypothetical protein LOC150678 CMKOR1 = CXCR7: chemokine orphan receptor 1 MLLT2: myeloid/lymphoid leukemia translocated to, 2). (Alias) MLLT2 = AFF1: myeloid/lymphoid or mixed-lineage leukaemia SPP1: secreted phosphoprotein 1 isoform c NPM1: nucleophosmin 1 isoform 2 NSD1: nuclear receptor binding SET domain protein 1 TLX3: T-cell leukemia homeobox 3 BACH2: BTB and CNC homology 1, basic leucine zipper EPHA7: Ephrin type-A receptor 7 precursor (EC 2.7.10.1) (Tyrosine-protein kinase receptor EHK-3) (EPH homology kinase 3) (Receptor protein- tyrosine kinase HEK11). ACTB: beta actin PMS2: Mismatch repair endonuclease PMS2 (EC 3.1.) (PMS1 protein homolog 2) (DNA mismatch repair protein PMS2). RALA: ras related v-ral simian leukemia viral oncogene POU6F2: POU domain, class 6, transcription factor 2 CLDN4: claudin 4 SBDS: Shwachman-Bodian-Diamond syndrome protein HIP1: huntingtin interacting protein 1 POR: cytochrome P450 reductase BCL7A: B-cell CLL/lymphoma 7A isoform b DOCK4: Homo sapiens cDNA FLJ38587 fis, clone HCHON2009749, weakly similar to Dedicator of cyto-kinesis 1. BRAF: v-raf murine sarcoma viral oncogene homolog B1 EPHA1: ephrin receptor EphA1 CREB3L2: cAMP responsive element binding protein 3-like TRIM24: transcriptional intermediary factor 1 alpha MLL3: myeloid/lymphoid or mixed-lineage leukemia 3 ALOX5: arachidonate 5-lipoxygenase RET: ret proto-oncogene isoform a FGFR2: fibroblast growth factor receptor 2 isoform 2 WDR11: Bromodomain and WD repeat domain containing 2 RAB15: Homo sapiens RAB15, member RAS onocogene family, mRNA (cDNA clone IMAGE:4866926), with apparent retained intron. MAX: MAX protein isoform f ESR2: estrogen receptor beta isoform 2 GPHN: gephyrin isoform 1 FUT8: fucosyltransferase 8 isoform a CBFb: Homo sapiens core binding factor beta isoform PEBP2B mRNA, complete cds. NQO1: NAD(P)H menadione oxidoreductase 1, CDH1: cadherin 1, type 1 preproprotein HPR: haptoglobin-related protein BCL2: B-cell lymphoma protein 2 beta isoform FVT1: 3-ketodihydrosphingosine reductase precursor CDH20: cadherin 20, type 2 preproprotein 8 Anhang: Liste 15A CXXXV 15A Ausführliche Beschreibung einiger Gene innerhalb der untersuchten FS FRA1A (1p36.22-1p36.21) - PRDM2: PR domain containing 2. Description: Homo sapiens mRNA for PR-domain zinc finger protein 2 variant protein. RefSeq Summary (NM_012231): This tumor suppressor gene is a member of a nuclear histone/protein methyltransferase superfamily. It encodes a zinc finger protein that can bind to retinoblastoma protein, estrogen receptor, and the TPA-responsive element (MTE) of the hemeoxygenase- 1 gene. Although the functions of this protein have not been fully characterized, it may (1) play a role in transcriptional regulation during neuronal differentiation and pathogenesis of retinoblastoma, (2) act as a transcriptional activator of the heme-oxygenase-1 gene, and (3) be a specific effector of estrogen action. Multiple transcript variants encoding different isoforms have been found for this gene. - TNFSF1B : Description: Homo sapiens soluble tumor necrosis factor receptor superfamily member 1B mRNA, complete cds; alternatively spliced. RefSeq Summary (NM_001066): The protein encoded by this gene is a member of the TNF-receptor superfamily. This protein and TNF-receptor 1 form a heterocomplex that mediates the recruitment of two anti-apoptotic proteins, c-IAP1 and c-IAP2, which possess E3 ubiquitin ligase activity. The function of IAPs in TNF-receptor signalling is unknown, however, c-IAP1 is thought to potentiate TNF-induced apoptosis by the ubiquitination and degradation of TNF-receptor-associated factor 2, which mediates anti-apoptotic signals. Knockout studies in mice also suggest a role of this protein in protecting neurons from apoptosis by stimulating antioxidative pathways. FRA1F (1q21.2) - NBPF Neuroblastoma breakpoint family - Histone H2B type 2-F. FUNCTION: Core component of nucleosome. Nucleosomes wrap and compact DNA into chromatin, limiting DNA accessibility to the cellular machineries which require DNA as a template. Histones thereby play a central role in transcription regulation, DNA repair, DNA replication and chromosomal stability. DNA accessibility is regulated via a complex set of posttranslational modifications of histones, also called histone code, and nucleosome remodeling. - SV2A: Synaptic vesicle glycoprotein 2A. FUNCTION: Plays a role in the control of regulated secretion in neural and endocrine cells, enhancing selectively low-frequency neurotransmission - PRPF3: The removal of introns from nuclear pre-mRNAs occurs on complexes called spliceosomes, which are made up of 4 small nuclear ribonucleoprotein (snRNP) particles and an undefined number of transiently associated splicing factors. This gene product is one of several proteins that associate with U4 and U6 snRNPs. Mutations in this gene are associated with retinitis pigmentosa-18. - MCL1: The protein encoded by this gene belongs to the Bcl-2 family. Alternative splicing occurs at this locus and two transcript variants encoding distinct isoforms have been identified. The longer gene product (isoform 1) enhances cell survival by inhibiting apoptosis while the alternatively spliced shorter gene product (isoform 2) promotes apoptosis and is death-inducing. Kozopas et al. (1993) isolated a gene, MCL1, from the ML-1 human myeloid leukemia cell line. Expression of MCL1 increased early in the induction, or programming, of differentiation in ML-1 (at 1- 3 hr), before the appearance of differentiation markers and mature morphology (at 1-3 days). MCL1 showed sequence similarity, particularly in the carboxyl portion, to BCL2 (151430), a gene involved in normal lymphoid development and in lymphomas with the t(14;18) chromosome translocation. Further, in contrast to proliferation-associated oncogenes, the expression of MCL1 and BCL2 relates to the programming of differentiation/development and cell viability/death. Kozopas et al. (1993) suggested that MCL1 and BCL2 are 2 members of a 'new' gene family. FRA1K (1q31.2-1q31.3) - CDC73: Tumor suppressor probably involved in transcriptional and post-transcriptional - control pathways. May be involved in cell cycle progression through the regulation of cyclin D1/PRAD1 expression. FRA2L (2p11.2-2q11.2) - IgA: Ig kappa chain V-II region GM607 precursor (Fragment). - DUSP2: dual specificity phosphatase 2 RefSeq Summary (NM_004418): The protein encoded by this gene is a member of the dual specificity protein phosphatase subfamily. These phosphatases inactivate their target kinases by dephosphorylating 8 Anhang: Liste 15A CXXXVI both the phosphoserine/threonine and phosphotyrosine residues. They negatively regulate members of the mitogen-activated protein (MAP) kinase superfamily (MAPK/ERK, SAPK/JNK, p38), which are associated with cellular proliferation and differentiation. Different members of the family of dual specificity phosphatases show distinct substrate specificities for various MAP kinases, different tissue distribution and subcellular localization, and different modes of inducibility of their expression by extracellular stimuli. This gene product inactivates ERK1 and ERK2, is predominantly expressed in hematopoietic tissues, and is localized in the nucleus. - NCAPH: non-SMC condensin I complex, subunit H RefSeq Summary (NM_015341): This gene encodes a member of the barr gene family and a regulatory subunit of the condensin complex. This complex is required for the conversion of interphase chromatin into condensed chromosomes. The protein encoded by this gene is associated with mitotic chromosomes, except during the early phase of chromosome condensation. During interphase, the protein has a distinct punctate nucleolar localization. - ARIDA5A: AT rich interactive domain 5A RefSeq Summary (NM_212481): Members of the ARID protein family, including ARID5A, have diverse functions but all appear to play important roles in development, tissue-specific gene expression, and regulation of cell growth (Patsialou et al., 2005 [PubMed 15640446]).[supplied by OMIM]. FRA2A (2q11.2) - ACTR1B: Description: ARP1 actin-related protein 1 homolog B, RefSeq Summary (NM_005735): This gene encodes a 42.3 kD subunit of dynactin, a macromolecular complex consisting of 10 subunits ranging in size from 22 to 150 kD. Dynactin binds to both microtubules and cytoplasmic dynein and is involved in a diverse array of cellular functions, including ER-to-Golgi transport, the centripetal movement of lysosomes and endosomes, spindle formation, chromosome movement, nuclear positioning, and axonogenesis. This subunit, like ACTR1A, is an actin-related protein. These two proteins, which are of equal length and share 90% amino acid identity, are present in a constant ratio of approximately 1:15 in the dynactin complex. - ZAP 70: Description: Homo sapiens cDNA, FLJ17670. RefSeq Summary (NM_001079): This gene encodes an enzyme belonging to the protein tyrosine kinase family, and it plays a role in T-cell development and lymphocyte activation. This enzyme, which is phosphorylated on tyrosine residues upon T-cell antigen receptor (TCR) stimulation, functions in the initial step of TCR-mediated signal transduction in combination with the Src family kinases, Lck and Fyn. This enzyme is also essential for thymocyte development. Mutations in this gene cause selective T-cell defect, a severe combined immunodeficiency disease characterized by a selective absence of CD8-positive T-cells. Two transcript variants that encode different isoforms have been found for this gene. - CNGA3 : Description: cyclic nucleotide gated channel alpha 3 isoform RefSeq Summary (NM_001298): This gene encodes a member of the cyclic nucleotide-gated cation channel protein family which is required for normal vision and olfactory signal transduction. Mutations in this gene are associated with achromatopsia (rod monochromacy) and color blindness. Two alternatively spliced transcripts encoding different isoforms have been described. - MGAT4A: Description: mannosyl (alpha-1,3-)-glycoprotein RefSeq Summary (NM_012214): This gene encodes a key glycosyltransferase that regulates the formation of tri- and multiantennary branching structures in the Golgi apparatus. The encoded protein, in addition to the related isoenzyme B, catalyzes the transfer of N-acetylglucosamine (GlcNAc) from UDP-GlcNAc in a beta-1,4 linkage to the Man-alpha-1,3-Man-beta-1,4-GlcNAc arm of R-Man-alpha- 1,6(GlcNAc-beta-1,2-Man-alpha-1,3)Man-beta-1, 4-GlcNAc-beta-1,4-GlcNAc-beta-1-Asn. The encoded protein may play a role in regulating the availability of serum glycoproteins, oncogenesis, and differentiation. - AFF3: Description: AF4/FMR2 family, member 3 isoform 2 RefSeq Summary (NM_001025108): This gene encodes a tissue-restricted nuclear transcriptional activator that is preferentially expressed in lymphoid tissue. Isolation of this protein initially defined a highly conserved LAF4/MLLT2 gene family of nuclear transcription factors that may function in lymphoid development and oncogenesis. In some ALL patients, this gene has been found fused to the gene for MLL. Multiple alternatively spliced transcript variants that encode different proteins have been found for this gene. - MAP4K4: Description: mitogen-activated protein kinase kinase kinase RefSeq Summary (NM_145686): The protein encoded by this gene is a member of the serine/threonine protein kinase family. This kinase has been shown to specifically activate MAPK8/JNK. The activation of MAPK8 by this kinase is found to be inhibited by the dominantnegative mutants of MAP3K7/TAK1, MAP2K4/MKK4, and MAP2K7/MKK7, which suggests that this kinase may function through the MAP3K7-MAP2K4-MAP2K7 kinase cascade, and mediate the TNF- 8 Anhang: Liste 15A CXXXVII alpha signaling pathway. Alternatively spliced transcript variants encoding different isoforms have been identified. FRA2B (2q13) - MERTK: Description: Putative uncharacterized protein MERTK (Fragment). RefSeq Summary (NM_006343): This gene is a member of the MER/AXL/TYRO3 receptor kinase family and encodes a transmembrane protein with two fibronectin type-III domains, two Ig-like C2-type (immunoglobulin-like) domains, and one tyrosine kinase domain. Mutations in this gene have been associated with disruption of the retinal pigment epithelium (RPE) phagocytosis pathway and onset of autosomal recessive retinitis pigmentosa (RP). Cheong HS, Lee SO, Choi CB, Sung YK, Shin HD, Bae SC. MERTK polymorphisms associated with risk of haematological disorders among Korean SLE patients. Rheumatology (Oxford). 2007 Feb;46(2):209- 14. Epub 2006 Jul 11. FRA2F (2q21.3-2q22.1) - CXCR4: Description: chemokine (C-X-C motif) receptor 4 isoform a RefSeq Summary (NM_001008540): This gene encodes a CXC chemokine receptor specific for stromal cell-derived factor-1. The protein has 7 transmembrane regions and is located on the cell surface. It acts with the CD4 protein to support HIV entry into cells and is also highly expressed in breast cancer cells. Mutations in this gene have been associated with WHIM (warts, hypogammaglobulinemia, infections, and myelokathexis) syndrome. Alternate transcriptional splice variants, encoding different isoforms, have been characterized. FRA2H (2q32) - TFPI: Description: tissue factor pathway inhibitor isoform a RefSeq Summary (NM_006287): This gene encodes a protease inhibitor that regulates the tissue factor (TF)-dependent pathway of blood coagulation. The coagulation process initiates with the formation of a factor VIIa-TF complex, which proteolytically activates additional proteases (factors IX and X) and ultimately leads to the formation of a fibrin clot. The product of this gene inhibits the activated factor X and VIIa-TF proteases in an autoregulatory loop. The encoded protein is glycosylated and predominantly found in the vascular endothelium and plasma in both free forms and complexed with plasma lipoproteins. Several alternatively spliced transcript variants of this gene have been described, but the full-length nature of some of these variants has not been confirmed. - GULP1: Description: GULP, engulfment adaptor PTB domain containing RefSeq Summary (NM_016315): The prompt clearance of cells undergoing apoptosis is critical during embryonic development, normal tissue turnover, inflammation, and autoimmunity. CED6 is an evolutionarily conserved adaptor protein required for efficient engulfment of apoptotic cells by phagocytes. - DIRC1: disrupted in renal carcinoma 1. A chromosomal aberration involving DIRC1 is found in familial renal cell carcinoma 1-related translocation t(2;3)(q33;q21) (RCC1). FRA2J (2q37.1-2q37.3) - CXCR7: Description: chemokine orphan receptor 1 RefSeq Summary (NM_020311): This gene encodes a member of the G-protein coupled receptor family. Although this protein was earlier thought to be a receptor for vasoactive intestinal peptide (VIP), it is now considered to be an orphan receptor, in that its endogenous ligand has not been identified. The protein is also a coreceptor for human immunodeficiency viruses (HIV). Translocations involving this gene and HMGA2 on chromosome 12 have been observed in lipomas. - COL6A3: Description: alpha 3 type VI collagen isoform 2 precursor RefSeq Summary (NM_004369): This gene encodes the alpha 3 chain, one of the three alpha chains of type VI collagen, a beaded filament collagen found in most connective tissues. The alpha 3 chain of type VI collagen is much larger than the alpha 1 and 2 chains. This difference in size is largely due to an increase in the number of subdomains, similar to von Willebrand Factor type A domains, found in the amino terminal globular domain of all the alpha chains. These domains have been shown to bind extracellular matrix proteins, an interaction that explains the importance of this collagen in organizing matrix components. Mutations in the type VI collagen genes are associated with Bethlem myopathy. Multiple transcript variants have been identified that encode proteins with N-terminal globular domains of varying sizes. - MLPH: Description: melanophilin isoform 2 RefSeq Summary (NM_024101): This gene encodes a member of the exophilin subfamily of Rab effector proteins. The protein forms a ternary complex with the small Ras-related GTPase Rab27A in its GTP-bound form and the motor protein myosin Va. A similar protein complex in mouse functions to 8 Anhang: Liste 15A CXXXVIII tether pigment-producing organelles called melanosomes to the actin cytoskeleton in melanocytes, and is required for visible pigmentation in the hair and skin. A mutation in this gene results in Griscelli syndrome type 3, which is characterized by a silver-gray hair color and abnormal pigment distribution in the hair shaft. Several alternatively spliced transcript variants of this gene have been described, but the full-length nature of some of these variants has not been determined. - RAB17: Description: RAB17, member RAS oncogene family. FUNCTION: Might be involved in transcellular transport (By similarity). - HDAC4: Description: histone deacetylase 4 RefSeq Summary (NM_006037): Histones play a critical role in transcriptional regulation, cell cycle progression, and developmental events. Histone acetylation/deacetylation alters chromosome structure and affects transcription factor access to DNA. The protein encoded by this gene belongs to class II of the histone deacetylase/acuc/apha family. It possesses histone deacetylase activity and represses transcription when tethered to a promoter. This protein does not bind DNA directly, but through transcription factors MEF2C and MEF2D. It seems to interact in a multiprotein complex with RbAp48 and HDAC3. - MYEOV2: Description: hypothetical protein LOC150678. DESCRIPTION: Myeloma overexpressed gene 2 protein. - CAPN10: Description: calpain 10 isoform a RefSeq Summary (NM_023083): Calpains are ubiquitous, well-conserved family of calciumdependent, cysteine proteases. The calpain proteins are heterodimers consisting of an invariant small subunit and variable large subunits. The large catalytic subunit has four domains: domain I, the Nterminal regulatory domain that is processed upon calpain activation; domain II, the protease domain; domain III, a linker domain of unknown function; and domain IV, the calmodulin-like calcium-binding domain. This gene encodes a large subunit. It is an atypical calpain in that it lacks the calmodulin-like calcium-binding domain and instead has a divergent C-terminal domain. It is similar in organization to calpains 5 and 6. This gene is associated with type 2 or non-insulin-dependent diabetes mellitus (NIDDM) and located within the NIDDM1 region. Multiple alternative transcript variants encoding different isoforms have been described for this gene. FRA4I (4q21.22-4q21.23) - AGPAT9 (=MAG1): Description: lysophosphatidic acid acyltransferase theta. DESCRIPTION: 1- acyl-sn-glycerol-3-phosphate acyltransferase theta (EC 2.3.1.51) (1- AGP acyltransferase 9) (1-AGPAT 9) (Lysophosphatidic acid acyltransferase theta) (LPAAT-theta) (Acyl-CoA:glycerol-3-phosphate acyltransferase 3) (hGPAT3) (Lung cancer metastasis-associated protein 1) (MAG-1). FUNCTION: Endoplasmic reticulum acyl-CoA:glycerol-3-phosphate acyltransferase, which catalyzes the first step during de novo synthesis of triacylglycerol. Converts lysophosphatidic acid (LPA) into phosphatidic acid (PA) by incorporating an acyl moiety at the sn-2 position of the glycerol backbone. Overexpression activates the mTOR pathway. CATALYTIC ACTIVITY: Acyl-CoA + 1-acyl-sn-glycerol 3-phosphate = CoA + 1,2-diacyl-sn-glycerol 3-phosphate. FRA4F (4q22.1-4q22.2) - DSPP: Description: dentin sialophosphoprotein preproprotein RefSeq Summary (NM_014208): This gene encodes two principal proteins of the dentin extracellular matrix of the tooth. The preproprotein is secreted by odontoblasts and cleaved into dentin sialoprotein and dentin phosphoprotein. Dentin phosphoprotein is thought to be involved in the biomineralization process of dentin. Mutations in this gene have been associated with dentinogenesis imperfecta-1; in some individuals, dentinogenesis imperfecta occurs in combination with an autosomal dominant form of deafness. Allelic differences due to repeat polymorphisms have been found for this gene. - DMP1: Description: dentin matrix acidic phosphoprotein isoform 1 RefSeq Summary (NM_004407): Dentin matrix acidic phosphoprotein is an extracellular matrix protein and a member of the small integrin binding ligand N-linked glycoprotein family. This protein, which is critical for proper mineralization of bone and dentin, is present in diverse cells of bone and tooth tissues. The protein contains a large number of acidic domains, multiple phosphorylation sites, a functional arg-gly-asp cell attachment sequence, and a DNA binding domain. In undifferentiated osteoblasts it is primarily a nuclear protein that regulates the expression of osteoblast-specific genes. During osteoblast maturation the protein becomes phosphorylated and is exported to the extracellular matrix, where it orchestrates mineralized matrix formation. Mutations in the gene are known to cause autosomal recessive hypophosphatemia, a disease that manifests as rickets and osteomalacia. The gene structure is conserved in mammals. Two transcript variants encoding different isoforms have been described for this gene. - SPP1: Description: secreted phosphoprotein 1 isoform c. asthma IgE: Tanino, Y. et al. 2006, Sequence variants of the secreted phosphoprotein 1 gene are associated with total serum 8 Anhang: Liste 15A CXXXIX immunoglobulin E levels in a Japanese population, Clin Exp Allergy 2006 36(2) 219-25. [PubMed 16433860]. These findings suggest that genetic polymorphisms in SPP1 may play a role in controlling basal levels of total serum IgE, independent of atopy. hepatitis B liver cancer: Shin, H. D. et al. 2007, SPP1 polymorphisms associated with HBV clearance and HCC occurrence, Int J Epidemiol 2007. [PubMed 17496055] Our findings suggest that SPP1 polymorphisms might be among the genetic factors for HBV clearance and/or HCC occurrence. - PKD2: Description: polycystin 2 RefSeq Summary (NM_000297): This gene encodes a member of the polycystin protein family. The encoded protein contains multiple transmembrane domains, and cytoplasmic N- and C-termini. The protein may be an integral membrane protein involved in cell-cell/matrix interactions. The encoded protein may function in renal tubular development, morphology, and function, and may modulate intracellular calcium homoeostasis and other signal transduction pathways. This protein interacts with polycystin 1 to produce cation-permeable currents. Mutations in this gene have been associated with autosomal dominant polycystic kidney disease. - SNCA: Description: alpha-synuclein isoform NACP112 RefSeq Summary (NM_000345): Alpha-synuclein is a member of the synuclein family, which also includes beta- and gamma-synuclein. Synucleins are abundantly expressed in the brain and alpha- and beta-synuclein inhibit phospholipase D2 selectively. SNCA may serve to integrate presynaptic signaling and membrane trafficking. Defects in SNCA have been implicated in the pathogenesis of Parkinson disease. SNCA peptides are a major component of amyloid plaques in the brains of patients with Alzheimer's disease. Two alternatively spliced transcripts of SNCA have been identified. Additional splicing may be present but the full-length nature of these variants has not been determined. Alzheimer's Disease: Matsubara M et al. 2001, Genetic association between Alzheimer disease and the alpha-synuclein gene., Dementia and geriatric cognitive disorders. 2001 Mar-Apr;12(2):106-9. [PubMed 11173882] The results showed that the alpha-synuclein gene is associated with sporadic AD in women, independent of ApoE epsilon4 status. alcohol abuse: Foroud, T. et al. 2007, Association of alcohol craving with alpha-synuclein (SNCA), Alcohol Clin Exp Res 2007 31(4) 537-45. [PubMed 17374032] These results suggest that variation in SNCA contributes to alcohol craving, a common, although not uniform, feature of alcohol dependence. - TMSL3: Description: thymosin-like 3. FUNCTION: Plays an important role in the organization of the cytoskeleton. Binds to and sequesters actin monomers (G actin) and therefore inhibits actin polymerization (By similarity). - GRID: Description: glutamate receptor, ionotropic, delta 2 RefSeq Summary (NM_001510): Human glutamate receptor delta-2 (GRID2) is a relatively new member of the family of ionotropic glutamate receptors which are the predominant excitatory neurotransmitter receptors in the mammalian brain. GRID2 is a predicted 1,007 amino acid protein that shares 97% identity with the mouse homolog which is expressed selectively in cerebellar Purkinje cells. A point mutation in mouse GRID2, associated with the phenotype named 'lurcher', in the heterozygous state leads to ataxia resulting from selective, cell-autonomous apoptosis of cerebellar Purkinje cells during postnatal development. Mice homozygous for this mutation die shortly after birth from massive loss of mid- and hindbrain neurons during late embryogenesis. This strongly suggests a role for GRID2 in neuronal apoptotic death. FRA4C (4q31.21-4q31.22) - ANAPC10: Description: anaphase promoting complex subunit 10. FUNCTION: Component of the anaphase promoting complex/cyclosome (APC/C), a cell cycle-regulated ubiquitin ligase that controls progression through mitosis and the G1 phase of the cell cycle. - OTUD4: Description: OTU domain containing 4 protein isoform 3 RefSeq Summary (NM_001102653): Two alternatively spliced transcript variants encoding distinct isoforms have been found for this gene. The smaller protein isoform encoded by the shorter transcript variant is found only in HIV-1 infected cells. - SMAD1: Description: Sma- and Mad-related protein 1 RefSeq Summary (NM_005900): The protein encoded by this gene belongs to the SMAD, a family of proteins similar to the gene products of the Drosophila gene 'mothers against decapentaplegic' (Mad) and the C. elegans gene Sma. SMAD proteins are signal transducers and transcriptional modulators that mediate multiple signaling pathways. This protein mediates the signals of the bone morphogenetic proteins (BMPs), which are involved in a range of biological activities including cell growth, apoptosis, morphogenesis, development and immune responses. In response to BMP ligands, this protein can be phosphorylated and activated by the BMP receptor kinase. The phosphorylated form of this protein 8 Anhang: Liste 15A CXL forms a complex with SMAD4, which is important for its function in the transcription regulation. This protein is a target for SMAD-specific E3 ubiquitin ligases, such as SMURF1 and SMURF2, and undergoes ubiquitination and proteasome-mediated degradation. Alternatively spliced transcript variants encoding the same protein have been observed. - POU4F2: Description: Brn3b POU domain transcription factor RefSeq Summary (NM_004575): POU4F2 is a member of the POU-domain family of transcription factors. POU-domain proteins have been observed to play important roles in control of cell identity in several systems. A class IV POU-domain protein, POU4F2 is found in human retina exclusively within a subpopulation of ganglion cells where it may play a role in determining or maintaining the identities of a small subset of visual system neurons. FRA5D (5q15.-5q21.1) - PCSK1: Description: proprotein convertase subtilisin/kexin type 1 RefSeq Summary (NM_000439): The protein encoded by this gene belongs to the subtilisin-like proprotein convertase family. The members of this family are proprotein convertases that process latent precursor proteins into their biologically active products. This encoded protein is a type I proinsulinprocessing enzyme that plays a key role in regulating insulin biosynthesis. It is also known to cleave proopiomelanocortin, prorenin, proenkephalin, prodynorphin, prosomatostatin and progastrin. Mutations in this gene are thought to cause obesity. This encoded protein is associated with carcinoid tumors. - CHD1: Description: Homo sapiens CHD1 mRNA, complete cds. RefSeq Summary (NM_001270): The CHD family of proteins is characterized by the presence of chromo (chromatin organization modifier) domains and SNF2-related helicase/ATPase domains. CHD genes alter gene expression possibly by modification of chromatin structure thus altering access of the transcriptional apparatus to its chromosomal DNA template. FRA7B (7p22.2-7p22.1) - SDK1: Description: sidekick 1 isoform 1. FUNCTION: Cell adhesion protein that guides axonal terminals to specific synapses in developing neurons. Dysregulation of this protein may play an important role in podocyte dysfunction in HIV- associated nephropathy. - SLC29A: Description: solute carrier family 29 (nucleoside RefSeq Summary (NM_001040661): This gene is a member of the SLC29 family and encodes a plasma membrane protein with 11 transmembrane helices. This protein catalyzes the reuptake of monoamines into presynaptic neurons, thus determining the intensity and duration of monoamine neural signaling. It has been shown to transport several compounds, including serotonin, dopamine, and the neurotoxin 1-methyl-4-phenylpyridinium. Alternate transcriptional splice variants which encode the same protein have been characterized. - ACTG1: Description: actin, gamma 1 propeptide RefSeq Summary (NM_001101): This gene encodes one of six different actin proteins. Actins are highly conserved proteins that are involved in cell motility, structure, and integrity. This actin is a major constituent of the contractile apparatus and one of the two nonmuscle cytoskeletal actins. Positive Disease Associations: Dominant Progressive Deafness: Zhu M 2003, American journal of human genetics. 2003 Nov;73(5):1082-91. [PubMed 13680526] - ACTB: Description: beta actin RefSeq Summary (NM_001101): This gene encodes one of six different actin proteins. Actins are highly conserved proteins that are involved in cell motility, structure, and integrity. This actin is a major constituent of the contractile apparatus and one of the two nonmuscle cytoskeletal actins. DISEASE: Defects in ACTB are a cause of juvenile-onset dystonia [MIM:607371]. Dystonia is a movement disorder with a neurological basis, due to disordered tonicity of muscle. It is characterized by sustained involuntary muscle contractions that cause abnormal postures and repetitive movements. It may affect muscles throughout the body (generalized), in certain parts of the body (segmental), or may be confined to particular muscles or muscle groups (focal). Individuals with juvenile-onset dystonia due to ACTB mutations present a complicated phenotype that includes progressive generalized dopa-unresponsive dystonia, developmental malformations and sensory hearing loss. Dahlen A et al., 2004: Activation of the GLI oncogene through fusion with the beta-actin gene (ACTB) in a group of distinctive pericytic neoplasms: pericytoma with t(7;12). Am J Pathol. 2004 May; 164(5): 1645-53. - OCM: Description: oncomodulin RefSeq Summary (NM_001097622): Oncomodulin is a high-affinity calcium ion-binding protein. It belongs to the superfamily of calmodulin proteins, also known as the EF-hand proteins. Oncomodulin is an oncodevelopmental protein found in early embryonic cells in the placenta and also in tumors. 8 Anhang: Liste 15A CXLI FRA7C (7p14.1) - AMPH: Description: amphiphysin isoform 1 RefSeq Summary (NM_001635): This gene encodes a protein associated with the cytoplasmic surface of synaptic vesicles. A subset of patients with stiff-man syndrome who were also affected by breast cancer are positive for autoantibodies against this protein. Alternate splicing of this gene results in two transcript variants encoding different isoforms. Additional splice variants have been described, but their full length sequences have not been determined. DISEASE: Antibodies against AMPH are detected in patients with stiff-man syndrome, a rare disease of the central nervous system characterized by progressive rigidity of the body musculature with superimposed painful spasms. - POU6F2: Description: POU domain, class 6, transcription factor 2 RefSeq Summary (NM_007252): POU6F2 is a member of a gene family characterized by the presence of a bipartite DNA-binding domain, consisting of a POU-specific domain and a POU heterodomain, separated by a variable polylinker. POU domain family members are transcriptional regulators, many of which show highly restricted patterns of expression and are known to control cell type-specific differentiation pathways (see review by Phillips and Luisi, 2000 [PubMed 11183772]). DISEASE: Defects in POU6F2 are a cause of hereditary susceptibility to Wilms tumor 5 (WT5) [MIM:601583]. WT5 is a pediatric malignancy of kidney and one of the most common solid cancers in childhood. - RALA: Description: ras related v-ral simian leukemia viral oncogene RefSeq Summary (NM_005402): The product of this gene belongs to the small GTPase superfamily, Ras family of proteins. GTP-binding proteins mediate the transmembrane signaling initiated by the occupancy of certain cell surface receptors. This gene encodes a low molecular mass ras-like GTPbinding protein that shares about 50% similarity with other ras proteins. FRA7J (7q11.2-7q11.23) - WBSCR17: Description: UDP-GalNAc:polypeptide RefSeq Summary (NM_022479): This gene encodes an N-acetylgalactosaminyltransferase, which has 97% sequence identity to the mouse protein. This gene is deleted in Williams syndrome, a multisystem developmental disorder caused by the deletion of contiguous genes at 7q11.23. - WBSCR20C: Description: Homo sapiens Williams-Beuren Syndrome critical region protein 20 copy C (WBSCR20C) mRNA, complete cds. RefSeq Summary (NM_032158): This gene shares high sequence similarity with several genes in the Williams Beuren Syndrome critical region and its deletion is associated with this disorder. Alternate transcriptional splice variants, encoding different isoforms, have been characterized. And other WBSCR-genes in this region. - FKBP36: Description: FK506 binding protein 6 isoform. RefSeq Summary (NM_003602): The protein encoded by this gene is a member of the immunophilin protein family, which play a role in immunoregulation and basic cellular processes involving protein folding and trafficking. The protein may have cis-trans prolyl isomerase activity, and binds to clathrin heavy chain and heat shock protein 72. This gene is found to be deleted in Williams syndrome, and the orthologous gene in mouse is essential for fertility and homologous pairing in male meiosis. - NSUN5: Description: NOL1/NOP2/Sun domain family, member 5 isoform 1 RefSeq Summary (NM_018044): This gene encodes a protein with similarity to p120 (NOL1), a 120- kDa proliferation-associated nucleolar antigen that is a member of an evolutionarily conserved protein family. This gene is deleted in Williams syndrome, a multisystem developmental disorder caused by the deletion of contiguous genes at 7q11.23. Alternative splicing of this gene results in two transcript variants encoding different isoforms. - FKBP6: Description: FK506-binding protein 6 RefSeq Summary (NM_003602): The protein encoded by this gene is a member of the immunophilin protein family, which play a role in immunoregulation and basic cellular processes involving protein folding and trafficking. The protein may have cis-trans prolyl isomerase activity, and binds to clathrin heavy chain and heat shock protein 72. This gene is found to be deleted in Williams syndrome, and the orthologous gene in mouse is essential for fertility and homologous pairing in male meiosis. - BAZ1B: Description: bromodomain adjacent to zinc finger domain, 1B RefSeq Summary (NM_032408): This gene encodes a member of the bromodomain protein family. The bromodomain is a structural motif characteristic of proteins involved in chromatin-dependent regulation of transcription. This gene is deleted in Williams-Beuren syndrome, a developmental disorder caused by deletion of multiple genes at 7q11.23. FUNCTION: Forms a chromatin remodeling complex that mobilizes nucleosomes and reconfigures irregular chromatin to a regular nucleosomal array structure. - BCL7B: Description: Homo sapiens mRNA for BCL7B protein, short isoform. RefSeq Summary (NM_001707): The protein encoded by this gene contains a region that is highly similar to the N-terminal segment of BCL7A protein. The BCL7A protein is encoded by the gene 8 Anhang: Liste 15A CXLII known to be directly involved in a three-way gene translocation in a Burkitt lymphoma cell line. This gene is located at a chromosomal region commonly deleted in Williams syndrome. The function of this gene has not yet been determined. - ELN: Description: Homo sapiens mRNA for Elastin precursor variant protein. RefSeq Summary (NM_000501): This gene encodes a protein that is one of the two components of elastic fibers. The encoded protein is rich in hydrophobic amino acids such as glycine and proline, which form mobile hydrophobic regions bounded by crosslinks between lysine residues. Deletions and mutations in this gene are associated with supravalvular aortic stenosis (SVAS) and autosomal dominant cutis laxa. Multiple transcript variants encoding different isoforms have been found for this gene. - NCF1: Description: cDNA FLJ77910. RefSeq Summary (NM_000265): The protein encoded by this gene is a 47 kDa cytosolic subunit of neutrophil NADPH oxidase. This oxidase is a multicomponent enzyme that is activated to produce superoxide anion. Mutations in this gene have been associated with chronic granulomatous disease. - NSUN5B: Description: NOL1/NOP2/Sun domain family, member 5B RefSeq Summary (NM_001039575): This gene shares high sequence similarity with the genes WBSCR20A and WBSCR20C; these three genes are the products of gene duplication during evolution. The protein encoded by this gene is smaller than the proteins encoded by WBSCR20A and WBSCR20C. This gene is deleted in Williams syndrome, a multisystem developmental disorder caused by the deletion of contiguous genes at 7q11.23. Multiple transcript variants encoding the same protein have been found for this gene. - HIP1: Description: huntingtin interacting protein 1 RefSeq Summary (NM_005338): The product of this gene is a membrane-associated protein that colocalizes with huntingtin. This protein has similarities to cytoskeleton proteins and its interaction with huntingtin is thought to play a functional role in the cell filament network. Loss of normal huntingtin- HIP1 interaction in Huntington disease may contribute to a defect in membrane-cytoskeletal integrity in the brain. This gene could help in the understanding of the normal function of huntingtin and also the pathogenesis of Huntington disease. It also has been implicated in the pathogenesis of hematopoietic malignancies. An alternative splice variant of this gene has been described but its full length sequence has not been determined. - CCL26: Description: chemokine (C-C motif) ligand 26 precursor RefSeq Summary (NM_006072): This gene is one of two Cys-Cys (CC) cytokine genes clustered on the q arm of chromosome 7. Cytokines are a family of secreted proteins involved in immunoregulatory and inflammatory processes. The CC cytokines are proteins characterized by two adjacent cysteines. The cytokine encoded by this gene displays chemotactic activity for normal peripheral blood eosinophils and basophils. The product of this gene is one of three related chemokines that specifically activate chemokine receptor CCR3. This chemokine may contribute to the eosinophil accumulation in atopic diseases. - POR: Description: cytochrome P450 reductase RefSeq Summary (NM_000941): This gene encodes an endoplasmic reticulum membrane oxidoreductase with an FAD-binding domain and a flavodoxin-like domain. The protein binds two cofactors, FAD and FMN, which allow it to donate electrons directly from NADPH to all microsomal P450 enzymes. Mutations in this gene have been associated with various diseases, including apparent combined P450C17 and P450C21 deficiency, amenorrhea and disordered steroidogenesis, congenital adrenal hyperplasia and Antley-Bixler syndrome. Breast cancer Haiman, C. A. et al. 2007, A variant in the cytochrome p450 oxidoreductase gene is associated with breast cancer risk in african americans, Cancer Res 2007 67(8) 3565-8. [PubMed 17440066] - HSPB1: Description: heat shock 27kDa protein 1 RefSeq Summary (NM_001540): The protein encoded by this gene is induced by environmental stress and developmental changes. The encoded protein is involved in stress resistance and actin organization and translocates from the cytoplasm to the nucleus upon stress induction. Defects in this gene are a cause of Charcot-Marie-Tooth disease type 2F (CMT2F) and distal hereditary motor neuropathy (dHMN). DISEASE: Defects in HSPB1 are the cause of Charcot-Marie-Tooth disease type 2F (CMT2F) [MIM:606595]. CMT2F is a form of Charcot- Marie-Tooth disease, the most common inherited disorder of the peripheral nervous system. Charcot-Marie-Tooth disease is classified in two main groups on the basis of electrophysiologic properties and histopathology: primary peripheral demyelinating neuropathy or CMT1, and primary peripheral axonal neuropathy or CMT2. Neuropathies of the CMT2 group are characterized by signs of axonal regeneration in the absence of obvious myelin alterations, normal or slightly reduced nerve conduction velocities, and progressive distal muscle weakness and atrophy. Nerve conduction velocities are normal or slightly reduced. CMT2F onset is between 15 and 25 years with muscle weakness and atrophy usually beginning in feet and legs (peroneal distribution). Upper limb involvement occurs later. CMT2F inheritance is autosomal 8 Anhang: Liste 15A CXLIII dominant. Defects in HSPB1 are a cause of distal hereditary motor neuropathy (dHMN) [MIM:608634]. Distal HMN is a pure motor peripheral neuropathy without sensory abnormalities. - YWHAG: Description: tyrosine 3-monooxygenase/tryptophan RefSeq Summary (NM_012479): This gene product belongs to the 14-3-3 family of proteins which mediate signal transduction by binding to phosphoserine-containing proteins. This highly conserved protein family is found in both plants and mammals, and this protein is 100% identical to the rat ortholog. It is induced by growth factors in human vascular smooth muscle cells, and is also highly expressed in skeletal and heart muscles, suggesting an important role for this protein in muscle tissue. It has been shown to interact with RAF1 and protein kinase C, proteins involved in various signal transduction pathways. FRA7F+K (7q22.3-7q31.1) - SLC26A4: Description: pendrin RefSeq Summary (NM_000441): Mutations in this gene are associated with Pendred syndrome, the most common form of syndromic deafness, an autosomalrecessive disease. It is highly homologous to the SLC26A3 gene; they have similar genomic structures and this gene is located 3' of the SLC26A3 gene. The encoded protein has homology to sulfate transporters. - DLD: Description: Homo sapiens mRNA for Dihydrolipoamide dehydrogenase, variant protein. RefSeq Summary (NM_000108): This gene encodes the L protein of the mitochondrial glycine cleavage system. The L protein, also named dihydrolipoamide dehydrogenase, is also a component of the pyruvate dehydrogenase complex, the alpha-ketoglutarate dehydrogenase complex, and the branched-chain alpha-keto acide dehydrogenase complex. Mutations in this gene have been identified in patients with E3-deficient maple syrup urine disease and lipoamide dehydrogenase deficiency. - LAMB1 : Description: Homo sapiens cDNA, FLJ97559. RefSeq Summary (NM_002291): Laminins, a family of extracellular matrix glycoproteins, are the major noncollagenous constituent of basement membranes. They have been implicated in a wide variety of biological processes including cell adhesion, differentiation, migration, signaling, neurite outgrowth and metastasis. Laminins are composed of 3 non identical chains: laminin alpha, beta and gamma (formerly A, B1, and B2, respectively) and they form a cruciform structure consisting of 3 short arms, each formed by a different chain, and a long arm composed of all 3 chains. Each laminin chain is a multidomain protein encoded by a distinct gene. Several isoforms of each chain have been described. Different alpha, beta and gamma chain isomers combine to give rise to different heterotrimeric laminin isoforms which are designated by Arabic numerals in the order of their discovery, i.e. alpha1beta1gamma1 heterotrimer is laminin 1. The biological functions of the different chains and trimer molecules are largely unknown, but some of the chains have been shown to differ with respect to their tissue distribution, presumably reflecting diverse functions in vivo. This gene encodes the beta chain isoform laminin, beta 1. The beta 1 chain has 7 structurally distinct domains which it shares with other beta chain isomers. The C-terminal helical region containing domains I and II are separated by domain alpha, domains III and V contain several EGF-like repeats, and domains IV and VI have a globular conformation. Laminin, beta 1 is expressed in most tissues that produce basement membranes, and is one of the 3 chains constituting laminin 1, the first laminin isolated from Engelbreth-Holm- Swarm (EHS) tumor. A sequence in the beta 1 chain that is involved in cell attachment, chemotaxis, and binding to the laminin receptor was identified and shown to have the capacity to inhibit metastasis. [provided by RefSeq]. Sequence Note: This RefSeq record was created from transcript and genomic sequence data because no single transcript was available for the full length of the gene. The extent of this transcript is supported by published experimental evidence. - NRCAM: Description: neuronal cell adhesion molecule isoform C RefSeq Summary (NM_001037133): Cell adhesion molecules (CAMs) are members of the immunoglobulin superfamily. This gene encodes a neuronal cell adhesion molecule with multiple immunoglobulin-like C2-type domains and fibronectin type-III domains. This ankyrin-binding protein is involved in neuron-neuron adhesion and promotes directional signaling during axonal cone growth. This gene is also expressed in non-neural tissues and may play a general role in cell-cell communication via signaling from its intracellular domain to the actin cytoskeleton during directional cell migration. Allelic variants of this gene have been associated with autism and addiction vulnerability. Alternative splicing results in multiple transcript variants encoding different isoforms. - DOCK4: Description: Putative uncharacterized protein DOCK4 (Fragment). RefSeq Summary (NM_014705): This gene is a member of the dedicator of cytokinesis (DOCK) family and encodes a protein with a DHR-1 (CZH-1) domain, a DHR-2 (CZH-2) domain and an SH3 domain. This membrane-associated, cytoplasmic protein functions as a guanine nucleotide exchange factor and is involved in regulation of adherens junctions between cells. Mutations in this gene have been associated with ovarian, prostate, glioma, and colorectal cancers. Alternatively spliced variants which encode different protein isoforms have been described, but only one has been fully characterized. 8 Anhang: Liste 15A CXLIV FRA7M (7q34-7q35) - TBXAS1: Description: thromboxane A synthase 1 isoform TXS-I RefSeq Summary (NM_001061): This gene encodes a member of the cytochrome P450 superfamily of enzymes. The cytochrome P450 proteins are monooxygenases which catalyze many reactions involved in drug metabolism and synthesis of cholesterol, steroids and other lipids. However, this protein is considered a member of the cytochrome P450 superfamily on the basis of sequence similarity rather than functional similarity. This endoplasmic reticulum membrane protein catalyzes the conversion of prostglandin H2 to thromboxane A2, a potent vasoconstrictor and inducer of platelet aggregation. The enzyme plays a role in several pathophysiological processes including hemostasis, cardiovascular disease, and stroke. Alternatively spliced transcript variants encoding different isoforms have been found for this gene. - RAB19: Description: RAB19, member RAS oncogene family - BRAF: Description: v-raf murine sarcoma viral oncogene homolog B1 RefSeq Summary (NM_004333): This gene encodes a protein belonging to the raf/mil family of serine/threonine protein kinases. This protein plays a role in regulating the MAP kinase/ERKs signaling pathway, which affects cell division, differentiation, and secretion. Mutations in this gene are associated with cardiofaciocutaneous syndrome, a disease characterized by heart defects, mental retardation and a distinctive facial appearance. Mutations in this gene have also been associated with various cancers, including non-Hodgkin lymphoma, colorectal cancer, malignant melanoma, thyroid carcinoma, nonsmall cell lung carcinoma, and adenocarcinoma of lung. A pseudogene, which is located on chromosome X, has been identified for this gene. DISEASE: Defects in BRAF are a cause of cardiofaciocutaneous syndrome (CFC syndrome) [MIM:115150]; also known as cardio-faciocutaneous syndrome. CFC syndrome is characterized by a distinctive facial appearance, heart defects and mental retardation. Heart defects include pulmonic stenosis, atrial septal defects and hypertrophic cardiomyopathy. Some affected individuals present with ectodermal abnormalities such as sparse, friable hair, hyperkeratotic skin lesions and a generalized ichthyosis-like condition. Typical facial features are similar to Noonan syndrome. They include high forehead with bitemporal constriction, hypoplastic supraorbital ridges, downslanting palpebral fissures, a depressed nasal bridge, and posteriorly angulated ears with prominent helices. The inheritance of CFC syndrome is autosomal dominant. - PRSS1: Description: protease, serine, 1 preproprotein RefSeq Summary (NM_002769): This gene encodes a trypsinogen, which is a member of the trypsin family of serine proteases. This enzyme is secreted by the pancreas and cleaved to its active form in the small intestine. It is active on peptide linkages involving the carboxyl group of lysine or arginine. Mutations in this gene are associated with hereditary pancreatitis. This gene and several other trypsinogen genes are localized to the T cell receptor beta locus on chromosome 7. - CASP2: Description: caspase 2 isoform 1 preproprotein RefSeq Summary (NM_032982): This gene encodes a protein which is a member of the cysteineaspartic acid protease (caspase) family. Sequential activation of caspases plays a central role in the execution-phase of cell apoptosis. Caspases exist as inactive proenzymes which undergo proteolytic processing at conserved aspartic residues to produce two subunits, large and small, that dimerize to form the active enzyme. The proteolytic cleavage of this protein is induced by a variety of apoptotic stimuli. Alternative splicing of this gene results in multiple transcript variants that encode different isoforms. - CLCN1: Description: chloride channel 1, skeletal muscle RefSeq Summary (NM_000083): The CLCN family of voltage-dependent chloride channel genes comprises nine members (CLCN1-7, Ka and Kb) which demonstrate quite diverse functional characteristics while sharing significant sequence homology. The protein encoded by this gene regulates the electric excitability of the skeletal muscle membrane. Mutations in this gene cause two forms of inherited human muscle disorders: recessive generalized myotonia congenita (Becker) and dominant myotonia (Thomsen). - EPHA1: Description: ephrin receptor EphA1 RefSeq Summary (NM_005232): This gene belongs to the ephrin receptor subfamily of the proteintyrosine kinase family. EPH and EPH-related receptors have been implicated in mediating developmental events, particularly in the nervous system. Receptors in the EPH subfamily typically have a single kinase domain and an extracellular region containing a Cys-rich domain and 2 fibronectin type III repeats. The ephrin receptors are divided into 2 groups based on the similarity of their extracellular domain sequences and their affinities for binding ephrin-A and ephrin-B ligands. This gene is expressed in some human cancer cell lines and has been implicated in carcinogenesis. - NOBOX: Description: NOBOX oogenesis homeobox RefSeq Summary (NM_001080413): NOBOX is a homeobox gene that is preferentially expressed in 8 Anhang: Liste 15A CXLV oocytes. In mice, it is essential for folliculogenesis and regulation of oocyte-specific genes (Huntriss et al., 2006 [PubMed 16597639]).[ FRA7I (7q36.1-7q36.2) - XRCC2: Description: X-ray repair cross complementing protein 2 RefSeq Summary (NM_005431): This gene encodes a member of the RecA/Rad51-related protein family that participates in homologous recombination to maintain chromosome stability and repair DNA damage. This gene is involved in the repair of DNA double-strand breaks by homologous recombination and it functionally complements Chinese hamster irs1, a repair-deficient mutant that exhibits hypersensitivity to a number of different DNA-damaging agents. Tan YC, Chow VT.: Novel human HALR (MLL3) gene encodes a protein homologous to ALR and to ALL-1 involved in leukemia, and maps to chromosome 7q36 associated with leukemia and developmental defects. Cancer Detect Prev. 2001;25(5):454-69. FRA10G (10q11.21-10q11.22) - PTPN2: Description: protein tyrosine phosphatase, non-receptor type RefSeq Summary (NM_001042357): The product of this gene belongs to the family of classical tyrosine-specific protein tyrosine phosphatases. Many protein tyrosine phosphatases have been shown to regulate fundamental cellular processes and several are mutated in human diseases. Chromosome 10q contains a segmental duplication resulting in multiple copies of the protein tyrosine phosphatase, nonreceptor type 20 gene. The two nearly identical copies are designated as PTPN20A and PTPN20B. A third copy is only partially duplicated and contains a pseudogene, designated as PTPN20C. This gene encodes the more telomeric copy, PTPN20B. Multiple alternatively spliced transcript variants encoding different isoforms have been identified. FRA10F (10q26.13-10q26.2) - MMP21: Description: matrix metalloproteinase 21 preproprotein RefSeq Summary (NM_147191): This gene encodes a member of the matrix metalloproteinase family. Proteins in this family are involved in the breakdown of extracellular matrix for both normal physiological processes, such as embryonic development, reproduction, and tissue remodeling,and disease processes, such as asthma and metastasis. The encoded protein may play an important role in embryogenesis, particularly in neuronal cells, as well as in lymphocyte development and survival. - UROS: Description: Homo sapiens uroporphyrinogen III synthase (UROS) mRNA, complete cds. RefSeq Summary (NM_000375): The protein encoded by this gene catalyzes the fourth step of porphyrin biosynthesis in the heme biosynthetic pathway. Defects in this gene cause congenital erythropoietic porphyria (Gunther's disease). - BCCIP: Description: BRCA2 and CDKN1A-interacting protein isoform C RefSeq Summary (NM_078468): This gene product was isolated on the basis of its interaction with BRCA2 and p21 proteins. It is an evolutionarily conserved nuclear protein with multiple interacting domains. The N-terminal half shares moderate homology with regions of calmodulin and M-calpain, suggesting that it may also bind calcium. Functional studies indicate that this protein may be an important cofactor for BRCA2 in tumor suppression, and a modulator of CDK2 kinase activity via p21. This protein has also been implicated in the regulation of BRCA2 and RAD51 nuclear focus formation, double-strand break-induced homologous recombination, and cell cycle progression. Multiple transcript variants encoding different isoforms have been described for this gene. - ADAM1: Description: ADAM metallopeptidase domain 12 isoform 1 RefSeq Summary (NM_003474): This gene encodes a member of the ADAM (a disintegrin and metalloprotease) protein family. Members of this family are membrane-anchored proteins structurally related to snake venom disintegrins, and have been implicated in a variety of biological processes involving cell-cell and cell-matrix interactions, including fertilization, muscle development, and neurogenesis. This gene has two alternatively spliced transcripts: a shorter secreted form and a longer membrane-bound form. The shorter form is found to stimulate myogenesis. FRA14B (14q23.2-14q24.1) - MTHFD: Description: methylenetetrahydrofolate dehydrogenase 1 RefSeq Summary (NM_005956): This gene encodes a protein that possesses three distinct enzymatic activities, 5,10-methylenetetrahydrofolate dehydrogenase, 5,10-methenyltetrahydrofolate cyclohydrolase and 10-formyltetrahydrofolate synthetase. Each of these activities catalyzes one of three sequential reactions in the interconversion of 1-carbon derivatives of tetrahydrofolate, which are substrates for methionine, thymidylate, and de novo purine syntheses. The trifunctional enzymatic activities are conferred by two major domains, an aminoterminal portion containing the dehydrogenase and cyclohydrolase activities and a larger synthetase domain. bipolar disorder schizophrenia 8 Anhang: Liste 15A CXLVI Kempisty, B. et al. 2007, MTHFD 1958G>A and MTR 2756A>G polymorphisms are associated with bipolar disorder and schizophrenia, Psychiatr Genet 2007 17(3) 177-81. [PubMed 17417062] Since MTHFD and MTR genes are located in 14q24 and 1q43 loci, our findings support the significance of chromosomes 14q and 1q in etiopathogenesis of bipolar disorder and schizophrenia. - ESR2: Description: Homo sapiens mRNA for estrogen receptor beta cx, complete cds. RefSeq Summary (NM_001040276): This gene encodes a member of the family of estrogen receptors and superfamily of nuclear receptor transcription factors. The gene product contains an N-terminal DNA binding domain and C-terminal ligand binding domain and is localized to the nucleus, cytoplasm, and mitochondria. Upon binding to 17beta-estradiol or related ligands, the encoded protein forms homo- or hetero-dimers that interact with specific DNA sequences to activate transcription. Some isoforms dominantly inhibit the activity of other estrogen receptor family members. Several alternatively spliced transcript variants of this gene have been described, but the full-length nature of some of these variants has not been fully characterized. breast cancer Zheng, S. L. et al. 2003, Joint effect of estrogen receptor beta sequence variants and endogenous estrogen exposure on breast cancer risk in Chinese women., Cancer research. 2003 Nov;63(22):7624-9. [PubMed 14633679] Our results are consistent with the hypothesis of a joint effect of estrogen receptor beta sequence variants and endogenous estrogen exposure on breast cancer risk. - FUT8: Description: fucosyltransferase 8 isoform a RefSeq Summary (NM_178155): This enzyme belongs to the family of fucosyltransferases. The product of this gene catalyzes the transfer of fucose from GDP-fucose to N-linked type complex glycopeptides. This enzyme is distinct from other fucosyltransferases which catalyze alpha1-2, alpha1- 3, and alpha1-4 fucose addition. The expression of this gene may contribute to the malignancy of cancer cells and to their invasive and metastatic capabilities. - GPHN: Description: gephyrin isoform 1 RefSeq Summary (NM_020806): This gene encodes a neuronal assembly protein that anchors inhibitory neurotransmitter receptors to the postsynaptic cytoskeleton via high affinity binding to a receptor subunit domain and tubulin dimers. In nonneuronal tissues, the encoded protein is also required for molybdenum cofactor biosynthesis. Mutations in this gene may be associated with the neurological condition hyperplexia and also lead to molybdenum cofactor deficiency. Numerous alternatively spliced transcript variants encoding different isoforms have been described; however, the full-length nature of all transcript variants is not currently known. t(11;14)(q23;q23) in ANLL --> MLL – GPHN. The fusion protein contains the MLL AT hook motifs and a DNA methyl transferase homology domain fused to the C-terminal part of Gephyrin , including a presumed tubulin binding site and a domain homologous to the Escherichia coli molybdenum cofactor biosynthesis protein MoeA. - ZFYVE26: Description: zinc finger, FYVE domain containing 26 RefSeq Summary (NM_015346): This gene encodes a protein which contains a FYVE zinc finger binding domain. The presence of this domain is thought to target these proteins to membrane lipids through interaction with phospholipids in the membrane. Mutations in this gene are associated with autosomal recessive spastic paraplegia-15. - RAD51L1: Description: RAD51-like 1 isoform 2 RefSeq Summary (NM_133510): The protein encoded by this gene is a member of the RAD51 protein family. RAD51 family members are evolutionarily conserved proteins essential for DNA repair by homologous recombination. This protein has been shown to form a stable heterodimer with the family member RAD51C, which further interacts with the other family members, such as RAD51, XRCC2, and XRCC3. Overexpression of this gene was found to cause cell cycle G1 delay and cell apoptosis, which suggested a role of this protein in sensing DNA damage. At least three alternatively spliced transcript variants encoding distinct isoforms have been observed. FRA16C (16q22.1-16q22.3) - SF3B3: Description: splicing factor 3b, subunit 3 RefSeq Summary (NM_012426): This gene encodes subunit 3 of the splicing factor 3b protein complex. Splicing factor 3b, together with splicing factor 3a and a 12S RNA unit, forms the U2 small nuclear ribonucleoproteins complex (U2 snRNP). The splicing factor 3b/3a complex binds pre-mRNA upstream of the intron's branch site in a sequence independent manner and may anchor the U2 snRNP to the pre-mRNA. Splicing factor 3b is also a component of the minor U12-type spliceosome. Subunit 3 has also been identified as a component of the STAGA (SPT3-TAF(II)31-GCN5L acetylase) transcription coactivator-HAT (histone acetyltransferase) complex, and the TFTC (TATA-bindingprotein- free TAF(II)-containing complex). These complexes may function in chromatin modification, transcription, splicing, and DNA repair. - IL34: Description: interleukin 34 RefSeq Summary (NM_152456): Interleukin-34 is a cytokine that promotes the differentiation and 8 Anhang: Liste 15A CXLVII viability of monocytes and macrophages through the colony-stimulating factor-1 receptor (CSF1R; MIM 164770) (Lin et al., 2008 [PubMed 18467591]). - DKFZp547H042: Description: cDNA FLJ31005 fis, clone HLUNG2000068, weakly similar to ZINC FINGER PROTEIN 157. RefSeq Summary (NM_006961): The protein encoded by this gene contains a zinc finger, a nucleic acid-binding domain present in many transcription factors. This gene is located in a region next to ZNF23, a gene also encoding a zinc finger protein, on chromosome 16. - TAT: Description: tyrosine aminotransferase RefSeq Summary (NM_000353): This nuclear gene encodes a mitochondrial protein tyrosine aminotransferase which is present in the liver and catalyzes the conversion of L-tyrosine into phydroxyphenylpyruvate. Mutations in this gene cause tyrosinemia (type II, Richner-Hanhart syndrome), a disorder accompanied by major skin and corneal lesions, with possible mental retardation. A regulator gene for tyrosine aminotransferase is X-linked. [provided by RefSeq]. Sequence Note: The RefSeq transcript and protein were derived from genomic sequence to make the sequence consistent with the reference genome assembly. The genomic coordinates used for the transcript record were based on alignments. DISEASE: Defects in TAT are the cause of tyrosinemia type II [MIM:276600]; also known as Richner-Hanhart syndrome. Tyrosinemia type II is an autosomal recessive oculo-cutaneous syndrome, characterized by palmo-plantar keratosis, corneal ulcers and mental retardation. - HP: Description: haptoglobin isoform 1 preproprotein RefSeq Summary (NM_005143): This gene encodes a preproprotein, which is processed to yield both alpha and beta chains, which subsequently combine as a tetramer to produce haptoglobin. Haptoglobin functions to bind free plasma hemoglobin, which allows degradative enzymes to gain access to the hemoglobin, while at the same time preventing loss of iron through the kidneys and protecting the kidneys from damage by hemoglobin. Mutations in this gene and/or its regulatory regions cause ahaptoglobinemia or hypohaptoglobinemia. This gene has also been linked to diabetic nephropathy, the incidence of coronary artery disease in type 1 diabetes, Crohn's disease, inflammatory disease behavior, primary sclerosing cholangitis, susceptibility to idiopathic Parkinson's disease, and a reduced incidence of Plasmodium falciparum malaria. A similar duplicated gene is located next to this gene on chromosome 16. Multiple transcript variants encoding different isoforms have been found for this gene. - HPR: Description: haptoglobin-related protein. TISSUE SPECIFICITY: In adult liver the amount of HPR mRNA is at the lower limit of detection, therefore the extent of its expression is at most less than 1000-fold that of the HP1F gene. No HPR mRNA can be detected in fetal liver. Expressed in hepatoma G2 and leukemia molt-4 cell lines. FRA18B (18q21.32) - MC4R: Description: melanocortin 4 receptor. DISEASE: Defects in MC4R are a cause of autosomal dominant obesity [MIM:601665]. - CDH20: Description: cadherin 20, type 2 preproprotein RefSeq Summary (NM_031891): This gene is a type II classical cadherin from the cadherin superfamily and one of three cadherin 7-like genes located in a cluster on chromosome 18. The encoded membrane protein is a calcium dependent cell-cell adhesion glycoprotein comprised of five extracellular cadherin repeats, a transmembrane region and a highly conserved cytoplasmic tail. Type II (atypical) cadherins are defined based on their lack of a HAV cell adhesion recognition sequence specific to type I cadherins. Since disturbance of intracellular adhesion is a prerequisite for invasion and metastasis of tumor cells, cadherins are considered prime candidates for tumor suppressor genes. 8 Anhang: Tab. 16A CXLVIII 16A Mikrodeletions- bzw. Mikroduplikationssyndrome in Assoziation zu FS Mikrodeletions-Syndrome Reziproke Mikroduplikations- Syndrome Zytogenet. Lokalisation Start in kbp Stop in kbp Referenz Fragile site Start in kbp Stop in kbp Referenz Microdeletion 1p36 - 1pter-p36.31 0 5.309 D FRA1A 12,112 14,890 Mrasek, unpubl. Microdeletion 1p32.2-p32.3 - 1p32.2-p32. 55.500 60.900 Mulatinho et al., 08 FRA1B 55,214 55,384 Ruiz-Herrera et al., 04 Microdeletion 1q21.1 Microduplication 1q21.1 1q21.1 144.980 146.343 D FRA1F 146,502 148,888 Mrasek, unpubl. Thrombocytopenia-Absent Radius (TAR) Syndrome - 1q21.1 144.150 144.427 D FRA1F 146,502 148,888 Mrasek, unpubl. Van der Woude-Syndrome - 1q32.2-q41 207.709 208.277 Wong et al., 01 - - - - Microdeletion 1q41-42 - 1q41-q42 221.135 221.775 S FRA1H 214,175 224,809 Curatolo et al., 07 Corpus callosum agenesie Microdeletion - 1q44 242.576 242.936 van Bon et al., 08 FRA1I - - NCBI 36.3 Feingold Syndrome - 2p24.3 15.999 16.005 W FRA2C - - - Hypotonia-Cystinurea-Syndrome - 2p21 44.384 4.,442 W FRA2O - - Mrasek, unpubl. Holoprosencephaly2 - 2p21 45.022 45.026 W FRA2O - - Mrasek, unpubl. Microdeletion 2p15-16.1 - 2p15-16.1 57.537 61.534 D FRA2D - - NCBI 36.3 Microdeletion 2q11.2 - 2q11.2 99.530 100.125 Steichen-Gersdorf et al.,08 FRA2A 97244 101985 Mrasek, unpubl. Nephronophthisis 1 - 2q13 110.293 110.320 W FRA2B 111,101 112,356 Mrasek, unpubl. Mowat-Wilson Syndrome - 2q22.3 144.900 144.994 W FRA2K - - NCBI 36.3 Microdeletion 2q23.1 - 2q23.1 148,964 149,150 FRA2T - - Mrasek, unpubl. Synpolydactyly 1 (SPD1) 2q31.1 176.653 176.657 W FRA2G 169,207 170,180 Limongi et al., 2003 Microdeletion 2q33.1 - 2q33.1 196.538 204.915 D FRA2I - - NCBI 36.3 Microdeletion 2q37 - 2q37 239.620 242.951 D FRA2J 234,593 241,063 Mrasek, unpubl. Proximal 3q Microdeletion Syndrome - 3q13.11-q13.12 106.400 108.900 Simovich et al., 08 FRA3L (3q13.3) - - Mrasek, unpubl. Distal 3p Deletion - 3p25-p26 0 6.995 W FRA3E FRA3F - - Mrasek, unpubl. Von Hippel Lindau Disease - 3p25-p26 10.158 10.169 W FRA3E FRA3F - - Mrasek, unpubl. Blepharophimosis,Ptosis, and Epicanthus inversus Syndrome (BPES) - 3q23 140.146 140.148 Chandler et al., 97 - - - - Dandy-Walker-Syndrome (DWS) - 3q24 148.610 148.617 W - - - - Microdeletion 3q29 Microduplication 3q29 3q29 197.126 198.982 D FRA3Q - - Mrasek, unpubl. Wolf-Hirschhorn-Syndrome - 4pter-p16.3 0 2.043 D - - - - Microdeletion 4q21 - 4q21.1-q21.3 89.148 89.218 W FRA4I 84.003 86.360 Mrasek, unpubl. Parkinson disease - 4q22.1 90.747 91.018 LL FRA4F 91,642 96,746 Rozier et al., 04 Rieger Type 1 - 4q25 111.758 111.779 W - - - - Cri-du-Chat-Syndrome - 5p15.2-p15.33 0 11.777 D FRA5H - - Mrasek, unpubl. Cornelia de Lange Syndrome (CDLS) - 5p13.2 36.997 37.033 W FRA5A 41,237 41,386 Ruiz-Herrera et al., 2004 Spinal muscular atrophy - 5q13.2 70.278 70.286 LL FRA5K - - Mrasek, unpubl. Familial adenomatous polyposis (FAP) - 5q22.2 112.129 112.249 D FRA5M - - Mrasek, unpubl. Adult-onset autosomale dominant leukodystrophy (ADLD) - 5q23.2 126.046 126.233 D FRA5N - - Mrasek, unpubl. - Pseudotrisomy 13 Syndrome 5q35.1 170.222 171.584 Koolen et al., 06 FRA5G 171.047 171.955 Mrasek, unpubl. Microdeletion 5q35.1 - 5q35.1 172.592 172.595 Baekvad-Han-sen et al., 06 FRA5G 171,716 173,875 Mrasek, unpubl. 8 Anhang: Tab. 16A CXLIX 16A Mikrodeletions- bzw. Mikroduplikationssyndrome in Assoziation zu FS Mikrodeletions-Syndrome Reziproke Mikroduplikations- Syndrome Zytogenet. Lokalisation Start in kbp Stop in kbp Referenz Fragile site Start in kbp Stop in kbp Referenz Parietal Foramina (PFM) - 5q35.2 174.084 174.091 Wilkie et al., 00 - - - - Sotos-Syndrome Microduplication 5q35 5q35.2-q35.3 175.063 177.389 D/Kirchhoff et al., 07 - - - - Microdeletion 6p - 6p25 0 ? D FRA6B - - NCBI 36.3 Drenal Hyperplasia - 6p21.3 32.114 32,117 W FRA6H - - NCBI 36.3 Prader-Willi like - 6q16.2 100.943 101.018 Faivre et al., 02 FRA6J - - Mrasek, unpubl. - Microduplication 6q24.2 6q24.2 144.303 144.427 Mackay et al. ,05 - - - - Saethre-Chotzen-Syndrome - 7p21.1 19.121 ? Johnson et al., 98 FRA7L - - Mrasek, unpubl. Greig Cephalopolysyndactyly - 7p14.1 41.967 42.243 Johnston et al., 03 FRA7C 38.560 39.614 Mrasek, unpubl. Williams-Beuren-Syndrome Microduplication 7q11.23 7q11.23 71.971 74.255 D FRA7J 67.038 76.558 Mrasek, unpubl. Split hand/foot malformation 1 (SHFM1) - 7q21.3 95.370 96.619 D FRA7E 80,295 84,727 Zlotorynski et al., 03 Speech-Language-Disorder 1 (SPCH1) - 7q31 114.085 114.090 D FRA7G 112,017 116,226 Hellman et al., 02 Holoprosencephaly3 - 7q36 155.288 155.298 W FRA7I 151,567 153,902 Mrasek, unpubl. Currarino Syndrome - 7q36 156.490 156.496 W FRA7I 151,567 153,902 Mrasek, unpubl. - Triphalangeal Thumb Polysyndactyly Syndrome 7q36.3 155.836 156.425 Klopocki et al., 08 FRA7I 151,567 153,902 Mrasek, unpubl. Microdeletion 8p23.1 - 8p23.1 8.156 11.803 D FRA8G - - Mrasek, unpubl. CHARGE Syndrome - 8q12.2 61.754 61.942 Vissers et al., 04 - - - - Microdeletion 8q21.3-q22.1 - 8q21.3-q22.1 93.210 97.940 S FRA8J FRA8B - - Mrasek, unpubl.; NCBI 36.3 Langer-Giedion-Syndrome - 8q24.11 118.881 119.193 Feely et al., 02 FRA8E 124,237 128,490 Ferber et al., 03 Monosomy 9p Syndrome - 9pter-p22.3 0 16.168 W FRA9G 17.136 17.489 Sawinska et al., 2007 Sex Reversal Syndrome - 9p24.3 0 1.048 Muroya et al., 02 FRA9H - - Mrasek, unpubl. Microdeletion 9q22.3 - 9q22.3 94.420 99.100 S FRA9D 87.398 87.753 Mrasek, unpubl. Holoprosencephaly7 - 9q22.32 97.284 97.319 W FRA9D - - - Nail-Patella Syndrome - 9q33.3 128.417 128.499 Bongers et al., 08 FRA9M - - Mrasek, unpubl. Subtelomere deletion 9q - 9q34.3 139.473 140.273 D FRA9N - - Mrasek, unpubl. Hypoparathyroidism, sensorineural Deafness, and Renal disease (HDR) - 10p15 8.137 8.157 van Esch et al., 00 FRA10H - - Mrasek, unpubl. Di George Syndrome 2 (DGS2) - 10p12.31 21.144 21.170 W - - - - Microdeletion 10q22-q23 - 10q22-q23 81.655 88.984 W FRA10D FRA10A 79,687 79,845 Thorland et al., 2003 Juvenile Polyposis Contiguous Deletion Syndrome - 10q23.2-q23.3 88,675 89.613 W FRA10A - - NCBI 36.3 Beckwith-Wiedemann-Syndrome (BWS)/ Silver Russel Syndrome (SRS) Microdeletion Beckwith-Wiedemann- Syndrome (BWS)/ Silver Russel Syndrome (SRS) Microduplication 11p15.5 2.861 2.864 Russo et al., 06 FRA11J - - Mrasek, unpubl. 8 Anhang: Tab. 16A CL 16A Mikrodeletions- bzw. Mikroduplikationssyndrome in Assoziation zu FS Mikrodeletions-Syndrome Reziproke Mikroduplikations- Syndrome Zytogenet. Lokalisation Start in kbp Stop in kbp Referenz Fragile site Start in kbp Stop in kbp Referenz WAGR-Syndrome - 11p13 31.767 32.467 D FRA11E 31,922 33,986 Bester et al., 07 Potocki-Shaffer-Syndrome - 11p11.2 43.905 46.080 D FRA11L - - Mrasek, unpubl. Microdeletion 11q14.1 - 11q14.1-q14.2 86.334 86.344 W FRA11F 83,932 91,370 Reshmi et al., 2007 Jacobsen Syndrome - 11q23.3-qter 115.400 134.452 W FRA11G 113,120 117,669 Fechter et al., 2007 Microdeletion 12q14 - 12q14 63.356 66.932 D FRA11J - - Mrasek, unpubl. Noonan Syndrome - 12q24.1 111.341 111.432 W FRA12E - - NCBI 36.3 Spastic ataxia Charlevoix-Saguenay - 13q12.12 22.336 23.807 Breckpot et al., 08 FRA13F - - Mrasek, unpubl. Microdeletion 13q12.3-q13.1 - 13q12.3-q13.1 31.137 31.871 W FRA13A 34,444 35,081 Savelyeva et al., 2006 Retinoblastoma (RB1) - 13q14.2 47.776 47.954 W FRA13G - - Mrasek, unpubl. Hirschsprung Disease 2 (HSCR2) - 13q22 77.369 77.391 W FRA13E 72,184 75,285 Fechter et al., 2007 Holoprosencephaly5 (HPE5) - 13q32.3 99.432 99.437 W FRA13D - - Mrasek, unpubl. Microdeletion 14q22-q23 - 14q22-q23 53.486 60.261 W FRA14B 14q23.2 63,629 68,130 Mrasek, unpubl. Angelman-Syndrome Typ1 Microduplication 15 15q11.2-q13.1 20.405 26.231 D/LL FRA15C FRA15B - - Mrasek, unpubl.; Karadeniz et al., 2003 Angelman-Syndrome Typ2 Microduplication 15 15q11.2-q13.1 21.309 26.231 D/LL FRA15C FRA15B - - Mrasek, unpubl.; Karadeniz et al., 2003 Prader-Willi-Syndrome Typ 1 Microduplication 15 15q11.2-q13.1 20.405 26.231 D/LL FRA15C FRA15B - - Mrasek, unpubl.; Karadeniz et al., 2003 Prader-Willi-Syndrome Typ 2 Microduplication 15 15q11.2-q13.1 20.405 26.231 D/LL FRA15C FRA15B - - Mrasek, unpubl.; Karadeniz et al., 2003 Microdeletion 15q13.3 - 15q13.3 28.525 30.489 D FRA15B - - Karadeniz et al., 2003 Deafness and Male Infertility Syndrome - 15q15.3 41.613 41.747 Zhang et al., 07 FRA15D - - Mrasek, unpubl. Microdeletion 15q21 - 15q21 48.382 48.565 Pramparo et al., 05 FRA15E - - Mrasek, unpubl. Microdeletion 15q24 - 15q24 72.158 73.949 D FRA15F - - Mrasek, unpubl. Fryns Syndrome - 15q26.2 92.238 96.520 Slavotinek et al., 05 FRA15H - - Mrasek, unpubl. ATR-16-Syndrome - 16p13.3 0 774 D FRA16A - - NCBI 36.3 Tuberous Sclerosis Microdeletion Tuberous Sclerosis Microduplication 16p13.3 2.038 2.079 Kozlowski et al., 07 FRA16A - - NCBI 36.3 Microdeletion 16p13.1 Microduplication 16p13.1 16p13.1 14.789 16.281 Ullmann et al.,07 FRA16A - - NCBI 36.3 Rubinstein-Taybi-Syndrome - 16p13.3 3.762 3.801 D FRA16A - - NCBI 36.3 Microdeletion 16p11.2-p12.2 - 16p11.2-p12.2 21.521 28.950 D FRA16E - - NCBI 36.3 Microdeletion 16p11.2 - 16p11.2 29.551 30.059 Kumar et al., 08 - - - - Microdeletion 16q21-q22 - 16q21-q22 65.621 65.692 W FRA16C 68,592 72,036 Mrasek, unpubl. FANCA Deletion - 16q24.3 88.392 88.411 W FRA16J - - Mrasek, unpubl. Miller-Diecker-Syndrome - 17p13.3 0 2.492 D - - - - 8 Anhang: Tab. 16A CLI 16A Mikrodeletions- bzw. Mikroduplikationssyndrome in Assoziation zu FS Mikrodeletions-Syndrome Reziproke Mikroduplikations- Syndrome Zytogenet. Lokalisation Start in kbp Stop in kbp Referenz Fragile site Start in kbp Stop in kbp Referenz Hereditary liability to pressure palsies (HNPP) Charcot-Marie-Tooth S. 1A 17p12 13.855 15.375 D FRA17A - - NCBI 36.3 Smith-Magenis-Syndrome Potocki-Lupski-Syndrom 17p11.2 16.527 20.423 D - - - - Neurofibromatose 1 Microduplication NF1 17q11 26.102 27.243 D/Grisart et al., 08 FRA17C - - Mrasek, unpubl. Microdeletion 17q11.2-q12 - 17q11.2-q12 26.280 31.030 S - - - - Microdeletion 17q12a - 17q12 31.977 33.150 D - - - - Microdeletion 17q12b Microduplication 17q12b 17q12 31.830 33.350 S/Mefford et al., 07 - - - - Van Buchem Disease - 17q12-q21 39.187 39.192 W FRA17D - - Mrasek, unpubl. Microdeletion 17q21.3 - 17q21.3 40.988 41.566 D FRA17D - - Mrasek, unpubl. Holoprosencephaly4 - 18p11.31 3.445 3.448 W FRA18D - - Mrasek, unpubl. Proximal 18q Microdeletion - 18q12.3-q21.1 37.500 42.500 Cody et al., 07 FRA18A 18q12.2 32,376 32,552 Ruiz-Herrera et al., 2004 Pitt-Hopkins Syndrome - 18q21.1 51.083 51.282 Amiel et al., 07 FRA18B 56,064 57,148 Mrasek, unpubl. Microdeletion 18q22.3-q23 - 18q22.3-q23 70.474 73.111 W FRA18C 18q22.2 65,506 65,661 Debacker et al., 2007 Diamond-Blackfan Anemia (DBA) - 19q13.2 47.056 47.067 Tentler et al., 00 FRA19A - - NCBI 36.3 Wolff-Parkinson-White-Syndrome - 20p12.3 6.907 7.012 Lalani et al., 08 FRA20B - - NCBI 36.3 Alagille-Syndrome - 20p11-p12 10.478 10.669 Yuan et al., 98 FRA20A - - NCBI 36.3 Microdeletion 20q13.13-q13.2 - 20q13.13-q13.2 49.760 50.840 S FRA20E - - Mrasek, unpubl. Albright Hereditary Osteodystrophy (AHO) - 20q13.32 56.900 56,920 Aldred et al., 02 FRA20E - - Mrasek, unpubl. - Microduplication 21q21.3 21q21.3 25.960 26.470 D FRA21A - - Mrasek, unpubl. - Cat Eye-Syndrome 22p11.1-q11.21 0 16.977 D - - - - Di George/CATCH22 Microduplication 22q11.2 22q11.21- q11.23 16.932 20.672 D - - - - Microdeletion 22q11.2 - 22q11.2 20.446 22.026 D - - - - NF2 Microdeletion Syndrome - 22q12.2 28.330 28.425 W FRA22B 22q12.2 - - NCBI 36.3 Microdeletion 22q13 - 22q13 49.449 49.691 D FRA22A - - NCBI 36.3 Leri-Weill dyschondrostosis (LWD) - Xp22.33 0 724 D - - - - X-Linked Autism-2 - Xp22.32- p22.31 5.818 6.157 W FRAXB 6,605 7,435 Arlt et al., 02 Steroid sulphatase deficiency (STS) - Xp22.31 6.452 8.128 D FRAXB 6,605 7,435 Arlt et al ., 02 Kallmann-Syndrome - Xp22.32 8.457 8.660 Massin et al., 03 FRAXB 6,605 7,435 Arlt et al ., 02 MIDAS Syndrome - Xp22 11.039 11.659 Wimplinger et al., 07 FRAXB 6,605 7,435 Arlt et al ., 02 X-linked congenital adrenal hypoplasia (AHC) - Xp21.3-p21.2 30.233 30.237 Muscatelli et al., 94 - - - - Muscular Dystrophy Duchenne - Xp21.2 32.445 33.268 Zneimer et al., 93 - - - - Complex Glycerol Kinase - Xp21.2 30.233 30.659 Stanczak et al., 07 - - - - Xp11.3 Deletion Syndrome - Xp11.3 46.193 46.627 Lugtenberg et al., 06 - - - - - 17-beta-hydroxysteroid dehydrogenase X (HSD) Xp11.22 53.467 53.730 Froyen et al., 08 FRAXG - - Mrasek, unpubl. X Inactivation specific transcript (XIST) - Xq13.2 72.863 73.063 W FRAXI - - Mrasek, unpubl. Bruton Agammaglobulinemia - Xq22.1 100.490 100.497 Richter et al., 01 FRAXC - - NCBI 36.3 8 Anhang: Tab. 16A CLII 16A Mikrodeletions- bzw. Mikroduplikationssyndrome in Assoziation zu FS Mikrodeletions-Syndrome Reziproke Mikroduplikations- Syndrome Zytogenet. Lokalisation Start in kbp Stop in kbp Referenz Fragile site Start in kbp Stop in kbp Referenz Microdeletion Xq22.2 Pelizaeus-Merzbacher disease (PMD) Xq22.2 102.609 103.098 LL/D FRAXC - - NCBI 36.3 Lymphoproliferative Syndrome - Xq25 123.308 123.335 W FRAXJ - - Mrasek, unpubl. - X-Linked Hypopituitarism Xq27.1 139.413 139.415 Solomon et al., 02 FRAXD - - NCBI 36.3 Fragile Site Mental Retardation 1 (FMR1) - Xq27.3 146.801 146.840 Coffee et al., 08 FRAXD - - NCBI 36.3 Rett-Syndrome MECP2 Microduplication Xq28 152.535 153.044 D FRAXE - - NCBI 36.3 Sex-Determining Region Y (SRY) - Yp11.31 2.715 2.716 W - - - - AZFa Microdeletion - Yq11.21 12.934 13.664 D - - - - AZFb Microdeletion - Yq11.221- q11.223 18.698 24.475 D - - - - AZFb+c Microdeletion - Yq11.221- q11.23 18.474 26.203 D - - - AZFc Microdeletion - Yq11.223- q11.23 26.443 23.387 D - - - - Referenz: D-Decipher S-Slavotinek, 2008 LL-Lee, Lupski 2006 W-Wessex collection Rot: Übereinstimmung nach Mb-zahlen Legende (von li. nach re.): Mikrodel- bzw. Mikroduplikationssyndrome mit Angabe der zytogenetischen Lokalisation, kbp-Ausdehnung und Referenz; Auflistung der in der zytogenetischen/molekularzytogenetischen Chromosomenbande liegenden FS (mit kbp-Angabe-wenn bekannt) und der Referenz für die FS. 8 Anhang: Liste 17A CLIII 17A Ergebnisse der Sequenzanalyse der in dieser Arbeit untersuchten FS (einschließlich der FS mit exakter Kartierung aus Veröffentlichungen) Summary: FS 1p36 (FRA1A) total length: 2777862 bp (2627862 bp excl N/X-runs) GC level: 44.98 % bases masked: 1356731 bp ( 48.84 %) =================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence -------------------------------------------------------------------------------------- SINEs: 2252 534078 bp 19.23 % ALUs 1665 445897 bp 16.05 % MIRs 583 87689 bp 3.16 % LINEs: 757 400021 bp 14.40 % LINE1 372 310369 bp 11.17 % LINE2 356 85096 bp 3.06 % L3/CR1 27 4198 bp 0.15 % LTR elements: 554 291196 bp 10.48 % ERVL 86 35478 bp 1.28 % ERVL-MaLRs 250 101685 bp 3.66 % ERV_classI 197 121901 bp 4.39 % ERV_classII 12 29325 bp 1.06 % DNA elements: 361 86193 bp 3.10 % hAT-Charlie 192 34594 bp 1.25 % TcMar-Tigger 40 13598 bp 0.49 % Unclassified: 13 12485 bp 0.45 % Total interspersed repeats: 1323973 bp 47.66 % Small RNA: 13 1209 bp 0.04 % Satellites: 3 2828 bp 0.10 % Simple repeats: 343 19903 bp 0.72 % Low complexity: 184 9406 bp 0.34 % ================================================== Summary: FS 1p21 (FRA1E) total length: 1329001 bp (1329001 bp excl N/X-runs) GC level: 35.77 % bases masked: 547843 bp ( 41.22 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 508 107823 bp 8.11 % ALUs 247 68273 bp 5.14 % MIRs 257 38639 bp 2.91 % LINEs: 525 308076 bp 23.18 % LINE1 260 242523 bp 18.25 % LINE2 216 55154 bp 4.15 % L3/CR1 32 7105 bp 0.53 % LTR elements: 175 79903 bp 6.01 % ERVL 42 18917 bp 1.42 % ERVL-MaLRs 90 42255 bp 3.18 % ERV_classI 33 16151 bp 1.22 % ERV_classII 0 0 bp 0.00 % DNA elements: 133 30710 bp 2.31 % hAT-Charlie 52 8696 bp 0.65 % TcMar-Tigger 21 6569 bp 0.49 % Unclassified: 7 2843 bp 0.21 % Total interspersed repeats: 529355 bp 39.83 % Small RNA: 3 491 bp 0.04 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 196 10014 bp 0.75 % Low complexity: 193 8193 bp 0.62 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLIV Summary: FS 1q21 (FRA1F) total length: 2734001 bp (2484001 bp excl N/X-runs) GC level: 42.54 % bases masked: 1174182 bp ( 42.95 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 1915 475631 bp 17.40 % ALUs 1638 434219 bp 15.88 % MIRs 276 41293 bp 1.51 % LINEs: 661 349583 bp 12.79 % LINE1 443 292805 bp 10.71 % LINE2 188 51901 bp 1.90 % L3/CR1 25 4559 bp 0.17 % LTR elements: 442 230370 bp 8.43 % ERVL 101 43072 bp 1.58 % ERVL-MaLRs 141 54450 bp 1.99 % ERV_classI 186 122918 bp 4.50 % ERV_classII 8 8290 bp 0.30 % DNA elements: 231 65430 bp 2.39 % hAT-Charlie 138 22775 bp 0.83 % TcMar-Tigger 35 11059 bp 0.40 % Unclassified: 4 5292 bp 0.19 % Total interspersed repeats: 1126306 bp 41.20 % Small RNA: 96 9427 bp 0.34 % Satellites: 9 2582 bp 0.09 % Simple repeats: 406 21650 bp 0.79 % Low complexity: 302 14217 bp 0.52 % ================================================== Summary: FS 1q31 (FRA1K) total length: 1733709 bp (1733709 bp excl N/X-runs) GC level: 36.42 % bases masked: 874078 bp ( 50.42 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------- SINEs: 662 147086 bp 8.48 % ALUs 388 106043 bp 6.12 % MIRs 272 40655 bp 2.34 % LINEs: 607 436262 bp 25.16 % LINE1 364 356390 bp 20.56 % LINE2 213 71775 bp 4.14 % L3/CR1 20 4892 bp 0.28 % LTR elements: 353 185540 bp 10.70 % ERVL 80 39754 bp 2.29 % ERVL-MaLRs 174 83935 bp 4.84 % ERV_classI 82 54948 bp 3.17 % ERV_classII 6 3836 bp 0.22 % DNA elements: 218 75894 bp 4.38 % hAT-Charlie 97 16422 bp 0.95 % TcMar-Tigger 38 16994 bp 0.98 % Unclassified: 12 5545 bp 0.32 % Total interspersed repeats: 850327 bp 49.05 % Small RNA: 6 600 bp 0.03 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 244 14174 bp 0.82 % Low complexity: 227 8977 bp 0.52 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLV Summary: FS 1q41-1q42 (FRA1H) (214,175-219,809 Mbp; Curatolo et al., 2007) total length: 5634001 bp (5634001 bp excl N/X-runs) GC level: 38.25 % bases masked: 2478780 bp ( 44.00 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 2644 589495 bp 10.46 % ALUs 1531 418577 bp 7.43 % MIRs 1088 166861 bp 2.96 % LINEs: 1862 1147520 bp 20.37 % LINE1 937 909312 bp 16.14 % LINE2 791 208910 bp 3.71 % L3/CR1 104 23500 bp 0.42 % LTR elements: 881 454853 bp 8.07 % ERVL 212 104949 bp 1.86 % ERVL-MaLRs 460 196878 bp 3.49 % ERV_classI 166 136020 bp 2.41 % ERV_classII 8 6252 bp 0.11 % DNA elements: 748 207386 bp 3.68 % hAT-Charlie 332 59169 bp 1.05 % TcMar-Tigger 122 42216 bp 0.75 % Unclassified: 26 10177 bp 0.18 % Total interspersed repeats: 2409431 bp 42.77 % Small RNA: 26 3401 bp 0.06 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 846 41236 bp 0.73 % Low complexity: 659 26654 bp 0.47 % ================================================== Summary: (219,809-224,809 Mbp) total length: 5000001 bp (4950001 bp excl N/X-runs) GC level: 42.34 % bases masked: 2538910 bp ( 50.78 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 3628 857054 bp 17.14 % ALUs 2720 721938 bp 14.44 % MIRs 899 134038 bp 2.68 % LINEs: 1625 968289 bp 19.37 % LINE1 912 786280 bp 15.73 % LINE2 610 158071 bp 3.16 % L3/CR1 75 17499 bp 0.35 % LTR elements: 919 472696 bp 9.45 % ERVL 205 104723 bp 2.09 % ERVL-MaLRs 423 168254 bp 3.37 % ERV_classI 240 164856 bp 3.30 % ERV_classII 18 27400 bp 0.55 % DNA elements: 660 170070 bp 3.40 % hAT-Charlie 341 60206 bp 1.20 % TcMar-Tigger 93 29141 bp 0.58 % Unclassified: 21 10778 bp 0.22 % Total interspersed repeats: 2478887 bp 49.58 % Small RNA: 33 3121 bp 0.06 % Satellites: 11 5402 bp 0.11 % Simple repeats: 592 31695 bp 0.63 % Low complexity: 450 20314 bp 0.41 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLVI Summary: FS 2p11.2 – 2q11.2 (FRA2L) total length: 8045261 bp (3895261 bp excl N/X-runs) GC level: 43.75 % bases masked: 1782702 bp ( 22.16 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 2110 491613 bp 6.11 % ALUs 1632 425365 bp 5.29 % MIRs 478 66248 bp 0.82 % LINEs: 1150 677426 bp 8.42 % LINE1 813 601338 bp 7.47 % LINE2 274 65454 bp 0.81 % L3/CR1 57 9502 bp 0.12 % LTR elements: 765 370123 bp 4.60 % ERVL 170 89217 bp 1.11 % ERVL-MaLRs 352 145405 bp 1.81 % ERV_classI 215 124038 bp 1.54 % ERV_classII 8 6747 bp 0.08 % DNA elements: 392 86180 bp 1.07 % hAT-Charlie 206 30043 bp 0.37 % TcMar-Tigger 71 18617 bp 0.23 % Unclassified: 10 6377 bp 0.08 % Total interspersed repeats: 1631719 bp 20.28 % Small RNA: 17 2124 bp 0.03 % Satellites: 45 74785 bp 0.93 % Simple repeats: 606 52905 bp 0.66 % Low complexity: 393 21169 bp 0.26 % ================================================== Summary: FS 2q11.2 (FRA2A) total length: 4740944 bp (4728444 bp excl N/X-runs) GC level: 42.61 % bases masked: 2319675 bp ( 48.93 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 2773 670045 bp 14.13 % ALUs 2126 577570 bp 12.18 % MIRs 642 92024 bp 1.94 % LINEs: 1559 1024489 bp 21.61 % LINE1 1023 896508 bp 18.91 % LINE2 444 108641 bp 2.29 % L3/CR1 67 13296 bp 0.28 % LTR elements: 819 395266 bp 8.34 % ERVL 152 68246 bp 1.44 % ERVL-MaLRs 406 163530 bp 3.45 % ERV_classI 220 131726 bp 2.78 % ERV_classII 19 27660 bp 0.58 % DNA elements: 634 176476 bp 3.72 % hAT-Charlie 297 52564 bp 1.11 % TcMar-Tigger 103 36258 bp 0.76 % Unclassified: 11 3564 bp 0.08 % Total interspersed repeats: 2269840 bp 47.88 % Small RNA: 19 1446 bp 0.03 % Satellites: 1 127 bp 0.00 % Simple repeats: 528 27544 bp 0.58 % Low complexity: 482 20955 bp 0.44 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLVII Summary: FS 2q21 (FRA2F) total length: 2972293 bp (2972293 bp excl N/X-runs) GC level: 38.69 % bases masked: 1421835 bp ( 47.84 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 1153 244725 bp 8.23 % ALUs 589 158906 bp 5.35 % MIRs 557 85019 bp 2.86 % LINEs: 1017 698668 bp 23.51 % LINE1 565 559442 bp 18.82 % LINE2 381 121406 bp 4.08 % L3/CR1 52 12543 bp 0.42 % LTR elements: 606 311349 bp 10.48 % ERVL 163 78366 bp 2.64 % ERVL-MaLRs 303 140874 bp 4.74 % ERV_classI 110 77451 bp 2.61 % ERV_classII 6 8536 bp 0.29 % DNA elements: 441 127102 bp 4.28 % hAT-Charlie 233 41308 bp 1.39 % TcMar-Tigger 52 19694 bp 0.66 % Unclassified: 7 2016 bp 0.07 % Total interspersed repeats: 1383860 bp 46.56 % Small RNA: 6 704 bp 0.02 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 433 23557 bp 0.79 % Low complexity: 335 14059 bp 0.47 % ================================================== Summary: FS 2q24-2q31 (FRA2G; Limongi et al., 2003) total length: 973001 bp (973001 bp excl N/X-runs) GC level: 39.29 % bases masked: 419181 bp ( 43.08 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 568 126191 bp 12.97 % ALUs 375 96928 bp 9.96 % MIRs 193 29263 bp 3.01 % INEs: 303 192804 bp 19.82 % LINE1 166 157191 bp 16.16 % LINE2 115 30090 bp 3.09 % L3/CR1 15 4078 bp 0.42 % LTR elements: 113 48458 bp 4.98 % ERVL 25 7938 bp 0.82 % ERVL-MaLRs 56 22784 bp 2.34 % ERV_classI 26 16866 bp 1.73 % ERV_classII 1 139 bp 0.01 % DNA elements: 134 33180 bp 3.41 % hAT-Charlie 72 13045 bp 1.34 % TcMar-Tigger 24 5102 bp 0.52 % Unclassified: 4 5369 bp 0.55 % Total interspersed repeats: 406002 bp 41.73 % Small RNA: 1 87 bp 0.01 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 128 8225 bp 0.85 % Low complexity: 107 4867 bp 0.50 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLVIII Summary: 2q32 (FRA2H) total length: 5872868 bp (5872868 bp excl N/X-runs) GC level: 35.61 % bases masked: 3055767 bp ( 52.03 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 1722 395303 bp 6.73 % ALUs 1154 309194 bp 5.26 % MIRs 564 85499 bp 1.46 % LINEs: 1947 1653913 bp 28.16 % LINE1 1347 1474981 bp 25.12 % LINE2 515 161945 bp 2.76 % L3/CR1 58 11324 bp 0.19 % LTR elements: 1292 725548 bp 12.35 % ERVL 337 167968 bp 2.86 % ERVL-MaLRs 585 285115 bp 4.85 % ERV_classI 315 245974 bp 4.19 % ERV_classII 20 17079 bp 0.29 % DNA elements: 605 188484 bp 3.21 % hAT-Charlie 245 43980 bp 0.75 % TcMar-Tigger 120 46619 bp 0.79 % Unclassified: 25 14736 bp 0.25 % Total interspersed repeats: 2977984 bp 50.71 % Small RNA: 14 1374 bp 0.02 % Satellites: 9 2077 bp 0.04 % Simple repeats: 764 39978 bp 0.68 % Low complexity: 835 34955 bp 0.60 % ================================================== Summary: FS 2q37 (FRA2J) total length: 7227001 bp (7139001 bp excl N/X-runs) GC level: 46.72 % bases masked: 2864054 bp ( 39.63 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 3115 732765 bp 10.14 % ALUs 2227 610397 bp 8.45 % MIRs 882 121815 bp 1.69 % LINEs: 2127 1161523 bp 16.07 % LINE1 1352 991562 bp 13.72 % LINE2 646 146368 bp 2.03 % L3/CR1 95 15024 bp 0.21 % LTR elements: 1453 606861 bp 8.40 % ERVL 325 125479 bp 1.74 % ERVL-MaLRs 804 310825 bp 4.30 % ERV_classI 272 154398 bp 2.14 % ERV_classII 10 7701 bp 0.11 % DNA elements: 856 235108 bp 3.25 % hAT-Charlie 419 78783 bp 1.09 % TcMar-Tigger 105 34637 bp 0.48 % Unclassified: 24 8734 bp 0.12 % Total interspersed repeats: 2744991 bp 37.98 % Small RNA: 19 1664 bp 0.02 % Satellites: 1 38 bp 0.00 % Simple repeats: 1029 84120 bp 1.16 % Low complexity: 605 33638 bp 0.47 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLIX Summary: FS 3p14 (FRA3B; Becker et al., 2004) total length: 4161001 bp (4161001 bp excl N/X-runs) GC level: 39.54 % bases masked: 1795189 bp ( 43.14 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 2387 507266 bp 12.19 % ALUs 1140 310053 bp 7.45 % MIRs 1246 197124 bp 4.74 % LINEs: 1510 741152 bp 17.81 % LINE1 675 538901 bp 12.95 % LINE2 744 186960 bp 4.49 % L3/CR1 70 12224 bp 0.29 % LTR elements: 731 287128 bp 6.90 % ERVL 156 61004 bp 1.47 % ERVL-MaLRs 417 151126 bp 3.63 % ERV_classI 143 71222 bp 1.71 % ERV_classII 1 497 bp 0.01 % DNA elements: 894 201781 bp 4.85 % hAT-Charlie 517 93444 bp 2.25 % TcMar-Tigger 85 31439 bp 0.76 % Unclassified: 21 10209 bp 0.25 % Total interspersed repeats: 1747536 bp 42.00 % Small RNA: 20 1875 bp 0.05 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 594 28825 bp 0.69 % Low complexity: 423 17293 bp 0.42 % ================================================== Summary: FS4p15 (FRA4D) total length: 364431 bp (364431 bp excl N/X-runs) GC level: 34.66 % bases masked: 162696 bp ( 44.64 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 110 23875 bp 6.55 % ALUs 66 17987 bp 4.94 % MIRs 44 5888 bp 1.62 % LINEs: 97 63122 bp 17.32 % LINE1 61 52655 bp 14.45 % LINE2 31 9727 bp 2.67 % L3/CR1 4 643 bp 0.18 % LTR elements: 83 44600 bp 12.24 % ERVL 27 11858 bp 3.25 % ERVL-MaLRs 35 14392 bp 3.95 % ERV_classI 18 16883 bp 4.63 % ERV_classII 3 1467 bp 0.40 % DNA elements: 47 24055 bp 6.60 % hAT-Charlie 13 2320 bp 0.64 % TcMar-Tigger 13 5736 bp 1.57 % Unclassified: 1 143 bp 0.04 % Total interspersed repeats: 155795 bp 42.75 % Small RNA: 0 0 bp 0.00 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 72 4265 bp 1.17 % Low complexity: 57 2636 bp 0.72 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLX Summary: FS 4q21 (FRA4I) total length: 2357366 bp (2357366 bp excl N/X-runs) GC level: 38.92 % bases masked: 1207122 bp ( 51.21 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 1498 345623 bp 14.66 % ALUs 1060 279517 bp 11.86 % MIRs 432 65347 bp 2.77 % LINEs: 838 504992 bp 21.42 % LINE1 469 404229 bp 17.15 % LINE2 312 87122 bp 3.70 % L3/CR1 37 8862 bp 0.38 % LTR elements: 445 223812 bp 9.49 % ERVL 105 48922 bp 2.08 % ERVL-MaLRs 210 96312 bp 4.09 % ERV_classI 109 65897 bp 2.80 % ERV_classII 11 10225 bp 0.43 % DNA elements: 320 95806 bp 4.06 % hAT-Charlie 143 24583 bp 1.04 % TcMar-Tigger 58 23232 bp 0.99 % Unclassified: 9 7655 bp 0.32 % Total interspersed repeats: 1177888 bp 49.97 % Small RNA: 12 1672 bp 0.07 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 319 15463 bp 0.66 % Low complexity: 290 12691 bp 0.54 % ================================================== Summary: FS 4q22 (FRA4F; Rozier et al., 2007) total length: 8018001 bp (8018001 bp excl N/X-runs) GC level: 36.27 % bases masked: 3751641 bp ( 46.79 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 3017 671298 bp 8.37 % ALUs 1777 482562 bp 6.02 % MIRs 1227 186385 bp 2.32 % LINEs: 2591 1889998 bp 23.57 % LINE1 1449 1548574 bp 19.31 % LINE2 975 298128 bp 3.72 % L3/CR1 115 30001 bp 0.37 % LTR elements: 1445 798043 bp 9.95 % ERVL 358 182529 bp 2.28 % ERVL-MaLRs 753 346811 bp 4.33 % ERV_classI 261 229963 bp 2.87 % ERV_classII 18 24214 bp 0.30 % DNA elements: 882 278902 bp 3.48 % hAT-Charlie 397 72031 bp 0.90 % TcMar-Tigger 156 67681 bp 0.84 % Unclassified: 27 8165 bp 0.10 % Total interspersed repeats: 3646406 bp 45.48 % Small RNA: 27 2612 bp 0.03 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 1014 52662 bp 0.66 % Low complexity: 1165 50771 bp 0.63 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLXI Summary: FS 4q22 (FRA4F) total length: 5646414 bp (5646414 bp excl N/X-runs) GC level: 36.92 % bases masked: 2845743 bp ( 50.40 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 2373 541751 bp 9.59 % ALUs 1553 417692 bp 7.40 % MIRs 813 122743 bp 2.17 % LINEs: 1782 1362200 bp 24.13 % LINE1 1055 1156904 bp 20.49 % LINE2 622 181940 bp 3.22 % L3/CR1 62 14863 bp 0.26 % LTR elements: 1163 679471 bp 12.03 % ERVL 258 125807 bp 2.23 % ERVL-MaLRs 562 270118 bp 4.78 % ERV_classI 272 237526 bp 4.21 % ERV_classII 21 34919 bp 0.62 % DNA elements: 620 182201 bp 3.23 % hAT-Charlie 274 48344 bp 0.86 % TcMar-Tigger 117 46770 bp 0.83 % Unclassified: 15 4145 bp 0.07 % Total interspersed repeats: 2769768 bp 49.05 % Small RNA: 25 2568 bp 0.05 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 718 39061 bp 0.69 % Low complexity: 804 34649 bp 0.61 % ================================================== Summary: FS 4q31 (FRA4C) total length: 3948249 bp (3948249 bp excl N/X-runs) GC level: 38.32 % bases masked: 1993591 bp ( 50.49 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 1626 361003 bp 9.14 % ALUs 991 264888 bp 6.71 % MIRs 623 93890 bp 2.38 % LINEs: 1327 1053394 bp 26.68 % LINE1 788 897027 bp 22.72 % LINE2 469 141994 bp 3.60 % L3/CR1 51 10632 bp 0.27 % LTR elements: 686 377093 bp 9.55 % ERVL 154 86487 bp 2.19 % ERVL-MaLRs 380 178993 bp 4.53 % ERV_classI 112 98713 bp 2.50 % ERV_classII 6 5647 bp 0.14 % DNA elements: 503 156165 bp 3.96 % hAT-Charlie 230 42158 bp 1.07 % TcMar-Tigger 71 28810 bp 0.73 % Unclassified: 13 3919 bp 0.10 % Total interspersed repeats: 1951574 bp 49.43 % Small RNA: 11 1794 bp 0.05 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 478 21693 bp 0.55 % Low complexity: 488 19392 bp 0.49 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLXII Summary: FS 5p15-5p14 (FRA5E) total length: 6978507 bp (6978507 bp excl N/X-runs) GC level: 35.27 % bases masked: 3442270 bp ( 49.33 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 2053 495489 bp 7.10 % ALUs 1519 416315 bp 5.97 % MIRs 528 78576 bp 1.13 % LINEs: 2041 1573293 bp 22.54 % LINE1 1463 1394406 bp 19.98 % LINE2 488 157991 bp 2.26 % L3/CR1 63 13656 bp 0.20 % LTR elements: 1782 1014783 bp 14.54 % ERVL 447 244629 bp 3.51 % ERVL-MaLRs 883 454806 bp 6.52 % ERV_classI 397 270732 bp 3.88 % ERV_classII 32 39670 bp 0.57 % DNA elements: 618 219333 bp 3.14 % hAT-Charlie 223 42802 bp 0.61 % TcMar-Tigger 133 58558 bp 0.84 % Unclassified: 10 2202 bp 0.03 % Total interspersed repeats: 3305100 bp 47.36 % Small RNA: 15 1585 bp 0.02 % Satellites: 4 18281 bp 0.26 % Simple repeats: 1229 70561 bp 1.01 % Low complexity: 1069 47066 bp 0.67 % ================================================== Summary: FS 5q15-5q21 (FRA5D) ================================================== file name: RM2sequpload_1222677615 sequences: 1 total length: 4482536 bp (4459536 bp excl N/X-runs) GC level: 37.78 % bases masked: 2086626 bp ( 46.55 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 1724 381542 bp 8.51 % ALUs 1001 270745 bp 6.04 % MIRs 716 109631 bp 2.45 % LINEs: 1412 1109030 bp 24.74 % LINE1 820 942180 bp 21.02 % LINE2 494 144241 bp 3.22 % L3/CR1 70 14408 bp 0.32 % LTR elements: 731 380337 bp 8.48 % ERVL 171 87620 bp 1.95 % ERVL-MaLRs 371 154847 bp 3.45 % ERV_classI 150 127211 bp 2.84 % ERV_classII 3 1964 bp 0.04 % DNA elements: 597 161004 bp 3.59 % hAT-Charlie 304 53046 bp 1.18 % TcMar-Tigger 75 25542 bp 0.57 % Unclassified: 15 3151 bp 0.07 % Total interspersed repeats: 2035064 bp 45.40 % Small RNA: 15 1652 bp 0.04 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 516 26750 bp 0.60 % Low complexity: 590 23660 bp 0.53 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLXIII Summary: FS 5q31 (FRA5C; Ruiz-Herrera et al., 2004; Thorland et al., 2003) total length: 1389001 bp (1389001 bp excl N/X-runs) GC level: 45.86 % bases masked: 674861 bp ( 48.59 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 1524 375291 bp 27.02 % ALUs 1273 339732 bp 24.46 % MIRs 250 35464 bp 2.55 % LINEs: 405 185118 bp 13.33 % LINE1 222 135685 bp 9.77 % LINE2 166 46454 bp 3.34 % L3/CR1 16 2877 bp 0.21 % LTR elements: 154 65000 bp 4.68 % ERVL 29 13955 bp 1.00 % ERVL-MaLRs 79 32473 bp 2.34 % ERV_classI 37 15544 bp 1.12 % ERV_classII 2 1939 bp 0.14 % DNA elements: 127 34003 bp 2.45 % hAT-Charlie 60 10545 bp 0.76 % TcMar-Tigger 15 4867 bp 0.35 % Unclassified: 3 2856 bp 0.21 % Total interspersed repeats: 662268 bp 47.68 % Small RNA: 11 1174 bp 0.08 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 141 6098 bp 0.44 % Low complexity: 127 5321 bp 0.38 % ================================================== Summary: FS 5q35 (FRA5G) total length: 908371 bp (908371 bp excl N/X-runs) GC level: 45.41 % bases masked: 499973 bp ( 55.04 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 967 221108 bp 24.34 % ALUs 617 168785 bp 18.58 % MIRs 350 52323 bp 5.76 % LINEs: 343 148140 bp 16.31 % LINE1 181 113245 bp 12.47 % LINE2 142 31476 bp 3.47 % L3/CR1 13 1978 bp 0.22 % LTR elements: 192 80665 bp 8.88 % ERVL 36 16949 bp 1.87 % ERVL-MaLRs 123 44248 bp 4.87 % ERV_classI 27 12542 bp 1.38 % ERV_classII 1 5689 bp 0.63 % DNA elements: 155 36206 bp 3.99 % hAT-Charlie 86 15807 bp 1.74 % TcMar-Tigger 15 5349 bp 0.59 % Unclassified: 3 666 bp 0.07 % Total interspersed repeats: 486785 bp 53.59 % Small RNA: 2 88 bp 0.01 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 138 9289 bp 1.02 % Low complexity: 78 3811 bp 0.42 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLXIV Summary: FS 6p22-6p21 (FRA6H; Fechter et al., 2007) total length: 9350001 bp (9350001 bp excl N/X-runs) GC level: 45.43 % bases masked: 4702425 bp ( 50.29 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 7848 1886396 bp 20.18 % ALUs 6124 1637475 bp 17.51 % MIRs 1718 248086 bp 2.65 % LINEs: 2985 1533485 bp 16.40 % LINE1 1819 1223449 bp 13.09 % LINE2 1011 278670 bp 2.98 % L3/CR1 126 24205 bp 0.26 % LTR elements: 1476 851633 bp 9.11 % ERVL 361 216486 bp 2.32 % ERVL-MaLRs 587 232159 bp 2.48 % ERV_classI 437 311530 bp 3.33 % ERV_classII 55 84897 bp 0.91 % DNA elements: 1078 276270 bp 2.95 % hAT-Charlie 486 86148 bp 0.92 % TcMar-Tigger 148 43860 bp 0.47 % Unclassified: 47 44441 bp 0.48 % Total interspersed repeats: 4592225 bp 49.11 % Small RNA: 118 10802 bp 0.12 % Satellites: 1 132 bp 0.00 % Simple repeats: 1152 57543 bp 0.62 % Low complexity: 890 42582 bp 0.46 % ================================================== Summary: FS 6p11.2-6p11 (FRA6I) total length: 767556 bp (717556 bp excl N/X-runs) GC level: 37.91 % bases masked: 401492 bp ( 52.31 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 250 56952 bp 7.42 % ALUs 165 44016 bp 5.73 % MIRs 85 12936 bp 1.69 % LINEs: 220 187743 bp 24.46 % LINE1 145 165099 bp 21.51 % LINE2 60 18565 bp 2.42 % L3/CR1 9 2231 bp 0.29 % LTR elements: 173 76555 bp 9.97 % ERVL 39 15530 bp 2.02 % ERVL-MaLRs 75 30342 bp 3.95 % ERV_classI 46 26731 bp 3.48 % ERV_classII 1 1035 bp 0.13 % DNA elements: 73 25972 bp 3.38 % hAT-Charlie 34 4996 bp 0.65 % TcMar-Tigger 8 3358 bp 0.44 % Unclassified: 2 1502 bp 0.20 % Total interspersed repeats: 348724 bp 45.43 % Small RNA: 19 1518 bp 0.20 % Satellites: 7 43353 bp 5.65 % Simple repeats: 78 4501 bp 0.59 % Low complexity: 85 3396 bp 0.44 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLXV Summary: FS 6q21 (FRA6F; Morelli et al., 2002) total length: 841001 bp (841001 bp excl N/X-runs) GC level: 40.82 % bases masked: 347825 bp ( 41.36 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 486 109704 bp 13.04 % ALUs 323 86122 bp 10.24 % MIRs 160 23171 bp 2.76 % LINEs: 283 139395 bp 16.57 % LINE1 146 100789 bp 11.98 % LINE2 120 34101 bp 4.05 % L3/CR1 12 3145 bp 0.37 % LTR elements: 116 51201 bp 6.09 % ERVL 28 11809 bp 1.40 % ERVL-MaLRs 67 24559 bp 2.92 % ERV_classI 11 10541 bp 1.25 % ERV_classII 2 1935 bp 0.23 % DNA elements: 149 37139 bp 4.42 % hAT-Charlie 72 14061 bp 1.67 % TcMar-Tigger 19 4178 bp 0.50 % Unclassified: 9 2062 bp 0.25 % Total interspersed repeats: 339501 bp 40.37 % Small RNA: 4 355 bp 0.04 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 84 3562 bp 0.42 % Low complexity: 97 4589 bp 0.55 % ================================================== Summary: FS 6q26 (FRA6E; Denison et al., 2003) total length: 3541001 bp (3541001 bp excl N/X-runs) GC level: 41.15 % bases masked: 1494596 bp ( 42.21 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 1526 356443 bp 10.07 % ALUs 1027 284664 bp 8.04 % MIRs 492 70760 bp 2.00 % LINEs: 1002 628678 bp 17.75 % LINE1 586 518187 bp 14.63 % LINE2 341 91829 bp 2.59 % L3/CR1 49 12566 bp 0.35 % LTR elements: 594 325265 bp 9.19 % ERVL 111 60766 bp 1.72 % ERVL-MaLRs 290 114214 bp 3.23 % ERV_classI 168 140166 bp 3.96 % ERV_classII 7 6130 bp 0.17 % DNA elements: 430 127459 bp 3.60 % hAT-Charlie 194 34997 bp 0.99 % TcMar-Tigger 81 32333 bp 0.91 % Unclassified: 10 3389 bp 0.10 % Total interspersed repeats: 1441234 bp 40.70 % Small RNA: 9 751 bp 0.02 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 525 36464 bp 1.03 % Low complexity: 349 16426 bp 0.46 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLXVI Summary: FS 7p22 (FRA7B) total length: 2318523 bp (2318523 bp excl N/X-runs) GC level: 47.75 % bases masked: 1215697 bp ( 52.43 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 2489 619939 bp 26.74 % ALUs 2165 578857 bp 24.97 % MIRs 322 40880 bp 1.76 % LINEs: 686 321341 bp 13.86 % LINE1 439 266838 bp 11.51 % LINE2 213 47074 bp 2.03 % L3/CR1 21 3583 bp 0.15 % LTR elements: 391 167674 bp 7.23 % ERVL 70 25671 bp 1.11 % ERVL-MaLRs 213 70518 bp 3.04 % ERV_classI 94 48454 bp 2.09 % ERV_classII 5 20958 bp 0.90 % DNA elements: 235 62268 bp 2.69 % hAT-Charlie 114 21354 bp 0.92 % TcMar-Tigger 35 11282 bp 0.49 % Unclassified: 6 3522 bp 0.15 % Total interspersed repeats: 1174744 bp 50.67 % Small RNA: 9 676 bp 0.03 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 362 25217 bp 1.09 % Low complexity: 223 15200 bp 0.66 % ================================================== Summary: FS 7p14 (FRA7C) total length: 1054075 bp (1054075 bp excl N/X-runs) GC level: 39.55 % bases masked: 404730 bp ( 38.40 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 494 111400 bp 10.57 % ALUs 290 78476 bp 7.45 % MIRs 201 32559 bp 3.09 % LINEs: 366 172587 bp 16.37 % LINE1 194 128706 bp 12.21 % LINE2 138 37691 bp 3.58 % L3/CR1 29 5718 bp 0.54 % LTR elements: 151 60435 bp 5.73 % ERVL 45 18782 bp 1.78 % ERVL-MaLRs 75 26392 bp 2.50 % ERV_classI 18 10894 bp 1.03 % ERV_classII 2 891 bp 0.08 % DNA elements: 168 43485 bp 4.13 % hAT-Charlie 90 16769 bp 1.59 % TcMar-Tigger 17 5068 bp 0.48 % Unclassified: 8 1437 bp 0.14 % Total interspersed repeats: 389344 bp 36.94 % Small RNA: 0 0 bp 0.00 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 153 9474 bp 0.90 % Low complexity: 130 5912 bp 0.56 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLXVII Summary: FS 7q11.2 (FRA7J) total length: 9520317 bp (9108317 bp excl N/X-runs) GC level: 45.43 % bases masked: 5070269 bp ( 54.18 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 11314 2838304 bp 30.33 % ALUs 9788 2628601 bp 28.09 % MIRs 1520 208897 bp 2.23 % LINEs: 2641 1127105 bp 12.04 % LINE1 1506 867871 bp 9.27 % LINE2 917 209566 bp 2.24 % L3/CR1 165 34522 bp 0.37 % LTR elements: 1654 686677 bp 7.34 % ERVL 288 109192 bp 1.17 % ERVL-MaLRs 818 289824 bp 3.10 % ERV_classI 510 270951 bp 2.90 % ERV_classII 18 12790 bp 0.14 % DNA elements: 983 242952 bp 2.60 % hAT-Charlie 493 89877 bp 0.96 % TcMar-Tigger 131 36021 bp 0.38 % Unclassified: 24 12004 bp 0.13 % Total interspersed repeats: 4907042 bp 52.44 % Small RNA: 49 5090 bp 0.05 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 1556 100331 bp 1.07 % Low complexity: 927 58113 bp 0.62 % ================================================== Summary: FS 7q21 (FRA7E; Zlotorynski et al., 2003) total length: 4432001 bp (4432001 bp excl N/X-runs) GC level: 35.23 % bases masked: 1748674 bp ( 39.46 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 1603 362170 bp 8.17 % ALUs 995 271314 bp 6.12 % MIRs 598 89067 bp 2.01 % LINEs: 1331 800758 bp 18.07 % LINE1 776 651710 bp 14.70 % LINE2 479 134049 bp 3.02 % L3/CR1 51 8659 bp 0.20 % LTR elements: 705 384880 bp 8.68 % ERVL 165 100141 bp 2.26 % ERVL-MaLRs 351 154488 bp 3.49 % ERV_classI 161 121111 bp 2.73 % ERV_classII 4 3822 bp 0.09 % DNA elements: 480 127952 bp 2.89 % hAT-Charlie 212 38344 bp 0.87 % TcMar-Tigger 69 19866 bp 0.45 % Unclassified: 14 4233 bp 0.10 % Total interspersed repeats: 1679993 bp 37.91 % Small RNA: 14 1485 bp 0.03 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 707 39718 bp 0.90 % Low complexity: 658 28219 bp 0.64 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLXVIII Summary: FS 7q22-7q31 (FRA7F+K) total length: 5008001 bp (5008001 bp excl N/X-runs) GC level: 37.39 % bases masked: 2376283 bp ( 47.45 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 1942 442722 bp 8.84 % ALUs 1233 335888 bp 6.71 % MIRs 699 105478 bp 2.11 % LINEs: 1759 1231833 bp 24.60 % LINE1 1027 1015206 bp 20.27 % LINE2 620 187753 bp 3.75 % L3/CR1 80 15459 bp 0.31 % LTR elements: 880 464608 bp 9.28 % ERVL 218 130079 bp 2.60 % ERVL-MaLRs 437 184534 bp 3.68 % ERV_classI 186 132202 bp 2.64 % ERV_classII 16 12371 bp 0.25 % DNA elements: 603 167432 bp 3.34 % hAT-Charlie 281 51107 bp 1.02 % TcMar-Tigger 105 37997 bp 0.76 % Unclassified: 21 8635 bp 0.17 % Total interspersed repeats: 2315230 bp 46.23 % Small RNA: 12 1501 bp 0.03 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 661 34256 bp 0.68 % Low complexity: 594 25953 bp 0.52 % ================================================== Summary: FS 7q31.1 (FRA7K, Helmrich et al., 2007) total length: 453001 bp (453001 bp excl N/X-runs) GC level: 35.58 % bases masked: 178737 bp ( 39.46 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 163 36852 bp 8.14 % ALUs 93 26241 bp 5.79 % MIRs 70 10611 bp 2.34 % LINEs: 170 91211 bp 20.13 % LINE1 90 68621 bp 15.15 % LINE2 70 19187 bp 4.24 % L3/CR1 6 1083 bp 0.24 % LTR elements: 58 26756 bp 5.91 % ERVL 22 10520 bp 2.32 % ERVL-MaLRs 25 10434 bp 2.30 % ERV_classI 9 5320 bp 1.17 % ERV_classII 0 0 bp 0.00 % DNA elements: 44 17169 bp 3.79 % hAT-Charlie 19 4243 bp 0.94 % TcMar-Tigger 10 7852 bp 1.73 % Unclassified: 5 741 bp 0.16 % Total interspersed repeats: 172729 bp 38.13 % Small RNA: 1 75 bp 0.02 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 56 3330 bp 0.74 % Low complexity: 63 2603 bp 0.57 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLXIX Summary: FS 7q31.2 (FRA7G; Hellman et al., 2002) ================================================== file name: RM2sequpload_1223628231 sequences: 1 total length: 4209001 bp (4209001 bp excl N/X-runs) GC level: 36.29 % bases masked: 1864416 bp ( 44.30 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 1372 300564 bp 7.14 % ALUs 752 204678 bp 4.86 % MIRs 609 94034 bp 2.23 % LINEs: 1457 1012913 bp 24.07 % LINE1 812 816907 bp 19.41 % LINE2 536 166192 bp 3.95 % L3/CR1 72 17463 bp 0.41 % LTR elements: 694 355512 bp 8.45 % ERVL 162 84656 bp 2.01 % ERVL-MaLRs 400 186853 bp 4.44 % ERV_classI 93 74011 bp 1.76 % ERV_classII 2 1494 bp 0.04 % DNA elements: 482 129374 bp 3.07 % hAT-Charlie 228 43124 bp 1.02 % TcMar-Tigger 83 28862 bp 0.69 % Unclassified: 19 7479 bp 0.18 % Total interspersed repeats: 1805842 bp 42.90 % Small RNA: 14 1587 bp 0.04 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 640 33221 bp 0.79 % Low complexity: 604 24595 bp 0.58 % ================================================== Summary: FS 7q31 (FRA7G; Schmith et al., 1998) total length: 544001 bp (544001 bp excl N/X-runs) GC level: 38.64 % bases masked: 218117 bp ( 40.09 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 219 48408 bp 8.90 % ALUs 115 32098 bp 5.90 % MIRs 102 15778 bp 2.90 % LINEs: 178 103146 bp 18.96 % LINE1 90 78261 bp 14.39 % LINE2 71 21625 bp 3.98 % L3/CR1 13 2354 bp 0.43 % LTR elements: 95 41602 bp 7.65 % ERVL 27 11507 bp 2.12 % ERVL-MaLRs 55 20774 bp 3.82 % ERV_classI 6 7221 bp 1.33 % ERV_classII 0 0 bp 0.00 % DNA elements: 61 15961 bp 2.93 % hAT-Charlie 29 4910 bp 0.90 % TcMar-Tigger 5 1526 bp 0.28 % Unclassified: 2 1319 bp 0.24 % Total interspersed repeats: 210436 bp 38.68 % Small RNA: 2 299 bp 0.05 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 86 4855 bp 0.89 % Low complexity: 65 2784 bp 0.51 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLXX Summary: FS 7q34~35 (FRA7M) total length: 5102514 bp (5102514 bp excl N/X-runs) GC level: 41.73 % bases masked: 2388852 bp ( 46.82 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 2912 696871 bp 13.66 % ALUs 2120 577733 bp 11.32 % MIRs 790 118877 bp 2.33 % LINEs: 1782 1038676 bp 20.36 % LINE1 1058 838998 bp 16.44 % LINE2 595 169228 bp 3.32 % L3/CR1 114 28246 bp 0.55 % LTR elements: 773 416457 bp 8.16 % ERVL 173 87625 bp 1.72 % ERVL-MaLRs 371 168006 bp 3.29 % ERV_classI 183 135908 bp 2.66 % ERV_classII 19 18139 bp 0.36 % DNA elements: 660 161943 bp 3.17 % hAT-Charlie 317 55484 bp 1.09 % TcMar-Tigger 93 23507 bp 0.46 % Unclassified: 16 8400 bp 0.16 % Total interspersed repeats: 2322347 bp 45.51 % Small RNA: 29 3601 bp 0.07 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 684 41255 bp 0.81 % Low complexity: 509 21897 bp 0.43 % ================================================== Summary: FS 7q35~36 (FRA7I; Ciullo et al., 2002) total length: 1383001 bp (1383001 bp excl N/X-runs) GC level: 36.07 % bases masked: 702192 bp ( 50.77 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 429 97171 bp 7.03 % ALUs 270 73659 bp 5.33 % MIRs 157 23178 bp 1.68 % LINEs: 490 390082 bp 28.21 % LINE1 355 352786 bp 25.51 % LINE2 113 32896 bp 2.38 % L3/CR1 18 3637 bp 0.26 % LTR elements: 279 156810 bp 11.34 % ERVL 85 39538 bp 2.86 % ERVL-MaLRs 141 65629 bp 4.75 % ERV_classI 44 47450 bp 3.43 % ERV_classII 5 3234 bp 0.23 % DNA elements: 132 35745 bp 2.58 % hAT-Charlie 59 11160 bp 0.81 % TcMar-Tigger 20 6355 bp 0.46 % Unclassified: 3 706 bp 0.05 % Total interspersed repeats: 680514 bp 49.21 % Small RNA: 4 604 bp 0.04 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 209 11792 bp 0.85 % Low complexity: 204 9540 bp 0.69 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLXXI Summary: FS 7q36 (FRA7I) total length: 2334118 bp (2334118 bp excl N/X-runs) GC level: 42.54 % bases masked: 1174591 bp ( 50.32 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 1540 375461 bp 16.09 % ALUs 1207 328347 bp 14.07 % MIRs 330 46792 bp 2.00 % LINEs: 736 444873 bp 19.06 % LINE1 481 380367 bp 16.30 % LINE2 202 54472 bp 2.33 % L3/CR1 38 6911 bp 0.30 % LTR elements: 497 239415 bp 10.26 % ERVL 133 60058 bp 2.57 % ERVL-MaLRs 234 106197 bp 4.55 % ERV_classI 107 63417 bp 2.72 % ERV_classII 6 5083 bp 0.22 % DNA elements: 281 76403 bp 3.27 % hAT-Charlie 137 25353 bp 1.09 % TcMar-Tigger 35 11119 bp 0.48 % Unclassified: 6 5233 bp 0.22 % Total interspersed repeats: 1141385 bp 48.90 % Small RNA: 7 786 bp 0.03 % Satellites: 2 543 bp 0.02 % Simple repeats: 331 22620 bp 0.97 % Low complexity: 213 9347 bp 0.40 % ================================================== Summary: FS 8q24 (FRA8C) total length: 4253001 bp (4253001 bp excl N/X-runs) GC level: 41.42 % bases masked: 2212282 bp ( 52.02 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 3261 707598 bp 16.64 % ALUs 1768 482624 bp 11.35 % MIRs 1492 224906 bp 5.29 % LINEs: 1670 813173 bp 19.12 % LINE1 751 582924 bp 13.71 % LINE2 800 208112 bp 4.89 % L3/CR1 101 18579 bp 0.44 % LTR elements: 967 447598 bp 10.52 % ERVL 229 103598 bp 2.44 % ERVL-MaLRs 526 200335 bp 4.71 % ERV_classI 174 126466 bp 2.97 % ERV_classII 5 9320 bp 0.22 % DNA elements: 762 179893 bp 4.23 % hAT-Charlie 395 67730 bp 1.59 % TcMar-Tigger 83 28609 bp 0.67 % Unclassified: 16 7386 bp 0.17 % Total interspersed repeats: 2155648 bp 50.69 % Small RNA: 23 2149 bp 0.05 % Satellites: 2 501 bp 0.01 % Simple repeats: 608 34444 bp 0.81 % Low complexity: 418 19608 bp 0.46 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLXXII Summary: FS 9q22 (FRA9G) total length: 354567 bp (354567 bp excl N/X-runs) GC level: 38.56 % bases masked: 196982 bp ( 55.56 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 260 65324 bp 18.42 % ALUs 220 60154 bp 16.97 % MIRs 40 5170 bp 1.46 % LINEs: 141 88091 bp 24.84 % LINE1 97 75666 bp 21.34 % LINE2 38 11164 bp 3.15 % L3/CR1 5 777 bp 0.22 % LTR elements: 44 23677 bp 6.68 % ERVL 13 9474 bp 2.67 % ERVL-MaLRs 19 5471 bp 1.54 % ERV_classI 9 8218 bp 2.32 % ERV_classII 0 0 bp 0.00 % DNA elements: 61 15718 bp 4.43 % hAT-Charlie 30 5686 bp 1.60 % TcMar-Tigger 9 2008 bp 0.57 % Unclassified: 0 0 bp 0.00 % Total interspersed repeats: 192810 bp 54.38 % Small RNA: 0 0 bp 0.00 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 54 2518 bp 0.71 % Low complexity: 50 1654 bp 0.47 % ================================================== Summary: FS 9q32 (FRA9E; Callahan et al., 2003) total length: 9687001 bp (9687001 bp excl N/X-runs) GC level: 41.84 % bases masked: 4734925 bp ( 48.88 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 7514 1637118 bp 16.90 % ALUs 4296 1154096 bp 11.91 % MIRs 3213 482232 bp 4.98 % LINEs: 3862 1845934 bp 19.06 % LINE1 1875 1331952 bp 13.75 % LINE2 1670 446872 bp 4.61 % L3/CR1 239 46868 bp 0.48 % LTR elements: 1592 713398 bp 7.36 % ERVL 313 135716 bp 1.40 % ERVL-MaLRs 919 376359 bp 3.89 % ERV_classI 249 155374 bp 1.60 % ERV_classII 19 23477 bp 0.24 % DNA elements: 1573 380534 bp 3.93 % hAT-Charlie 836 144532 bp 1.49 % TcMar-Tigger 188 58864 bp 0.61 % Unclassified: 57 24364 bp 0.25 % Total interspersed repeats: 4601348 bp 47.50 % Small RNA: 49 4759 bp 0.05 % Satellites: 1 427 bp 0.00 % Simple repeats: 1426 78718 bp 0.81 % Low complexity: 1004 50285 bp 0.52 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLXXIII Summary: FS 10q11.2 (FRA10G) total length: 597420 bp (447420 bp excl N/X-runs) GC level: 41.63 % bases masked: 211933 bp ( 35.47 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 267 60084 bp 10.06 % ALUs 199 50490 bp 8.45 % MIRs 68 9594 bp 1.61 % LINEs: 157 87267 bp 14.61 % LINE1 111 75989 bp 12.72 % LINE2 40 10125 bp 1.69 % L3/CR1 5 1125 bp 0.19 % LTR elements: 85 42865 bp 7.18 % ERVL 23 14189 bp 2.38 % ERVL-MaLRs 35 16033 bp 2.68 % ERV_classI 24 11873 bp 1.99 % ERV_classII 1 340 bp 0.06 % DNA elements: 53 14464 bp 2.42 % hAT-Charlie 29 4754 bp 0.80 % TcMar-Tigger 7 2447 bp 0.41 % Unclassified: 1 1317 bp 0.22 % Total interspersed repeats: 205997 bp 34.48 % Small RNA: 3 253 bp 0.04 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 74 4158 bp 0.70 % Low complexity: 40 1525 bp 0.26 % ================================================== Summary: FS 10q25 (FRA10E; Zlotorynski et al., 2003) total length: 174001 bp (174001 bp excl N/X-runs) GC level: 40.22 % bases masked: 87264 bp ( 50.15 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ----------------------------------------------------------------------------------- SINEs: 72 13701 bp 7.87 % ALUs 22 6496 bp 3.73 % MIRs 50 7205 bp 4.14 % LINEs: 70 42168 bp 24.23 % LINE1 42 36277 bp 20.85 % LINE2 24 4976 bp 2.86 % L3/CR1 2 434 bp 0.25 % LTR elements: 43 18738 bp 10.77 % ERVL 10 3940 bp 2.26 % ERVL-MaLRs 24 10436 bp 6.00 % ERV_classI 5 2320 bp 1.33 % ERV_classII 1 1049 bp 0.60 % DNA elements: 27 9875 bp 5.68 % hAT-Charlie 16 3054 bp 1.76 % TcMar-Tigger 1 2364 bp 1.36 % Unclassified: 0 0 bp 0.00 % Total interspersed repeats: 84482 bp 48.55 % Small RNA: 0 0 bp 0.00 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 30 2124 bp 1.22 % Low complexity: 14 658 bp 0.38 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLXXIV Summary: FS 10q26 (FRA10F) total length: 2295001 bp (2295001 bp excl N/X-runs) GC level: 44.26 % bases masked: 967194 bp ( 42.14 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 1329 302641 bp 13.19 % ALUs 898 242128 bp 10.55 % MIRs 428 60255 bp 2.63 % LINEs: 727 428208 bp 18.66 % LINE1 427 362652 bp 15.80 % LINE2 257 56642 bp 2.47 % L3/CR1 25 5178 bp 0.23 % LTR elements: 326 126081 bp 5.49 % ERVL 65 25693 bp 1.12 % ERVL-MaLRs 192 72626 bp 3.16 % ERV_classI 56 24250 bp 1.06 % ERV_classII 3 2014 bp 0.09 % DNA elements: 308 81351 bp 3.54 % hAT-Charlie 158 28757 bp 1.25 % TcMar-Tigger 32 14451 bp 0.63 % Unclassified: 9 4041 bp 0.18 % Total interspersed repeats: 942322 bp 41.06 % Small RNA: 8 566 bp 0.02 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 261 16645 bp 0.73 % Low complexity: 180 7766 bp 0.34 % ================================================== Summary: FS 11p13 (FRA11E; Bester et al., 2007) total length: 2063001 bp (2063001 bp excl N/X-runs) GC level: 41.60 % bases masked: 1046976 bp ( 50.75 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ----------------------------------------------------------------------------------- SINEs: 1735 408276 bp 19.79 % ALUs 1217 328612 bp 15.93 % MIRs 509 78332 bp 3.80 % LINEs: 740 385652 bp 18.69 % LINE1 409 296156 bp 14.36 % LINE2 294 81352 bp 3.94 % L3/CR1 25 4944 bp 0.24 % LTR elements: 339 143387 bp 6.95 % ERVL 70 25895 bp 1.26 % ERVL-MaLRs 196 79508 bp 3.85 % ERV_classI 58 33029 bp 1.60 % ERV_classII 3 1974 bp 0.10 % DNA elements: 307 79746 bp 3.87 % hAT-Charlie 168 30270 bp 1.47 % TcMar-Tigger 35 11781 bp 0.57 % Unclassified: 11 4832 bp 0.23 % Total interspersed repeats: 1021893 bp 49.53 % Small RNA: 14 1468 bp 0.07 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 313 15924 bp 0.77 % Low complexity: 199 8404 bp 0.41 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLXXV Summary: FS11q23 (FRA11G; Fechter et al., 2007) total length: 4549001 bp (4549001 bp excl N/X-runs) GC level: 44.39 % bases masked: 1969058 bp ( 43.29 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 3193 688233 bp 15.13 % ALUs 1717 460574 bp 10.12 % MIRs 1469 226877 bp 4.99 % LINEs: 1618 810181 bp 17.81 % LINE1 629 552806 bp 12.15 % LINE2 792 216289 bp 4.75 % L3/CR1 170 34828 bp 0.77 % LTR elements: 589 270612 bp 5.95 % ERVL 130 64166 bp 1.41 % ERVL-MaLRs 326 131765 bp 2.90 % ERV_classI 101 65143 bp 1.43 % ERV_classII 3 2463 bp 0.05 % DNA elements: 580 135511 bp 2.98 % hAT-Charlie 280 48143 bp 1.06 % TcMar-Tigger 69 20091 bp 0.44 % Unclassified: 25 6279 bp 0.14 % Total interspersed repeats: 1910816 bp 42.01 % Small RNA: 16 1607 bp 0.04 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 672 37627 bp 0.83 % Low complexity: 372 19637 bp 0.43 % ================================================== Summary: FS13q13 (FRA13A; Savelyeva et al., 2006) total length: 637001 bp (637001 bp excl N/X-runs) GC level: 34.76 % bases masked: 297889 bp ( 46.76 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 220 48643 bp 7.64 % ALUs 127 34757 bp 5.46 % MIRs 92 13821 bp 2.17 % LINEs: 241 191606 bp 30.08 % LINE1 138 159222 bp 25.00 % LINE2 83 26195 bp 4.11 % L3/CR1 14 4385 bp 0.69 % LTR elements: 53 27113 bp 4.26 % ERVL 9 3762 bp 0.59 % ERVL-MaLRs 31 13844 bp 2.17 % ERV_classI 12 8444 bp 1.33 % ERV_classII 1 1063 bp 0.17 % DNA elements: 83 23883 bp 3.75 % hAT-Charlie 39 7694 bp 1.21 % TcMar-Tigger 17 4274 bp 0.67 % Unclassified: 0 0 bp 0.00 % Total interspersed repeats: 291245 bp 45.72 % Small RNA: 2 100 bp 0.02 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 71 3329 bp 0.52 % Low complexity: 86 3325 bp 0.52 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLXXVI Summary: FS 13q21 (FRA13C) total length: 4314069 bp (4314069 bp excl N/X-runs) GC level: 34.49 % bases masked: 2178093 bp ( 50.49 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 1063 247354 bp 5.73 % ALUs 741 201060 bp 4.66 % MIRs 317 45405 bp 1.05 % LINEs: 1389 1079002 bp 25.01 % LINE1 994 945415 bp 21.91 % LINE2 343 124004 bp 2.87 % L3/CR1 37 6020 bp 0.14 % LTR elements: 1026 614623 bp 14.25 % ERVL 261 151798 bp 3.52 % ERVL-MaLRs 406 211037 bp 4.89 % ERV_classI 330 238090 bp 5.52 % ERV_classII 10 9820 bp 0.23 % DNA elements: 366 141615 bp 3.28 % hAT-Charlie 131 22876 bp 0.53 % TcMar-Tigger 83 35688 bp 0.83 % Unclassified: 8 1321 bp 0.03 % Total interspersed repeats: 2083915 bp 48.31 % Small RNA: 8 609 bp 0.01 % Satellites: 6 24624 bp 0.57 % Simple repeats: 662 37620 bp 0.87 % Low complexity: 691 31656 bp 0.73 % ================================================== Summary: FS13q22 (FRA13E; Fechter et al., 2007) total length: 3100001 bp (3100001 bp excl N/X-runs) GC level: 38.21 % bases masked: 1391929 bp ( 44.90 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 1649 378204 bp 12.20 % ALUs 1109 297675 bp 9.60 % MIRs 534 79776 bp 2.57 % LINEs: 1107 606666 bp 19.57 % LINE1 590 469976 bp 15.16 % LINE2 439 117569 bp 3.79 % L3/CR1 49 12440 bp 0.40 % LTR elements: 489 235977 bp 7.61 % ERVL 86 50729 bp 1.64 % ERVL-MaLRs 289 129994 bp 4.19 % ERV_classI 79 45855 bp 1.48 % ERV_classII 5 4177 bp 0.13 % DNA elements: 439 126577 bp 4.08 % hAT-Charlie 206 35859 bp 1.16 % TcMar-Tigger 73 30981 bp 1.00 % Unclassified: 20 6121 bp 0.20 % Total interspersed repeats: 1353545 bp 43.66 % Small RNA: 13 1145 bp 0.04 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 427 21561 bp 0.70 % Low complexity: 387 15982 bp 0.52 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLXXVII Summary: FS 14q23 (FRA14B) total length: 4500595 bp (4500595 bp excl N/X-runs) GC level: 41.22 % bases masked: 2208852 bp ( 49.08 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 3147 729590 bp 16.21 % ALUs 2205 588337 bp 13.07 % MIRs 927 139162 bp 3.09 % LINEs: 1427 897129 bp 19.93 % LINE1 801 734014 bp 16.31 % LINE2 543 144328 bp 3.21 % L3/CR1 65 13087 bp 0.29 % LTR elements: 705 332722 bp 7.39 % ERVL 130 57320 bp 1.27 % ERVL-MaLRs 339 143851 bp 3.20 % ERV_classI 200 119029 bp 2.64 % ERV_classII 9 5639 bp 0.13 % DNA elements: 652 188004 bp 4.18 % hAT-Charlie 297 56834 bp 1.26 % TcMar-Tigger 100 35146 bp 0.78 % Unclassified: 25 15091 bp 0.34 % Total interspersed repeats: 2162536 bp 48.05 % Small RNA: 23 2977 bp 0.07 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 524 25844 bp 0.57 % Low complexity: 460 18066 bp 0.40 % ================================================== Summary: FS 16q22 (FRA16C) total length: 3443739 bp (3443739 bp excl N/X-runs) GC level: 43.86 % bases masked: 1639373 bp ( 47.60 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 2997 734511 bp 21.33 % ALUs 2408 647649 bp 18.81 % MIRs 582 86064 bp 2.50 % LINEs: 1027 570089 bp 16.55 % LINE1 643 467962 bp 13.59 % LINE2 324 89814 bp 2.61 % L3/CR1 51 11008 bp 0.32 % LTR elements: 417 187291 bp 5.44 % ERVL 87 33495 bp 0.97 % ERVL-MaLRs 223 82398 bp 2.39 % ERV_classI 96 68334 bp 1.98 % ERV_classII 1 1078 bp 0.03 % DNA elements: 447 97722 bp 2.84 % hAT-Charlie 249 42346 bp 1.23 % TcMar-Tigger 44 12084 bp 0.35 % Unclassified: 13 8706 bp 0.25 % Total interspersed repeats: 1598319 bp 46.41 % Small RNA: 22 1728 bp 0.05 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 470 25146 bp 0.73 % Low complexity: 319 14473 bp 0.42 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLXXVIII Summary: FS16q23 (FRA16D; Mangelsdorf et al., 2000) total length: 983001 bp (983001 bp excl N/X-runs) GC level: 42.54 % bases masked: 374548 bp ( 38.10 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 773 179319 bp 18.24 % ALUs 520 141026 bp 14.35 % MIRs 252 38198 bp 3.89 % LINEs: 246 68890 bp 7.01 % LINE1 125 49325 bp 5.02 % LINE2 103 16960 bp 1.73 % L3/CR1 10 1662 bp 0.17 % LTR elements: 193 75354 bp 7.67 % ERVL 27 10491 bp 1.07 % ERVL-MaLRs 136 48496 bp 4.93 % ERV_classI 26 15012 bp 1.53 % ERV_classII 1 970 bp 0.10 % DNA elements: 170 35054 bp 3.57 % hAT-Charlie 87 16103 bp 1.64 % TcMar-Tigger 12 2943 bp 0.30 % Unclassified: 3 487 bp 0.05 % Total interspersed repeats: 359104 bp 36.53 % Small RNA: 0 0 bp 0.00 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 183 9263 bp 0.94 % Low complexity: 118 6181 bp 0.63 % ================================================== Summary: FS16q23 (FRA16D; Krummel et al., 2000) total length: 1521001 bp (1521001 bp excl N/X-runs) GC level: 42.78 % bases masked: 609370 bp ( 40.06 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence -------------------------------------------------- SINEs: 1223 280287 bp 18.43 % ALUs 786 214570 bp 14.11 % MIRs 436 65622 bp 4.31 % LINEs: 414 113298 bp 7.45 % LINE1 190 73266 bp 4.82 % LINE2 194 35467 bp 2.33 % L3/CR1 16 2335 bp 0.15 % LTR elements: 330 129263 bp 8.50 % ERVL 55 21214 bp 1.39 % ERVL-MaLRs 218 77982 bp 5.13 % ERV_classI 49 27553 bp 1.81 % ERV_classII 1 970 bp 0.06 % DNA elements: 283 58218 bp 3.83 % hAT-Charlie 148 26585 bp 1.75 % TcMar-Tigger 21 6102 bp 0.40 % Unclassified: 5 818 bp 0.05 % Total interspersed repeats: 581884 bp 38.26 % Small RNA: 1 63 bp 0.00 % Satellites: 6 5855 bp 0.38 % Simple repeats: 263 13212 bp 0.87 % Low complexity: 162 8356 bp 0.55 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLXXIX Summary: FS18q12.2 (FRA18A; Ruiz-Herrera et al., 2004)) total length: 177001 bp (177001 bp excl N/X-runs) GC level: 41.87 % bases masked: 71585 bp ( 40.44 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 61 14340 bp 8.10 % ALUs 42 11615 bp 6.56 % MIRs 19 2725 bp 1.54 % LINEs: 65 41507 bp 23.45 % LINE1 37 34112 bp 19.27 % LINE2 20 5837 bp 3.30 % L3/CR1 7 1275 bp 0.72 % LTR elements: 17 9209 bp 5.20 % ERVL 4 1770 bp 1.00 % ERVL-MaLRs 11 6175 bp 3.49 % ERV_classI 2 1264 bp 0.71 % ERV_classII 0 0 bp 0.00 % DNA elements: 19 5214 bp 2.95 % hAT-Charlie 9 2000 bp 1.13 % TcMar-Tigger 3 692 bp 0.39 % Unclassified: 0 0 bp 0.00 % Total interspersed repeats: 70270 bp 39.70 % Small RNA: 1 56 bp 0.03 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 17 728 bp 0.41 % Low complexity: 12 531 bp 0.30 % ================================================== Summary: FS18q21 (FRA18B) total length: 1276849 bp (1276849 bp excl N/X-runs) GC level: 36.56 % bases masked: 576088 bp ( 45.12 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 430 93114 bp 7.29 % ALUs 232 62565 bp 4.90 % MIRs 197 30422 bp 2.38 % LINEs: 499 307082 bp 24.05 % LINE1 320 251803 bp 19.72 % LINE2 151 47294 bp 3.70 % L3/CR1 19 5374 bp 0.42 % LTR elements: 255 110712 bp 8.67 % ERVL 67 26911 bp 2.11 % ERVL-MaLRs 132 55043 bp 4.31 % ERV_classI 43 25277 bp 1.98 % ERV_classII 0 0 bp 0.00 % DNA elements: 137 46014 bp 3.60 % hAT-Charlie 56 11123 bp 0.87 % TcMar-Tigger 26 11323 bp 0.89 % Unclassified: 5 1231 bp 0.10 % Total interspersed repeats: 558153 bp 43.71 % Small RNA: 1 109 bp 0.01 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 203 11020 bp 0.86 % Low complexity: 160 6806 bp 0.53 % ================================================== 8 Anhang: Liste 17A CLXXX Summary: FS 18q22 (FRA18C; Debacker et al., 2007) total length: 155001 bp (155001 bp excl N/X-runs) GC level: 36.48 % bases masked: 55160 bp ( 35.59 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 56 12216 bp 7.88 % ALUs 33 8792 bp 5.67 % MIRs 23 3424 bp 2.21 % LINEs: 47 23265 bp 15.01 % LINE1 36 21846 bp 14.09 % LINE2 11 1419 bp 0.92 % L3/CR1 0 0 bp 0.00 % LTR elements: 37 13914 bp 8.98 % ERVL 9 3375 bp 2.18 % ERVL-MaLRs 16 6338 bp 4.09 % ERV_classI 11 3955 bp 2.55 % ERV_classII 0 0 bp 0.00 % DNA elements: 15 3571 bp 2.30 % hAT-Charlie 7 1799 bp 1.16 % TcMar-Tigger 1 74 bp 0.05 % Unclassified: 0 0 bp 0.00 % Total interspersed repeats: 52966 bp 34.17 % Small RNA: 0 0 bp 0.00 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 28 1469 bp 0.95 % Low complexity: 18 725 bp 0.47 % ================================================== Summary: FS-Xp22.3 (FRAXB; Arlt et al., 2002) total length: 830001 bp (830001 bp excl N/X-runs) GC level: 40.79 % bases masked: 350797 bp ( 42.26 %) ================================================== number of length percentage elements* occupied of sequence ------------------------------------------------------------------------------------ SINEs: 354 83413 bp 10.05 % ALUs 271 72494 bp 8.73 % MIRs 83 10919 bp 1.32 % LINEs: 220 100025 bp 12.05 % LINE1 153 81504 bp 9.82 % LINE2 58 15020 bp 1.81 % L3/CR1 8 3309 bp 0.40 % LTR elements: 257 115656 bp 13.93 % ERVL 37 15121 bp 1.82 % ERVL-MaLRs 127 51680 bp 6.23 % ERV_classI 87 47339 bp 5.70 % ERV_classII 0 0 bp 0.00 % DNA elements: 134 33995 bp 4.10 % hAT-Charlie 74 14302 bp 1.72 % TcMar-Tigger 21 6820 bp 0.82 % Unclassified: 1 201 bp 0.02 % Total interspersed repeats: 333290 bp 40.16 % Small RNA: 2 196 bp 0.02 % Satellites: 0 0 bp 0.00 % Simple repeats: 163 12336 bp 1.49 % Low complexity: 82 4975 bp 0.60 % ================================================== * most repeats fragmented by insertions or deletions have been counted as one element 8 Anhang: Tab. 18A CLXXXI 18A Auflistung aller bisher kartierter FS, einschließlich Datenbankanalyse FS GTG/DAPI Molekularzytog. Lokal. Mbp start/stop Ausdehnung in Mbp ITS/ OR CNV/ INDEL gap SD (%) GCGehalt (%) LINEs % SINEs % LTRs % Referenz FRA1A 1p36 1p36.22 1p36.21 12,112 14,890 2,778 x / – x x 40 44,98 14,40 19,23 10,48 Im Rahmen dieser Arbeit FRA1B 1p32 1p32.3 55,214 single FISH n.b. – – – k.a k.a k.a k.a Ruiz-Herrera et al., 2004 1p32.2 57,859 single FISH n.b. – – – k.a k.a k.a k.a McAvoy et al., 2007 FRA1D 1p22 1p22.2 88,092 single FISH n.b. x – – k.a k.a k.a k.a Ruiz-Herrera et al., 2004 FRA1E 1p21.3 1p21.3 1p21.3 95,578 98,197 2,619 – / – x – 1 36,67 25,30 7,56 9,05 Im Rahmen dieser Arbeit FRA1E 1p21.2 1p21.3 1p21.3 97,521 97,932 0,411 – / – x – – 35,4 Lit. 21,80 7,9 5,20 Hormozian et al., 2007 FRA1F 1q21 1q21.1~21.2 1q21.2 146,154 148,888 2,734 – / – x x 60 42,54 12,79 17,4 8,43 Im Rahmen dieser Arbeit FRA1K 1q31 184,235 single FISH – / – – – 1 k.a k.a k.a k.a Ferber et al., 2003 FRA1K 1q31 1q31.2 1q31.3 190,843 192,577 1,735 – / – x – 1 36,42 25,16 8,48 10,70 Im Rahmen dieser Arbeit FRA1H 1q42 1q42.2 232,687 single FISH – / – – – – k.a k.a k.a k.a Ruiz-Herrera et al., 2004 FRA1H 1q42 1q41 1q42.12 214,175 224,809 10,634 x / – x/x – 4 40,3 19,87 13,8 8,76 Curatolo et al., 2007 FRA2E 2p13 2p14 67,154 single FISH – / – x – 1 k.a k.a k.a k.a Im Rahmen dieser Arbeit FRA2L* 2p11.2 2p11.2 2q11.2 89,240 97,284 8,045 – / – x x 20 43,75 8,42 6,11 4,60 Im Rahmen dieser Arbeit FRA2R 2p11 2p11.2 95,960 single FISH – / – x – k.a k.a k.a k.a Im Rahmen dieser Arbeit FRA2A* 2q11.2 2q11.2 2q11.2 2q11.2 97,244 101,985 4,741 – / – x x 10 42,61 21,61 14,13 8,34 Im Rahmen dieser Arbeit FRA2B* 2q13 2q13 112,356 single FISH – / – x – 50 k.a k.a k.a k.a Im Rahmen dieser Arbeit FRA2F 2q21.3 2q22.1 141,140 single FISH – / – – – – k.a k.a k.a k.a Ferber et al., 2003 FRA2F 2q21.3 2q21.3 2q22.1 136,522 139,494 2,972 – / – x – – 38.69 23.51 8,23 10,48 Im Rahmen dieser Arbeit FRA2G 2q31 2q24.3 2q31.1 169,207 170,180 0,973 – / – x – – 39,29 19,82 12,97 4,98 Limongi et al., 2003 8 Anhang: Tab. 18A CLXXXII FS GTG/DAPI Molekularzytog. Lokal. Mbp start/stop Ausdehnung in Mbp ITS/ OR CNV/ INDEL gap SD (%) GCGehalt (%) LINEs % SINEs % LTRs % Referenz FRA2H 2q32.1 2q32.1 2q32.2 183,433 189,305 5,872 – / – x – 1 35,61 28,16 6,73 12,35 Im Rahmen dieser Arbeit FRA2J 2q37.3 2q37.1 2q37.3 233,994 241,221 7,227 x / x x x 1 46,72 16,07 10,14 8,40 Im Rahmen dieser Arbeit FRA3B 3p14.2 3p14.2 3p14.1 59,701 63,862 4,161 x / – x – – <1 39,54 17,81 12,19 6,90 Becker et al., 2002 FRA4D 4p15 4p15.1 4p15.1 31,774 32,138 0,364 – / – x – – 34,66 17,32 6,55 12,24 Im Rahmen dieser Arbeit FRA4I 4q21 4q21.22 4q21.23 84,003 86,360 2,357 – / – x – 1 38,92 21,42 14,66 9,49 Im Rahmen dieser Arbeit FRA4F 4q22 4q22.1 4q22.3 89,514 97,532 8,018 – / – x – 1 36,27 23,57 8,37 9,95 Rozier et al., 2004 FRA4F 4q22 4q22.1 4q22.2 88,364 94,011 5,647 – / – x – 1 36,92 24,13 9,59 12,03 Im Rahmen dieser Arbeit FRA4C 4q31.1 4q31.21 4q31.22 144,127 148,075 3,948 – / – x – 10 38,32 26,68 9,14 9,55 Im Rahmen dieser Arbeit FRA5E 5p14 5p15.1 17,465 single FISH – / – x – – k.a k.a k.a k.a Ruiz-Herrera et al., 2004 FRA5E 5p15 5p15.1 5p14.1 18,466 25,444 6,978 – / – x – 15 35,27 22,54 7,1 14,54 Im Rahmen dieser Arbeit FRA5A 5p13 5p13.3 41,237 single FISH x / – x – – k.a k.a k.a k.a Ruiz-Herrera et al., 2004 FRA5D 5q15 5q15 93,747 single FISH – / – x – – k.a k.a k.a k.a Ferber et al., 2003 FRA5D 5q15 5q21.1 93,747 98,229 4,313 – / – x – 1 37,78 24,74 8,51 8,48 Im Rahmen dieser Arbeit FRA5C 5q31 5q31.1 133,085 single FISH – / – x – 1 45,86 13,33 27,02 4,68 Ruiz-Herrera et al., 2004 5q31 5q31.1 134,474 single FISH – / – x Thorland et al., 2003 FRA5G* 5q35 5q35.1 5q35.2 171,047 171,955 0,908 – / – x – 1 45,41 16,31 24,34 8,88 Im Rahmen dieser Arbeit FRA6H 6p21.1 6p22.1 6p21.2 27,912 37,262 9,350 – / x x – 10 45,43 16,40 20,18 9,11 Fechter et al., 2007b FRA6I 6p11/q11 6p11.2 6p11.1 57,807 58,574 0,767 – / – x x 20 37,91 24,46 7,42 9,97 Im Rahmen dieser Arbeit 8 Anhang: Tab. 18A C LXXXIII FS GTG/DAPI Molekularzytog. Lokal. Mbp start/stop Ausdehnung in Mbp ITS/ OR CNV/ INDEL gap SD (%) GCGehalt (%) LINEs % SINEs % LTRs % Referenz 6q16 G 6q15 6q16.1 93,297 single FISH – / – x – – k.a k.a k.a k.a Im Rahmen dieser Arbeit FRA6F 6q21 6q21 106,914 single FISH – / – x – – k.a k.a k.a k.a Thorland et al., 2003 FRA6F 6q21 6q21 6q21 111,685 112,526 0,841 – / – x – 1 40,82 16,57 13,04 6,09 Morelli et al., 2002 FRA6E 6q26 6q25.3 6q26 160,097 163,638 3,541 – / – x – 4 41,15 17,75 10,07 9,19 Denison et al., 2003 FRA7B 7p22 7p22.1 5,915 single FISH – / x x k.a k.a k.a k.a Ruiz-Herrera et al., 2004 FRA7B 7p22 7p22.2 7p22.1 3,527 5,845 2,318 – / x x – 15 47,75 13,86 26,74 7,23 Im Rahmen dieser Arbeit FRA7D 7p13 7p13 46,192 single FISH – / – – – – k.a k.a k.a k.a Ruiz-Herrera et al., 2004 FRA7J 7q11(.23) 7q11.2 7q11.23 67,038 76,558 9,520 – / – x x 40 45,43 12,04 30,33 7,34 Im Rahmen dieser Arbeit FRA7E 7q21.2 7q21.11 7q21.11 80,295 84,727 4,432 x / – x – 1 35,23 18,07 8,17 8,68 Zlotorynski et al., 2003 FRA7F 7q22 7q22.3 106,822 single FISH – / – x – – k.a k.a k.a k.a Ruiz-Herrera et al., 2004 FRA7F+K 7q22q31 7q22.3 7q31.1 106,822 111,830 5,008 – / – x – 1 37,78 24,74 8,51 8,48 Im Rahmen dieser Arbeit FRA7K 7q31.1 7q31.1 110,439 110,892 0,453 – / – x – 1 35,58 20,13 8,14 5,91 Helmrich et al., 2007 FRA7G 7q31.2 7q31.1 7q31.2 112,017 116,226 4,209 – / – x – 1 36,29 24,07 7,14 8,45 Hellman et al., 2002 FRA7G 7q31.2 7q31.2 7q31.2 115,682 116,226 0,544 – / – x – – 36,29 24,07 7,14 8,45 Smith et al., 1998 FRA7H 7q32.3 7q32.1 128,914 single FISH – / – x – 10 k.a k.a k.a k.a Ruiz-Herrera et al., 2004 FRA7H 7q32.3 7q32.2 129,964 ?130,400 0.436 – / – x – – 42,00 Lit. 13,80 13,10 5,00 Mishmar et al., 1998 FRA7M 7q34 7q34 7q35 139,131 144,233 5,102 – / x x – 20 41,73 20,36 13,66 8,16 Im Rahmen dieser Arbeit FRA7I 7q36 7q35 7q35 144,399 145,782 1,383 – / – x – – 36,07 28,21 7,03 11,34 Ciullo et al., 2002 FRA7I 7q36 7q36.1 7q36.2 151,567 153,902 2,335 – / – x – 20 42,54 19,06 16,09 10,26 Im Rahmen dieser Arbeit 8 Anhang: Tab. 18A C LXXXIV FS GTG/DAPI Molekularzytog. Lokal. Mbp start/stop Ausdehnung in Mbp ITS/ OR CNV/ INDEL gap SD (%) GCGehalt (%) LINEs % SINEs % LTRs % Referenz FRA8C FRA8C 8q24.1 8q24.1 8q24.21 8q24.21 ?124,237 128,490 4,253 x / – - – 2 41,42 19,12 16,64 10,52 Ferber et al., 2003 FRA9G 9p22 9p22.2 9p22.2 17,136 17,489 0,353 – / – x – – 36,2 Lit. 40,10 8,4 8,30 Sawinska et al., 2007 FRA9D 9q22.1 9q22.32 97,106 single FISH – / – – – – k.a k.a k.a k.a Ferber et al., 2003 FRA9D 9q22.1 9q21.33 9q21.33 87,398 87,753 0,355 – / – x – 25 38,56 24,84 18,42 6,68 Im Rahmen dieser Arbeit FRA9E 9q32 9q31.2 9q33.1 108,394 118,081 9,687 – / x x – 2 41,84 19,06 16,9 7,36 Callahan et al., 2003 FRA10G 10q11.2 10q11.21 10q11.22 45,577 46,174 0.597 x / x x x 80 41,63 14,61 10,06 7,18 Im Rahmen dieser Arbeit FRA10D 10q22.1 10q22.3 79,688 79,845 single FISH x / – x – – 48,11 18,41 10,87 8,51 Thorland et al., 2003 FRA10E 10q25.2 10q25.2 112,963 113,137 0,174 – / – - - - 40,22 24,23 7,87 10,77 Zlotorynski et al., 2003 FRA10F 10q26.1 10q26.13 10q26.2 126,244 128,539 2,295 – / – x x 2 44,26 18,65 13,18 5,49 Li et al., in press; In dieser Arbeit FRA11E 11p13 11p13 11p13 31,922 33,985 2,063 – / – x – 1 41,6 18,69 19,79 6,95 Bester et al., 2007 FRA11F 11q14.2 11q14.1 11q14.3 83,932 91,370 7,438 – / x x – 20 37,4 Lit. 27,30 10 7,90 Reshmi et al., 2007 FRA11G 11q23.3 11q23.2 11q23.3 113,120 117,669 4,549 – / – x – 1 44,39 17,81 15,13 5,95 Fechter et al., 2007a FRA13A 13q13.2 13q13.2 13q13.3 34,444 35,081 0,637 – / – x – 5 34,81 Lit. 35,3 6 2,6 Savelyeva et al., 2006 FRA13C 13q21.2 13q21.2~31 13q21.32 60,475 64,789 4,314 – / x x – 2 34,49 25,01 5,73 14,25 Im Rahmen dieser Arbeit FRA13E 13q22 13q22.1 13q22.3 72,184 75,284 3,100 – / – x – 1 38,21 19,57 12,2 7,61 Fechter et al., 2007b FRA14B 14q23 14q23.2 14q24.1 63,629 68,130 4,501 – / – x – 1 41,22 19,93 16,21 7,39 Im Rahmen dieser Arbeit FRA14C 14q24.1 14q24.1 68,430 single FISH – / – x – 2 k.a k.a k.a k.a Ferber et al., 2003 FRA15A 15q23 15q23 69,840 single FISH – / – x – – k.a k.a k.a k.a Ferber et al., 2003 8 Anhang: Tab. 18A CLXXXV FS GTG/DAPI Molekularzytog. Lokal.. Mbp start/stop Ausdehnung in Mbp ITS/ OR CNV/ INDEL gap SD (%) GCGehalt (%) LINEs % SINEs % LTRs % Referenz 15q22.2 58,868 single FISH – / – k.a k.a k.a k.a Zhu et al., 2006 FRA16C 16q22.1 16q21 63,914 single FISH x / – x – 1 k.a k.a k.a k.a Zlotorynski et al., 2003 FRA16C 16q22.1 16q22.1 16q22.3 68,592 72,036 3,444 – / – x – 1 43,86 16,55 21,33 5,44 Im Rahmen dieser Arbeit FRA16D 16q23.2 16q23.1 16q23.1 76,596 77,579 0,983 – / – x – – 42,45 7,01 18,24 7,67 Mangelsdorf et al., 2000 16q23.2 16q23.1 16q23.1 76,161 77,682 1,521 – / – x – – 40,79 7,45 18,43 8,50 Krummel et al., 2000 FRA17B 17q23.1 17q23.1 55,254 single FISH – / – x – – Thorland et al., 2003 FRA18A 18q12.2 18q12.2 32,376 32,553 0,177 – / – x – – 41,87 23,45 8,1 5,20 Ruiz-Herrera et al., 2004 FRA18B 18q21.3 18q21.33 57,340 single FISH – / – x – – k.a k.a k.a k.a Ruiz-Herrera et al., 2004 FRA18B 18q21.3 18q21.32 56,064 57,340 1,276 – / – x – – 36,56 24,05 7,29 8,67 Im Rahmen dieser Arbeit FRA18C 18q22 18q22.2 65,506 65,661 0,155 – / – x – – 36,48 15,01 7,88 8,98 Debacker et al., 2007 FRAXB Xp22.31 Xp22.31 6,605 7,435 0,830 – / – x – 6 40,79 12,05 10,05 13,93 Arlt et al., 2002 Legende (von li. nach re.): Benennung der FS, zytogenetische und molekularzytogenetische Kartierung, FS-Ausdehnung (Mbp), Vorhandensein von ITS/OR, CNV/INDEL, gap und SD (in %) innerhalb der FS-Region, GC-Gehalt, Repeatanalyse (LINEs, SINEs, LTRs in %) und Referenz. k.a.: keine Angaben; Lit.: aus entsprechenden Veröffentlichungen übernommen Hellblau: Teilkartierung Dunkelblau: exakte Kartierung Weiß: Einzelhybridisierungen von BACs/YACs bzw. fragliche exakte Kartierung 8 Anhang: Tab. 19A C LXXXVI 19A Zusätzliche evolutionäre Bp im Bereich von FS (nach UCSC 2006). Cytogenet. Lokalisation cFS (Aph. induz.) Mbp start stop evol. BP (Quelle) Typ (Größe in Mbp) Mbp start stop 1p36.2 FRA1A 12,112 x10 inv PPY 13,246 14,89 0,109 13,355 1p32 (1p32.3) FRA1B 55,214 - - - - 1p22 (1p22.2) FRA1D 88,092 x10 gap Pan 89,562 0,033 89,595 x10 gap PPY 89,638 0,043 89,681 1p21.2 (1p21.3) FRA1E 95,578 x10 gap Pan 105,602 98,197 0,049 105,651 1q21 FRA1F 146,15 x10 gap Pan 105,164 148,89 0,018 105,182 x10 inv Pan 105,164 17,366 105,181 x10 gap PPY 146,092 0,186 146,278 x10 gap PPY 146,475 1,308 147,784 x10 gap PPY 147,904 0,053 147,958 x10 gap PPY 147,986 0,069 148,056 x10 gap Pan 146,101 0,200 146,301 x10 gap Pan 146,329 0,506 146,835 x10 gap Pan 146,927 0,356 147,283 x10 gap Pan 147,59 0,385 147,974 x10 gap PPY 144,094 560,662 144,655 x10 gap Pan 143,628 897,361 144,525 x10 inv PTR 120,396 25,838 146,234 1q31 FRA1K 190,84 x10 inv PPY 192,478 192,58 0,157 192,635 1q42 FRA1H 214,18 x10 gap Pan/PPY 222,143 (1q41-1q42.12) 224,81 0,152 222,295 2p14 FRA2E 67,154 x10 gap PPY 69,08 ( 2p13) 0,165 69,246 2q21.3- FRA2F 136,52 x10 gap PPY 134,493 8 Anhang: Tab. 19A C LXXXVII Cytogenet. Lokalisation cFS (Aph. induz.) Mbp start stop evol. BP (Quelle) Typ (Größe in Mbp) Mbp start stop 2q22.1 139,49 0,048 134,541 x10 gap PPY 137,089 74,117 137,163 2q31 FRA2G 169,21 x10 gap PPY 174,003 (2q24.3-2q31.1) 170,18 0,105 174,108 2q32.1 FRA2H 183,43 x10 gap PPY 188,191 189,31 0,079 188,27 2q37 FRA2J 233,99 x10 gap PPY 234,826 (2q37.1-2q37.3) 241,22 0,105 234,931 x10 gap PPY 239,421 0,034 239,455 x10 gap Pan 239,421 0,033 239,454 3p14.2 FRA3B 59,701 x10 gap Pan/PPY 66,116 (3p14.1) 63,86 0,26 66,376 4p51 FRA4D 31,774 x10 gap Pan/PPY 31,421 32,138 0,07 31,492 x10 gap PPY 31,715 0,051 31,766 4q21.2 FRA4I 84,003 x10 gap Pan 74,455 86,36 11,727 86,182 4q22 FRA4F 88,364 x10 gap PPY 89,612 (4q22.1-4q22.3) 94,011 0,042 89,654 4q31.2 FRA4C 144,13 x10 gap PPY 145,107 148,08 0,103 145,21 5p15-5p14 FRA5E 18,466 x10 gap PPY 17,581 25,444 0,066 17,647 x10 gap Pan 17,58 0,043 17,624 x10 inv Pan 18,589 0,272 21,307 x10 inv Pan 21,596 47,33 68,926 x4 inv PTR 18,466 0,139 18,605 5q15-5q21 FRA5D/B 93,747 x10 gap Pan 96,691 98,229 0,029 96,72 x10 inv Pan 70,69 25,257 95,947 5q31.1 FRA5C 133,09 x10 gap PPY 131,215 134,47 0,063 131,278 x10 gap Pan/PPY 135,127 0,032 135,16 5q35 FRA5G 171,05 x10 gap PPY 174,98 171,96 0,090 175,071 8 Anhang: Tab. 19A C LXXXVIII Cytogenet. Lokalisation cFS (Aph. induz.) Mbp start stop evol. BP (Quelle) Typ (Größe in Mbp) Mbp start stop x10 gap PPY 175,567 (0,075,526 Mb) 175,642 x10 gap Pan 175,408 (0,035,386 mb) 175,443 6p22.1-6p21.2 FRA6H 27,912 x10 gap PPY 30,069 37,262 0,314 30,383 x10 gap PPY 31,096 0,191 31,288 x10 gap PPY 32,86 0,219 33,08 x10 gap PPY 33,18 0,25 33,431 6p11.2-6p11.1 FRA6I 57,807 x10 gap Pan 57,561 58,547 0,686 58,248 x10 gap PPY 58,363 3,901 62,264 x10 gap Pan 58,865 4,685 63,55 6q21 FRA6F 111,69 - - 112,53 - - - - 6q25.3-6q26 FRA6E 160,1 x10 gap PPY 160,962 163,64 0,025 160,987 x10 gap PPY 161,694 0,035 161,729 x10 gap PPY 162,246 0,041 162,287 7p22 FRA7B 3,527 x6 inv PPY 6,873 5,845 0,215 7,088 x10 inv PPY 5,896 0,085 5,981 x10 gap PPY 6,839 90,599 97,437 x10 inv PPY 7,006 68,982 75,988 7p14.2 FRA7C 38,56 x10 gap PPY 35,916 39,614 0,071 35,987 x10 gap PPY 37,636 0,078 37,714 x10 inv Pan 39,64 1,206 40,846 x10 gap PPY 39,768 0,121 39,889 7q11(.23) FRA7J 67,038 x10 gap PPY 6,839 76,558 90,599 97,437 8 Anhang: Tab. 19A C LXXXIX Cytogenet. Lokalisation cFS (Aph. induz.) Mbp start stop evol. BP (Quelle) Typ (Größe in Mbp) Mbp start stop x10 gap PPY 72,172 0,103 72,275 x10 gap PPY 72,048 0,065 72,113 x10 gap PPY 73,829 0,122 73,95 x10 gap PPY 74,204 0,405 74,61 x10 gap PPY 74,723 0,157 74,88 x10 gap Pan 72,064 0,297 72,361 x10 gap Pan 73,924 0,679 74,604 x6 inv GGO 76,028 0,292 76,32 7q21.2 FRA7E 80,295 x10 gap PPY 6,839 (7q21.11) 84,727 90,599 97,437 x10 gap PPY 85,085 0,125 85,21 7q21.3 X6 inv PPY 97,363 0,047 97,41 7q22.3~31.1 FRA7F+K 106,82 x10 gap PPY 110,978 111,83 (0,044 111,022 x10 gap PPY 105,014 0,576 105,59 7q31.2 FRA7G 112,02 x10 gap PPY 115,742 (7q31.1-7q31.2) 116,23 (0,066 115,808 7q32.2 FRA7H 129,96 x10 gap PPY 131,896 130,38 0,048 131,944 7q34-7q35 FRA7M 139,13 x10 gap PPY 141,125 144,23 0,045 141,171 x10 inv Pan/PPY 142,994 0,141 143,136 7q36 FRA7I 151,57 x10 gap PPY 153,902 153,9 0,1 154,002 x10 gap PPY 143,515 0,109 143,624 x10 gap Pan 143,486 0,143 143,629 x10 inv PPY 149,332 0,164 149,496 x10 gap PPY 149,535 0,105 149,64 8q24.1 FRA8C 124,237 x10 gap PPY 128,709 8 Anhang: Tab. 19A C XC Cytogenet. Lokalisation cFS (Aph. induz.) Mbp start stop evol. BP (Quelle) Typ (Größe in Mbp) Mbp start stop 128,490 0,021 128,73 x10 gap PPY 124,503 0,09 124,592 x10 gap PPY 126,96 0,053 127,013 9p22 FRA9G 17,136 - - 17,489 - - 9q22.1 FRA9D 87,398 x10 gap Pan 87,648 87,753 0,024 87,672 x10 gap PPY 88,316 0,095 88,326 x10 inv PPY 89,915 0,03 89,945 x10 gap Pan 89,639 0,034 89,673 x10 inv Pan 89,771 0,068 89,839 x10 inv Pan 89,915 0,029 89,944 9q32 FRA9E 108,39 x10 gap PPY 117,779 (9q31.2-9q33.1) 118,08 0,061 117,84 10q11.2 FRA10G 45,577 x10 inv Pan 46,182 (10q11.21- 10q11.22) 46,174 0,028 46,210 x10 gap PPY 45,622 0,79 46,412 x10 gap PPY 46,669 0,336 47,005 x10 gap PPY 47,108 0,335 47,443 x10 gap PPY 47,452 0,45 47,902 x10 gap Pan 45,746 0,532 46,279 x10 gap Pan 46,828 0,24 47,068 x10 gap Pan 47,443 0,287 47,730 10q22.1 FRA10D 79,688 x10 gap PPY 75,794 (10q22.3) 79,845 5,137 80,931 x10 inv PPY 81,283 0,062 81,345 x10 inv Pan 81,015 0,065 81,08 x10 inv Pan 81,294 0,097 81,391 8 Anhang: Tab. 19A C XCI Cytogenet. Lokalisation cFS (Aph. induz.) Mbp start stop evol. BP (Quelle) Typ (Größe in Mbp) Mbp start stop 10q25.2 FRA10E 112,96 - - 113,14 - - 10q26.1 FRA10F 126,24 x10 gap PPY 128,598 (10q26.13-10q26.2) 128,54 0,059 128,656 x10 gap Pan 125,859 0,05 125,909 x10 gap PPY 120,601 0,047 120,648 11p13 FRA11E 31,922 x10 gap PPY 33,351 33,985 0,033 33,384 11q14.2 FRA11F 83,932 x10 gap PPY 88,273 (11q14.1-11q14.3) 91,37 0,066 88,339 x10 inv PPY 89,415 0,055 89,470 x10 inv Pan 89,123 0,041 89,164 x10 gap Pan 89,308 0,162 89,470 11q23.3 FRA11G 113,12 - - (11q23.2) 117,67 - - 13q13.2 FRA13A 34,444 - - (13q13.2-13q13.3) 35,081 - - 13q21.2 FRA13C/B 60,475 x10 gap PPY 60,561 (13q21.2-13q21.32) 64,789 0,077 60,638 x10 gap PPY 60,893 0,054 60,946 x10 gap PPY 63,189 0,042 63,231 13q22 FRA13E 72,184 x10 gap PPY 75,532 13q22.1-13q22.3) 75,284 0,038 75,57 x10 gap PPY 75,705 0,061 75,766 14q23 FRA14B 63,629 x10 gap PPY 63,371 (14q23.2-14q24.1) 68,13 0,026 63,397 x10 gap PPY 64,784 0,022 64,807 x10 gap PPY 65,509 0,026 65,534 14q24.1 FRA14C 68,43 - - - - - - 16q22.1 FRA16C 58,592 x10 gap PPY 68,584 (16q22.1-16q22.3) 72,036 0,055 68,639 x10 inv PPY 68,667 0,348 69,015 8 Anhang: Tab. 19A C XCII Cytogenet. Lokalisation cFS (Aph. induz.) Mbp start stop evol. BP (Quelle) Typ (Größe in Mbp) Mbp start stop x10 gap PPY 68,535 0,481 69,016 x10 inv PPY 69,017 3,902 72,919 x10 gap Pan 68,546 0,035 68,582 x10 gap Pan 68,657 0,046 68,704 x10 gap Pan 68,766 0,032 68,797 16q23.2 FRA16D 76,596 x10 gap PPY 75,136 (16q23.1-16q23.2) 77,579 0,031 75,167 18q12.2 FRA18A 32,376 - - 32,553 - - 18q21.3 FRA18B 56,064 x10 gap PPY 56,114 (18q21.32) 57,34 0,016 56,130 x10 gap PPY 57,525 0,012 57,537 18q22 FRA18C 65,506 x10 gap PPY 67,106 (18q22.2) 65,661 0,050 67,156 Xp22.31 FRAXB 6,605 - - (Xq22.32-Xq22.31) 7,435 - - Legende (von li. nach re.): Zytogenetische Lokalisation, FS, Ausdehnung in Mbp, evolutionärer Bp vorhanden mit Literaturangabe, Typ der evolutionären chromosomalen Veränderung und Größe in Mbp und Ausdehnung in Mbp. 10: UCSC 2006 4: Gross et al., 2006 6: Müller et al., 2004 9 Lebenslauf CXCIII 9 Kurzer wissenschaftlicher Lebenslauf mit Publikationen Name, Vorname : Kristin Mrasek, geb. Nennstiel Geburtsdatum: 08.08.1972 Geburtsort: Mühlhausen/Th. Familienstand: verheiratet ein Kind Staatsangehörigkeit: deutsch Schul- und Berufsausbildung: Grundschule: 09/1979 - 08/1983 Grundschule in Niederdorla Weiterführende Schulen: 09/1983 - 08/1989 Artur-Becker-Oberschule in Oberdorla 09/1993 - 07/1996 Thüringenkolleg Weimar –Abschluss Allg. Hochschulreife Berufsausbildung: 09/1989 - 08/1992 Ausbildung zur Medizinisch Technischen Assistentin (MTA) an der medizinischen Fachschule Erfurt Universität: 10/1996 - 10/2001 Biologiestudium an der Friedrich- Schiller- Universität Jena (FSU) Abschluß: Diplom; Dipl.-Arbeit am Institut für Humangenetik und Anthropologie der Friedrich- Schiller- Universität Jena; Thema der Diplomarbeit: Vergleichende molekularzytogenetische Untersuchung der Karyotypen von Homo sapiens (HSA), Gorilla gorilla (GGO) und Hylobates lar (HLA) mittels multicolorbanding (MCB). Berufliche Stationen: 12/1992 - 08/1993 MTA einer urologischen Praxis in Fürth 10/2001 - 11/2001 Hilfswissenschaftler am Institut für Humangenetik und Anthropologie Jena 11/2001 - 01/2003 Schwangerschafts- und Erziehungsurlaub 02/2003 - 12/2004 wissenschaftliche Angestellte am Institut für Humangenetik & Anthropologie Jena 01/2005 - 01/2005 Hilfswissenschaftler am Institut für Humangenetik und Anthropologie Jena 02/2005 - 08/2005 wissenschaftliche Angestellte am Institut für Humangenetik & Anthropologie Jena 09/2005 - 08/2008 Promotionsstipendiatin des Evangelischen Studienwerks Villigst seit 09/2008 Schwangerschaftsvertretung in der Abteilung Tumorgenetik des Institutes für Humangenetik & Anthropologie Jena Preise: Poster-Preis des 3. European Cytogenetic Conference, Paris 07.-10.07.2001 10 Publikationen CXCIV 10 Publikationsliste K Mrasek, A Heller, N Rubtsov, V Trifonov, H Starke, M Rocchi, U Claussen, T Liehr. Reconstruction of the female Gorilla gorilla karyotype by Zoo-FISH using 25-color FISH and multicolor banding (MCB). Cytogenet Cell Genet 2001, Vol 93, pp 242-248. T Liehr, A Heller, H Starke, N Rubtsov, V Trifonov, K Mrasek, A Weise, A Kuechler, U Claussen. Microdissection based high resolution multicolor banding (MCB) for all 24 human chromosomes. Int J Mol Med 2002, Vol 9, pp 335-339. T Liehr, A Nietzel, H Starke, A Heller, A Weise, K Mrasek, U Claussen. Characterization of small human marker chromosomes by centromere-specific multicolor-FISH (cenM-FISH) and high resolution multicolor banding (MCB). ECA-newsletter 2002, Vol 10, pp 3-8. T Liehr, A Weise, A Heller, H Starke, K Mrasek, A Kuechler, H-UG Weier, U Claussen. Multicolor chromosome banding (MCB) with YAC/BAC-based probes and region-specific microdissection DNA libraries. Cytogenet Genome Res 2002, Vol 97, pp 43-47. K Mrasek, A Heller, N Rubtsov, V Trifonov, H Starke, U Claussen, T Liehr. Detailed Hylobates lar karyotype defined by 25-color FISH and multicolor banding. Int J Mol Med, Int J Mol Med 2003, Vol 12, pp 139-146. H Starke, A Nietzel, A Weise, A Heller, K Mrasek, B Belitz, C Kelbova, M Volleth, B Albrecht, B Mitulla, R Trappe, I Bartels, S Adolph, A Dufke, S Singer, M Stumm, R-D Wegner, J Seidel, A Schmidt, A Kuechler, I Schreyer, U Claussen, F von Eggeling, T Liehr. Small supernumerary marker chromosomes (SMC): genotype-phenotype correlation and classification. Hum Genet 2003, Vol 114, pp 51-67. A Weise, A Heller, H Starke, K Mrasek, A Kuechler, BL Pool-Zobel, U Claussen, T Liehr. Multitude multicolor chromosome banding (mMCB)- a comprehensive one-step multicolor FISH banding method. Cytogenet Genome Res 2003, Vol 103, pp 34-39. T Liehr, A Nietzel, A Weise, K Mrasek, F von Eggeling, U Claussen, H Starke. A strategy for the characterization of small supernumerary marker chromosomes (SMC). Balk J Med Gen 2003, Vol 6, pp 69-72. T Liehr, K Mrasek, A Weise, A Kuechler, F von Eggeling, U Claussen, H Starke. Characterization of small supernumerary marker chromosomes (sSMC) in human. Current Genomics 2004, Vol 5, pp 279- 286. J Camps, K Mrasek, E Prat, A Weise, H Starke, J Egozcue, R Miró, T Liehr. Molecular cytogenetic characterisation of the colorectal cancer cell line SW480. Oncol Rep 2004, Vol 11, pp 1215-1218. H Lehrer, A Weise, S Michel, H Starke, K Mrasek, A Heller, A Kuechler, U Claussen, T Liehr. The hierarchically organized splitting of chromosomal bands into sub-bands analyzed by multicolor banding (MCB). Cytogenet Genome Res 2004, Vol 105, pp 25-28. C Rudolph, D Steinemann, N Von Neuhoff, D Gadzicki, T Ripperger, HG Drexler, K Mrasek, T Liehr, U Claussen, M Emura, E Schröck, B Schlegelberger. Molecular cytogenetic characterization of the mantle cell lymphoma cell line GRANTA-519. Cancer Genet Cytogenet 2004; Vol 153, pp 144-150. A Weise, H Starke, K Mrasek, U Claussen, T Liehr. 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Claussen danke ich für die Ermöglichung der Durchführung dieser Arbeit am Institut für Humangenetik und Anthropologie der Friedrich-Schiller-Universität, Jena und für seine Anregungen und stetige Diskussionsbereitschaft. Mein ganz besonderer Dank gilt Herrn PD Dr. rer. nat. med. habil. T. Liehr für seine hilfsbereite Unterstützung, für seine vielen praktischen Anregungen und den anregenden Diskussionen. Ebenfalls besonderer Dank gilt Frau Dr. A. Weise für ihre immerwährende Hilfsbereitschaft in praktischen Angelegenheiten, ihren vielen Anregungen bezüglich dieses Themas, der Ermunterung, Dinge auch mal aus einer anderen Perspektive zu betrachten und ihrer Freundschaft. Ich möchte mich bei allen Mitarbeitern des Institutes bedanken, die mich während der Durchführung dieser Arbeit unterstützt haben. Besonders danken möchte ich meiner Diplomandin Frau Britta Franze, der Fachhochschulabsolventin Frau Anne-Christin Teichmann sowie meinen Medizin-Doktorandinnen Frau Katja Behr und Frau Christiane Schoder, welche ihre jeweiligen Arbeiten teilweise im Rahmen dieser Dissertation durchgeführt haben. Weiterhin möchte ich allen Mitarbeitern des molekularzytogenetischen Labors Dank sagen für die Hilfsbereitschaft und praktischen Hilfestellungen sowie für die sehr gute Arbeitsatmosphäre. Besonderer Dank gilt hierbei Frau Monika Ziegler für ihre stetige Ermunterung und Hilfsbereitschaft, sowie Frau Dr. Nadezka Kosjakowa für ihre Hilfe bei der Durchführung der Mikrosezierung. Für die Aufarbeitung der Zellsuspensionen danke ich der zytogenetischen Arbeitsgruppe, Frau Großwendt, Frau Kittner, Frau Neumann und Frau Prechtel. Frau Anja Kirschner und ihrer Familie für das Korrekturlesen recht herzlichen Dank. Für die Bereitstellung des verwendeten DOP-Primers danke ich Herrn Dr. Birch-Hirschfeld vom Institut für Virologie, Jena. Bedanken möchte ich mich für die finanzielle Unterstützung dieses Promotionsprojektes im Rahmen eines Stipendium bei dem Evangelischen Studienwerkes Villigst e.V.. Danke für die sehr gute Zusammenarbeit und die offene und menschliche Atmosphäre. Weiterhin möchte ich mich bedanken für die finanzielle Unterstützung eines Studienaufenthaltes am Baylor College of Medicin in Houston/Texas bei dem Boehringer Ingelheim Fonds. Ein ganz besonderer und herzlicher Dank gilt meinem Mann und meiner Tochter für ihre stetige und liebevolle Unterstützung, für ihre Geduld und Aufmunterung in schwierigen Situationen. Des Weiteren herzlichen Dank an meine Familie, besonders meinen Eltern und Schwiegereltern, für ihre Unterstützung und Hilfsbereitschaft. 12 Eidesstattliche Erklärung 12 Eidesstattliche Erklärung Hiermit versichere ich, dass ich die vorliegende Arbeit selbständig und nur unter der Verwendung der angegebenen Hilfsmittel angefertigt habe. Jena, den 03.01.2009 Kristin Mrasek